Главная \ 3. Пробиотики \ Бифидобактерии \ Бифидобактерии и бутират

Бифидобактерии и бутират

Бифидобактерии и бутират-продуцирующие бактерии толстой кишки: Значение и стратегии их стимуляции в кишечнике человека

Перекрестный эффект питания между бифидобактериями и бактериями, продуцирующими бутират.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

СОДЕРЖАНИЕ

Резюме

С увеличением количества доказательств, связывающих определенные заболевания человеческого организма с нарушением микробиоты кишечника, растет интерес к соединениям, которые положительно влияют на ее состав и активность посредством диеты. Помимо потребления пробиотиков для стимуляции благоприятных бактериальных сообществ в желудочно-кишечном тракте человека, можно употреблять пребиотики, такие как фруктаны инулинового типа (ITF) и арабиноксилан-олигосахариды (AXOS), для увеличения количества бифидобактерий в толстой кишке. Бифидобактериям приписывают несколько функций, включая разложение неперевариваемых углеводов, защиту от патогенов, выработку витамина B, антиоксидантов и конъюгированных линолевых кислот, а также стимуляцию иммунной системы. В течение жизни количество бифидобактерий снижается с 90% от общей микробиоты толстой кишки вагинально рожденных младенцев, находящихся на грудном вскармливании, до <5% в толстой кишке взрослых, и еще больше снижается у пожилых людей, а также у пациентов с некоторыми расстройствами, такими как антибиотик-ассоциированная диарея, воспалительные заболевания кишечника, синдром раздраженного кишечника, ожирение, аллергия и регрессивный аутизм. Было высказано предположение, что бифидогенные эффекты ITF и AXOS являются результатом специфических для каждого штамма, но взаимодополняющих механизмов деградации углеводов в сотрудничающих консорциумах бифидобактерий. Помимо бифидогенного эффекта, ITF и AXOS также обладают бутирогенным эффектом в толстой кишке человека, т.е. усилением выработки бутирата в толстой кишке. Бутират является важным метаболитом в толстой кишке человека, поскольку он является предпочтительным источником энергии для эпителиальных клеток толстой кишки, способствует поддержанию барьерных функций кишечника и обладает иммуномодулирующими и противовоспалительными свойствами. Было показано, что бутирогенные эффекты ITF и AXOS являются результатом перекрестного взаимодействия между бифидобактериями и продуцирующими бутират бактериями толстой кишки, такими как Faecalibacterium prausnitzii (клостридиальный кластер IV) и видами Anaerostipes, Eubacterium и Roseburia (клостридиальный кластер XIVa). Подобные взаимодействия, возможно, способствуют сосуществованию штаммов бифидобактерий с другими бифидобактериями и с бактериями, продуцирующими бутират, в толстой кишке человека.

Вступление

Принимая во внимание, что микробиота кишечника человека в прошлом изучалась главным образом в контексте инфекционных заболеваний, сегодня известно, что это огромное количество микроорганизмов играет незаменимую роль в нормальном развитии и функционировании человеческого организма (122; 153). В желудочно-кишечном тракте взрослого человека толстая кишка содержит наиболее плотную (>1011 бактерий на мл содержимого просвета) и метаболически активную микробиоту (рис. 1; 184; 131). Огромное количество генов (более чем в 100 раз превышающее количество генов генома человека), кодируемых этой микробиотой, существенно расширяет биохимические и метаболические возможности хозяина (5; 131). Примерами поддерживающих функций кишечной микробиоты человека являются разложение неперевариваемых пищевых соединений; трансформация токсичных соединений; а также выработка необходимых витаминов, важных конечных продуктов метаболизма и защитных бактериоцинов (153). Конечные продукты метаболизма микроорганизмов, на долю которых приходится треть метаболитов, присутствующих в крови человека, играют важную роль в гомеостазе кишечника и оказывают влияние на метаболизм и здоровье хозяина (185; 81; 103; 150; 134). Ацетат, бутират и пропионат короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs) (обычно встречающиеся в соотношении 3:1:1) являются количественно (общая концентрация 50-150 мМ) и метаболически наиболее важными микробными конечными продуктами процесса ферментации в толстой кишке человека (103), поскольку они проявляют ряд физиологических эффектов (таблица 1).

Пространственное распределение и концентрации бактерий в желудочно-кишечном тракте человека

Рис. 1. Пространственное распределение и концентрации бактерий в желудочно-кишечном тракте человека (159). Перечень доминантных родов в желудке, тонком кишечнике и толстой кишке основан на исследованиях последовательности генов 16S рРНК (156, 189, 28, 181).

Таблица 1. Обзор физиологических эффектов ацетата, пропионата и бутирата короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs), продуцируемых бактериями толстой кишки человека (78; 1; 79; 104; 19; 103; 158).

SCFA
Физиологический эффект
Ацетат CH3-COO
Достигает воротной вены и метаболизируется в различных тканях.
Кишечные эффекты
Является второстепенным источником энергии для эпителиальных клеток толстой кишки.
Снижает pH толстой кишки (что снижает растворимость солей желчных кислот, увеличивает абсорбцию минералов, уменьшает абсорбцию аммиака и подавляет рост патогенов)
Обладает противовоспалительным действием
Увеличивает кровоток в толстой кишке и поглощение кислорода.
Используется видами перекрестного питания в качестве совместного субстрата для производства бутирата.
Другие эффекты
Является субстратом для биосинтеза холестерина и жирных кислот в печени.
Является источником энергии для мышечной и мозговой ткани.
Пропионат
CH3-CH2-COO
Достигает воротной вены и затем поглощается печенью.
Кишечные эффекты
Является второстепенным источником энергии для эпителиальных клеток толстой кишки.
Снижает pH толстой кишки (что снижает растворимость солей желчных кислот, увеличивает абсорбцию минералов, уменьшает абсорбцию аммиака и подавляет рост патогенов)
Предотвращает пролиферацию и индуцирует апоптоз клеток колоректального рака.
Взаимодействует с иммунной системой
Обладает противовоспалительным действием
Другие эффекты
Способствует насыщению
Снижает уровень холестерина в крови
Уменьшает липогенез в печени
Улучшает чувствительность к инсулину
Бутират CH3-CH2-CH2-COO
В основном поглощается эпителиальными клетками толстой кишки, лишь небольшие количества достигают воротной вены и системного кровообращения.
Кишечные эффекты
Является предпочтительным источником энергии для эпителиальных клеток толстой кишки.
Снижает pH толстой кишки (что снижает растворимость солей желчных кислот, увеличивает абсорбцию минералов, уменьшает абсорбцию аммиака и подавляет рост патогенов)
Стимулирует пролиферацию нормальных эпителиальных клеток толстой кишки.
Предотвращает пролиферацию и индуцирует апоптоз клеток колоректального рака.
Влияет на экспрессию генов эпителиальных клеток толстой кишки.
Играет защитную роль против рака толстой кишки и колита.
Улучшает барьерную функцию кишечника за счет стимуляции образования муцина, антимикробных пептидов и белков плотных соединений.
Взаимодействует с иммунной системой
Обладает противовоспалительным действием
Стимулирует всасывание воды и натрия.
Снижает окислительный стресс в толстой кишке
Другие эффекты
Способствует насыщению

Изменения в составе микробиоты кишечника связаны с нарушением барьерных функций кишечника, повышением проницаемости кишечника и увеличением концентрации липополисахаридов в плазме (т. е. метаболической эндотоксемией), что вызывает вялотекущее воспаление, провоцирующее развитие ожирения и метаболического синдрома (17). Также другие расстройства, такие как воспалительные заболевания кишечника (ВЗК, включая болезнь Крона и язвенный колит), синдром раздраженного кишечника (СРК), колоректальный рак и аллергии, были связаны с изменениями в составе микробиоты кишечника (30; 99). В последние годы даже была установлена связь между составом микробиоты кишечника и поведенческими расстройствами, такими как депрессия, тревожное расстройство, регрессивный аутизм и шизофрения (23, 13, 35). Однако, в то время как все больше исследований на животных подтверждают причинно-следственные связи между изменениями состава микробиоты кишечника и некоторыми расстройствами (как в случае с ожирением; 135), для людей пока не доказано, могут ли изменения состава микробиоты кишечника вызывать расстройства или эти изменения являются следствием самих расстройств (30).

В последние годы несколько отдельных членов микробиоты кишечника человека привлекли особое внимание из-за их специального метаболизма и центральной роли в гомеостазе кишечника, а также потому, что их потеря отрицательно влияет на оставшиеся микроорганизмы и/или здоровье хозяина. Виды Bifidobacterium являются одним из таких видов бактерий, которые выполняют важные функции в толстой кишке человека (98; 140). Уменьшение количества этих видов в толстой кишке связано с несколькими расстройствами. Более того, было показано, что они взаимодействуют с другими бактериями толстой кишки, такими как бактерии, продуцирующие бутират, путем перекрестного питания. Кроме того, снижение концентрации бутирата и уменьшение количества производителей бутирата в толстой кишке человека связаны с расстройствами. Поэтому эти знания послужили стимулом для разработки подходов к стимулированию роста и/или активности бифидобактерий, т.е. бифидогенного эффекта, и бутират-продуцирующих толстокишечных бактерий, т.е. бутирогенного эффекта, в толстой кишке человека. Наиболее распространенные способы вызвать бифидогенный и бутирогенный эффекты связаны с употреблением пробиотиков и пребиотиков.

БИФИДОБАКТЕРИИ И БУТИРАТ-ПРОДУЦИРУЮЩИЕ БАКТЕРИИ ТОЛСТОЙ КИШКИ

Виды бифидобактерий

Общие аспекты

Бифидобактерии — это грамположительные анаэробные сахаролитические бактерии, принадлежащие к типу актинобактерий; они в основном встречаются в желудочно-кишечном тракте млекопитающих, птиц и насекомых, но также присутствуют в сточных водах, грудном молоке человека, кисломолочных продуктах, сырах и водном кефире (12; 90; 97; 96). Типичный геном бифидобактерий имеет средний размер от 2,0 до 2,8 Mb и характеризуется высоким содержанием гуанина и цитозина, а также многочисленными генами, участвующими в поглощении и расщеплении углеводов как из рациона, так и из организма хозяина (176). Бифидобактерии являются одними из первых бактерий, колонизирующих желудочно-кишечный тракт человека и достигающих своей наибольшей доли в толстой кишке (до 90% от общей микробиоты толстой кишки у детей на грудном вскармливании, родившихся естественным путем) в течение первых 12 месяцев жизни (155; 162). Это количество значительно снижается с течением времени до <5% у взрослых и еще больше снижается у пожилых людей (4; 38). На момент написания этой статьи род Bifidobacterium насчитывал 51 вид (53, 54; 96), среди которых Bifidobacterium longum, Bifidobacterium animalis, Bifidobacterium adolescentis, Bifidobacterium bifidum, Bifidobacterium catenulatum, Bifidobacterium pseudocatenulatum, Bifidobacterium breve, Bifidobacterium pseudolongum, Bifidobacterium gallicum, Bifidobacterium angulatum и Bifidobacterium faecal встречаются в толстой кишке человека (161; 175; 21). В целом, B. bifidum и B. longum являются доминирующими видами у младенцев, тогда как B. adolescentis и B. longum доминируют в микробиоте кишечника взрослых (162). Количественный ПЦР-анализ образцов фекалий 42 здоровых взрослых бельгийцев показал, что фекальная микробиота взрослых содержит от нуля до четырех (в среднем двух) различных видов бифидобактерий, среди которых B. longum (присутствует у 90% взрослых), Наиболее часто выявляемые виды — B. adolescentis (присутствует у 79% взрослых) и B. catenulatum (присутствует у 38% взрослых) (85).

Функциональная роль в толстой кишке

Из растущего числа научных данных, связывающих снижение количества бифидобактерий с заболеваниями, следует, что эти виды оказывают непропорционально большое влияние на толстую кишку человека по сравнению с их относительно низкой численностью у взрослых. Так, снижение относительной численности видов бифидобактерий в толстой кишке человека было связано с антибиотико-ассоциированной диареей, СРК, ВЗК, ожирением, аллергией и регрессивным аутизмом (33; 74). Примеры функций, выполняемых бифидобактериями, включают производство и/или высвобождение витаминов группы B, антиоксидантов, полифенолов и конъюгированных линолевых кислот; созревание иммунной системы в раннем возрасте и сохранение иммунного гомеостаза в течение жизни; сохранение барьерных функций кишечника и защита от патогенов за счет выработки бактериоцинов, снижения pH в просвете за счет выработки кислот и блокирования адгезии патогенов к слизистой оболочке кишечника (98; 71, 70; 140; 64). Однако эти функции не характерны для рода Bifidobacterium или отдельных видов, а скорее штаммоспецифичны. Другой важной функцией рода бифидобактерий, которая способствует гомеостазу кишечника и здоровью хозяина, является выработка ацетата и лактата во время ферментации углеводов, органических кислот, которые, в свою очередь, могут превращаться в бутират другими бактериями толстой кишки посредством перекрестного питания (таблица 1; 31; 32; 136).

Метаболизм

Бифидобактерии обладают строго ферментативным метаболизмом, то есть получают энергию в виде АТФ путем субстратного фосфорилирования в процессе анаэробного расщепления углеводов, и играют важную роль в толстой кишке человека в отношении расщепления углеводов, которые не перевариваются и не всасываются в верхних отделах желудочно-кишечного тракта (129; 32). Гликозидгидролазы (EC 3.2.1.x) составляют наиболее важную группу ферментов, которую бактерии толстой кишки используют для расщепления поли- и олигосахаридов до ферментируемых моносахаридов (167; 168). По сравнению с геномом человека, кодирующим только 17 гликозидгидролаз для переваривания пищевых углеводов, геномы бифидобактерий содержат большое количество генов, кодирующих эти карбогидразы (50). Например, геном B. longum NCC2705 содержит 56 генов, кодирующих гликозидгидролазы, один ген, кодирующий углеводную эстеразу (EC 3.1.1.x), но нет генов, кодирующих полисахаридлиазы (EC 4.2.2.x; 145; 101). Бифидобактерии особенно специализируются на эффективном поглощении коротких олигосахаридов клеткой, где они далее разлагаются до моносахаридов, т.е. они демонстрируют преимущественный метаболизм олигосахаридов, что дает им конкурентное преимущество перед другими бактериями толстой кишки, которые расщепляют углеводы внеклеточно (170, 171; 58; 31; 32). Около 5% общего содержания бифидобактериальных генов предназначено для интернализации углеводов через АТФ-связывающие кассетные транспортеры, пермеазы или протонные симпортеры (174). Например, B. longum NCC2705 содержит 15 генов, кодирующих транспортные системы, которые могут участвовать в транспорте олигосахаридов (145; 127). Несколько лабораторных исследований ферментации показали, что бифидобактерии могут использовать различные неперевариваемые углеводы в качестве источников энергии, включая углеводы растительного происхождения (такие как резистентный крахмал, пектин, инулин, арабиноксилан (АХ), целлюлоза и соответствующие им олигосахариды) и вырабатываемые хозяином углеводы (олигосахариды женского молока и муцин), хотя эта способность также зависит от штамма (91; 32; 137; 112; 149).

После проникновения в цитоплазму моносахариды гексозы (например, фруктоза и глюкоза) превращаются в ацетат и лактат с помощью фруктозо-6-фосфатфосфокетолазного пути или т.н. бифидного шунта (32). (прим. ред.: Бифидобактерии используют уникальный путь катаболизма гексозы, при котором образуются в основном ацетат и лактат. Этот путь ферментации, известный как "Бифидобактериальный шунт" или "фруктозо-6-фосфатный путь", дает 3 моля ацетата и 2 моля лактата на 2 моля глюкозы с образованием 5 молей АТФ).

Первоначально бифидобактерии расщепляют с помощью ключевого фермента фруктозо-6-фосфатфосфокетолазы один моль фруктозо-6-фосфата на один моль эритрозо-4-фосфата и один моль ацетилфосфата (рис. 2А). Из эритрозо-4-фосфата и дополнительного моля фруктозо-6-фосфата в результате последовательного действия трансальдолазы и транскетолазы образуется один моль рибозо-5-фосфата и один моль ксилулозо-5-фосфата. Два моля ксилулозо-5-фосфата впоследствии превращаются в два моля ацетилфосфата и два моля глицеральдегид-3-фосфата под действием ксилулозо-5-фосфатфосфокетолазы. Эти два моля ацетилфосфата плюс дополнительный моль ацетилфосфата (вырабатываемого фруктозо-6-фосфатфосфокетолазой) далее преобразуются ацетаткиназой в три моля ацетата, что сопровождается образованием трех молей АТФ. Два моля глицеральдегид-3-фосфата окисляются в два моля пирувата ферментами, участвующими в пути Эмбдена-Мейергофа-Парнаса, что приводит к дополнительному образованию двух молей АТФ. На последней стадии пируват может быть восстановлен в лактат с помощью лактатдегидрогеназы, что сопровождается рециркуляцией NAD+ . Таким образом, при ферментации моносахаридов гексозы образуются ацетат и лактат в теоретическом молярном соотношении 1,5 (ацетата к лактату) и образуется три моля АТФ. Пентозные моносахариды (например, арабиноза и ксилоза) также могут быть доставлены в бифидобактерии путем их превращения в ксилулозо-5-фосфат (рис. 2А). Однако это не сопровождается образованием дополнительного моля ацетата (и, следовательно, никакого дополнительного моля АТФ), как в случае ферментации гексозы, что приводит к конечному теоретическому молярному соотношению ацетата к лактату, равному 1,0, и двум молям АТФ (129; 32). Однако эти теоретические соотношения редко встречаются при бифидобактериальной ферментации углеводов из-за образования формиата, ацетата и этанола из пирувата вместо лактата (рис. 2А), что зависит от доступного источника энергии и нормы ее потребления (125; 170; 169; 171; 59; 32). Образование формиата из пирувата формиатацетилтрансферазой за счет лактата может быть объяснено необходимостью дополнительной выработки АТФ посредством сопутствующего производства ацетата, когда бифидобактерии выращивают на сложных углеводах для улучшения их приспособленности, несмотря на их более низкую скорость роста по сравнению с простыми углеводами. Бифидобактерии также способны продуцировать этанол из ацетил-КоА с помощью бифункциональной альдегид-алкогольдегидрогеназы за счет ацетата, что позволяет продолжать производство пирувата путем регенерации NAD+. Этот сдвиг в метаболизме в сторону от выработки лактата был обнаружен при разложении сложных углеводов, таких как фруктаны инулинового типа (ITF; олигофруктоза и инулин; 170; 59) и арабиноксилан-олигосахариды (AXOS; 137, 136). Бифидобактерии также могут регенерировать NAD+ путем производства сукцината из оксалоацетата, который, в свою очередь, образуется из фосфоенолпирувата (рис. 2А; 169).

Рисунок 2. (А) схематическое изображение ферментации гексоз (глюкозы и фруктозы) и пентоз (арабинозы и ксилозы) бифидобактериями с помощью фруктозо-6-фосфатфосфокетолазного пути или бифид-шунта. (B) схематическое изображение ферментации гексоз (глюкозы и фруктозы) и пентоз (арабинозы и ксилозы) бактериями толстой кишки, продуцирующими бутират, по пути Эмбдена-Мейергофа-Парнаса и пентозофосфатному пути, соответственно, и лактата. Пунктирными линиями обозначены различные стадии. Подчеркнутые метаболиты выводятся во внеклеточную среду. Fdox, окисленный ферредоксин; Fdred, восстановленный ферредоксин; FAD, флавинадениндинуклеотид; ферменты: 1, фруктозо-6-фосфатфосфокетолаза; 2, трансальдолаза; 3, транскетолаза; 4, ксилулозо-5-фосфатфосфокетолаза; 5, ацетаткиназа; 6, лактатдегидрогеназа; 7, формиатацетилтрансфераза; 8, бифункциональная альдегид-алкогольдегидрогеназа; 9, фосфотрансацетилаза; 10, фосфоенолпируваткарбоксилаза; 11, малатдегидрогеназа; 12, фумараза; 13, сукцинатдегидрогеназа; 14, пируват:ферредоксиноксидоредуктаза; 15, пируватформиатлиаза; 16, комплекс бутирил-КоА-дегидрогеназы/флавопротеина, переносящего электроны (Bcd/Etf); 17, бутираткиназа; 18, бутирил-КоА:ацетат-КоА-трансфераза; 19, ферредоксингидрогеназа; и 20, комплекс мембраносвязанной ферредоксиноксидоредуктазы (Rnf).

Виды бактерий толстой кишки, продуцирующие бутират

Общие аспекты

Генно-ориентированные подходы к исследованию бактериальных сообществ, продуцирующих бутират, в микробиоте кишечника человека привели к мнению, что бактерии толстой кишки, продуцирующие бутират, образуют функциональную группу, а не монофилетическую группу. Большинство продуцентов бутирата в толстой кишке человека относятся к типу Firmicutes и, в частности, к клостридиальным кластерам Clostridium IV и XIVa (102; 164; Vital et al., 2014). (прим. ред.: Кластер Clostridium XIVa включает следующие виды: Clostridium, Ruminococcus, Lachnospira, Roseburia, Eubacterium, Coprococcus, Dorea и Butyrivibrio. Кластер Clostridium IV состоит из Clostridium, Ruminococcus, Eubacterium и Anaerofilum).

Клостридиальные кластеры IV и XIVa, продуценты бутирата, - грамположительные, высокочувствительные к кислороду, строго анаэробные сахаролитические бактерии. Два наиболее доминирующих вида бактерий в толстой кишке человека - Faecalibacterium prausnitzii (до 14 % от общей микробиоты кишечника, кластер IV) и Eubacterium rectale (до 13 % от общей микробиоты кишечника, кластер XIVa), как ожидается, вносят значительный вклад в производство бутирата (32; 181). Другими важными видами бактерий, продуцирующих бутират в толстой кишке человека, являются Roseburia spp. (кластер XIVa, такие как Roseburia faecis, Roseburia inulinivorans, Roseburia intestinalis и Roseburia hominis), Eubacterium spp. (кластер XIVa, например Eubacterium hallii), Anaerostipes spp. (кластер XIVa, например Anaerostipes butyraticus, Anaerostipes caccae и Anaerostipes hadrus) и Butyricicoccus pullicaecorum (кластер IV). Некоторые из этих видов (например, E. rectale, F. prausnitzii и R. intestinalis) преимущественно колонизируют слой слизи и, соответственно, повышают биодоступность бутирата для эпителиальных клеток толстой кишки, тогда как другие виды, такие как A. caccae, обитают в основном в просвете толстой кишки (49; 164). В отличие от бифидобактерий, кластеры клостридий IV и XIVa не заселяют толстую кишку в больших количествах сразу после рождения. В случае F. prausnitzii было показано, что их количество в фекалиях младенцев младше 6 месяцев не обнаруживается, немного увеличивается в возрасте от 6 до 24 месяцев, затем внезапно возрастает, достигая пика в позднем детстве и подростковом возрасте, и, наконец, снова снижается в зрелом возрасте и особенно у пожилых людей (114).

Функциональная роль в толстой кишке

Клостридиальные кластеры IV и XIVa в последние годы привлекают большое внимание благодаря своему вкладу в гомеостаз кишечника, сохраняя барьерные функции кишечника и оказывая иммуномодулирующее и противовоспалительное действие (173). Помимо полезных свойств вырабатываемого бутирата (табл. 1), F. prausnitzii продуцирует противовоспалительные пептиды, блокирующие активацию ядерного фактора NF-κB и выработку цитокина IL-8 у мышей, что обеспечивает защиту от химически индуцированного колита (132; 133). В ряде исследований было показано, что численность B. pullicaecorum, E. rectale, F. prausnitzii и/или R. intestinalis заметно снижена у пациентов с ВЗК (116; 42; 66) и что у таких пациентов концентрация бутирата в кале ниже, чем у здоровых людей (109; 118). Меньшее количество продуцентов бутирата было также обнаружено у пациентов с колоректальным раком (186). Поэтому в настоящее время ведется поиск методов стимулирования бутират-продуцирующих видов бактерий толстой кишки человека с помощью диеты (пребиотический подход) или путем перорального введения этих бактерий (пробиотический подход). В медицине чистый бутират в виде таблеток или ректальных клизм используется в качестве терапевтического средства для лечения ВЗК (65).

Метаболизм

Подобно бифидобактериям, члены клостридиальных кластеров IV и XIVa осуществляют ферментативный метаболизм и часто способны анаэробно разлагать широкий спектр неперевариваемых углеводов в толстой кишке человека, включая резистентный крахмал, ITF, ксилоолигосахариды (XOS) и AXOS. (60; 102; 148; 136; 115). Например, геном E. rectale ATCC 33656 кодирует 52 гликозидгидролазы, включая β-фруктофуранозидазы, α-арабинофуранозидазы, β-ксилозидазы, экзоолигоксиланазы, α-амилазы, α- и β-глюкозидазы, α- и β- галактозидазы и целлюлазы (101). Однако внутри клостридиальных кластеров IV и XIVa были обнаружены межродовые вариации, поскольку не все виды и даже штаммы внутри одного вида могут потреблять сложные углеводы в одинаковой степени (60; 148; 115). Большинство бутират-продуцирующих бактерий толстой кишки используют непривилегированный механизм внеклеточной деградации для расщепления олиго- и полисахаридов с выделением моносахаридов во внеклеточную среду. Как было показано в лабораторных экспериментах по порционной ферментации, совместное культивирование таких бутират-продуцирующих бактерий с бифидобактериями, имеющими преимущественный механизм деградации углеводов, может повысить конкурентоспособность бутират-продуцирующих бактерий толстой кишки (61, 60; 32). Например, процент олигофруктозы, потребляемой F. prausnitzii DSM 17677T при совместном культивировании с различными штаммами бифидобактерий, снижался по мере увеличения способности последних к деградации ITF (115).

После интернализации в цитоплазму гексозы и пентозы деградируют до пирувата по пути Эмбдена-Мейерхофа-Парнаса или пентозофосфатному пути, соответственно. Как и другие ферментативные бактерии, клостридии кластеров IV и XIVa, продуценты бутирата, обладают несколькими альтернативными путями образования различных конечных метаболитов из пирувата, в зависимости от вида бактерий, источника углеводов, давления водородного газа и необходимости окислительно-восстановительного баланса. Помимо бутирата, они могут образовывать лактат, формиат, газообразный водород и углекислый газ (рис. 2B). Пируват может восстанавливаться в лактат с помощью лактатдегидрогеназы, что сопровождается рециклированием NAD+ (например, R. inulinivorans и E. rectale; 60; 115). Получение бутирата из пирувата включает превращение пирувата в ацетил-КоА с помощью пируват:ферредоксин оксидоредуктазы с восстановлением ферредоксина и образованием углекислого газа (например, большинство клостридиальных бактерий кишечника кластеров IV и XIVa, продуцирующих бутират; 60; 115) и/или с помощью пируват-формиат-лиазы с образованием формиата (например, F. prausnitzii и E. rectale; 136; 115). Два моля ацетил-КоА затем четырехэтапным путем превращаются в бутирил-КоА, причем последний этап осуществляется с помощью комплекса бутирил-КоА-дегидрогеназа/электронпереносящий флавопротеин, который катализирует NADH + Н+-зависимое восстановление кротонил-КоА в сочетании с восстановлением ферредоксина. Последний этап превращения бутирил-КоА в бутират катализируется либо бутираткиназой (после фосфорилирования бутирил-КоА), либо бутирил-КоА:ацетат-КоА-трансферазой (60,102,107,31,115). Известно, что только несколько бутират-продуцирующих бактерий толстой кишки, включая Clostridium butyricum, Coprococcus eutactus и Coprococcus comes, используют бутират-киназу для производства бутирата (102; 179). Этап бутирил-КоА:ацетат-КоА трансферазы включает в себя потребление внешнего ацетата (поступающего, например, из бифидобактерий при расщеплении углеводов в результате перекрестного питания) в качестве ко-субстрата, в результате чего образуются ацетил-КоА и бутират. Образующийся ацетил-КоА может быть преобразован через ацетилфосфат в ацетат с выделением АТФ с помощью ацетат-киназы или рециркулировать в четырехступенчатый путь, упомянутый выше (60). Восстановленный ферредоксин может быть повторно окислен с помощью ферредоксин-гидрогеназы с одновременным образованием H2 и/или с помощью мембраносвязанного ферредоксин-оксидоредуктазного (Rnf) комплекса без образования H2, но с генерацией протонной движущей силы, что позволяет дополнительно производить АТФ (например, R. inulinivorans и F. prausnitzii; 60; 115). Таким образом, производство бутирата не только приводит к регенерации NAD+ из NADH + H+, образующихся в верхних частях путей деградации углеводов для производства АТФ, но и ведет к дополнительной продукции АТФ (60; 102; 107; 31). Некоторые продуценты бутирата, в том числе A. caccae, A. butyraticus, A. hadrus и E. hallii, могут производить бутират из лактата вместо углеводов (рис. 2B; 39; 61, 60; 8; 31; 32).

СТИМУЛЯЦИЯ БИФИДОБАКТЕРИЙ И БУТИРАТ-ПРОДУЦИРУЮЩИХ БАКТЕРИЙ ТОЛСТОЙ КИШКИ

Поскольку сообщалось об уменьшении количества видов Bifidobacterium и видов бактерий, продуцирующих бутират, в толстой кишке человека у пациентов с различными заболеваниями, а также потому, что SCFAs, продуцируемые этими видами, оказывают благоприятное воздействие (таблица 1), эти бактерии являются потенциальными кандидатами для стимуляции в толстой кишки для предотвращения и восстановления нарушенного гомеостаза кишечника. Наиболее распространенные стратегии стимулирования бифидобактерий и бактерий, продуцирующих бутират, в толстой кишке человека включают потребление пробиотиков и пребиотиков (146).

Пробиотики

По данным Международной научной ассоциации пробиотиков и пребиотиков (ISAPP), пробиотики определяются как «живые микроорганизмы, которые при введении в адекватных количествах приносят пользу для здоровья хозяина» (80). Отобранные штаммы видов Bifidobacterium широко используются в качестве пробиотиков и добавляются в пищевые добавки и продукты питания (особенно молочные продукты). Пероральное употребление бифидобактерий было связано с положительным эффектом при различных проблемах и расстройствах пищеварения, включая ускорение времени прохождения через кишечник; улучшение непереносимости лактозы; профилактика диареи, связанной с приемом антибиотиков, и некротизирующего энтероколита (у недоношенных детей, у которых обычно снижено количество бифидобактерий); и облегчение симптомов СРК и ВЗК (98; 33; 157; 141). Кроме того, продолжают появляться данные о том, что бифидобактерии влияют на иммунные реакции и, следовательно, могут повышать устойчивость к инфекциям и аллергиям (33; 63). Кроме того, бифидобактерии проявляют противовоспалительный эффект и отрицательно коррелируют с метаболической эндотоксемией (55). Кроме того, растет интерес к использованию штаммов бифидобактерий (таких как Bifidobacterium infantis 35624 (или теперь B. longum subsp. infantis 35624 – ред.)) в качестве психобиотиков, которые представляют собой «живые организмы, которые при приеме внутрь в адекватных количествах оказывают положительное воздействие на здоровье пациентов, страдающих психическими заболеваниями» (34, 35). Влияние бифидобактерий на здоровье, конечно, связано со штаммом; некоторые штаммы бифидобактерий эффективны, тогда как другие нет. Более того, польза для здоровья пробиотиков, вероятно, вызвана не только употреблением в пищу штаммов бифидобактерий, а скорее результатом взаимодействия с резидентной микробиотой кишечника (18; 146). Действительно, недавнее метагеномное и метатранскриптомное исследование фекалий 12 здоровых людей показало, что пероральное введение пробиотического штамма Lactobacillus rhamnosus GG значительно изменяет активность резидентной микробиоты кишечника, не влияя на сам состав кишечной микробиоты (51). Особенно гены, участвующие в адгезии, хемотаксисе и/или подвижности видов Bifidobacterium, Eubacterium spp. и Roseburia spp. сверхэкспрессируются во время потребления пробиотиков, что позволяет предположить, что потребление пробиотического штамма способствует взаимодействию между резидентной микробиотой кишечника и хозяином. В настоящее время также растет интерес к использованию других бактериальных штаммов в качестве пробиотиков, таких как Akkermansia muciniphila и бактерии толстой кишки, продуцирующие бутират, включая B. pullicaecorum, E. rectale, F. prausnitzii и Roseburia spp. (110; 65; 18; 146). Например, пероральное введение B. pullicaecorum 25-3T и F. prausnitzii A2-165 грызунам показало ослабление химически индуцированного колита (42, 41; 111). Однако то, смогут ли эти строгие анаэробные бактерии толстой кишки пережить суровые этапы промышленного производства и справиться с нормативными препятствиями (поскольку эти бактерии не имеют истории безопасного использования), частично определит их применение в качестве пробиотиков в будущем рационе человека (62, 72, 146).

С момента введения в действие законодательства ЕС в отношении утверждений о пользе для здоровья в 2009 году Европейское управление по безопасности пищевых продуктов (EFSA) не утвердило ни одного утверждения о пользе пробиотиков в продуктах питания, и термин "пробиотик" больше не может использоваться в качестве маркировки продуктов питания в Европе (69). Единственное одобренное утверждение о пользе для здоровья - это польза для переваривания лактозы при употреблении живых штаммов Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus и Streptococcus thermophilus, содержащихся в йогурте или кисломолочных продуктах (43).

В тяжелых случаях нарушения гомеостаза кишечника, когда лечения пробиотиками недостаточно, микробиоту кишечника можно восстановить путем трансплантации всей фекальной микробиоты от здорового донора больному человеку. Однако ISAPP рекомендует не рассматривать трансплантацию фекальной микробиоты (FMT) как испоьзование пробиотиков, поскольку используются неохарактеризованные смеси штаммов (80). Было показано, что FMTs очень эффективны для лечения инфекций Clostridium difficile, хотя они имеют неоднозначные результаты в отношении ВЗК и СРК (3; 126). Кроме того, для лечения болезни Крона и язвенного колита была предложена стратегия поэтапной FMT, которая состоит из FMT с последующими дополнительными этапами FMT или стандартными препаратами для лечения воспалительных заболеваний кишечника в зависимости от клинического ответа пациента на лечение (26). Кроме того, было показано, что у пациентов с метаболическим синдромом повышается чувствительность к инсулину после лечения фекальной микробиотой здоровых людей (180). У этих пациентов после FMT наблюдается повышенное количество бактерий толстой кишки, продуцирующих бутират, и уменьшенное количество грамотрицательных бактерий. Проводятся исследования, чтобы выяснить, могут ли FMTs также лечить расстройства, не связанные с желудочно-кишечным трактом, такие как аллергия и расстройства поведения (187). Однако до настоящего времени было проведено лишь несколько фекальных трансплантаций, поскольку отбор здоровых доноров фекалий требует тщательного обследования, чтобы избежать передачи патогенов и нарушений, связанных с кишечной микробиотой (89). Поэтому ведется поиск новых подходов к трансплантации четко определенных смесей бактерий (29; 166). Однако дополнительная проблема при выборе подходящего здорового донора или бактериального синтетического сообщества заключается в том, что, несмотря на большой объем информации о составе и разнообразии кишечной микробиоты человека, трудно (если не невозможно) определить состав здоровой кишечной микробиоты, поскольку каждый здоровый индивидуум обладает уникальной кишечной микробиотой (30; 57; 100).

Пребиотики

Общие сведения

Еще одной стратегией увеличения количества бифидобактерий и бутират-продуцирующих бактерий в толстой кишке человека является употребление пребиотиков, которые согласно ISAPP определяются как "избирательно ферментированные ингредиенты, которые приводят к специфическим изменениям в составе и/или активности микробиоты желудочно-кишечного тракта, тем самым обеспечивая пользу для здоровья хозяина" (68). На сегодняшний день все известные пребиотики являются углеводами, хотя другие соединения, такие как, например, полифенолы, также могут проявлять пребиотические свойства (10). По сравнению с пробиотиками, пребиотики более стабильны и поэтому могут легко добавляться в продукты питания, такие как йогурты, печенье, хлеб, крупы, спреды, мороженое и напитки (68). Критериями для классификации соединения как пребиотика являются: (I) устойчивость к кислотности желудочного сока, гидролизу пищеварительными ферментами млекопитающих и всасыванию в желудочно-кишечном тракте; (II) ферментация кишечной микробиотой; и (III) избирательная стимуляция роста и/или активности кишечных бактерий, связанных со здоровьем и благополучием (67). В прошлом влияние потребления пребиотиков на состав микробиоты кишечника изучалось в основном в отношении видов Bifidobacterium и Lactobacillus (177). Однако недавние анализы кишечной микробиоты в масштабах всего сообщества показывают, что пребиотики не настолько избирательны, как предполагалось ранее, и что они стимулируют также другие бактерии (10). Действительно, было показано, что бактерии толстой кишки, продуцирующие бутират, такие как E. rectale, F. prausnitzii и Roseburia spp., могут потреблять пребиотики, такие как ITF (Inulin-Type Fructans) (60, 61; 136; 115). Кроме того, потребление олигофруктозы изменяет относительную численность 102 бактериальных таксонов у мышей, из которых у 16 наблюдается более чем 10-кратное снижение или увеличение численности (56). Таким образом, Биндельс и др. (10) предложили определить пребиотик как «неперевариваемое соединение, которое посредством метаболизма микроорганизмами в кишечнике модулирует состав и/или активность кишечной микробиоты, оказывая тем самым благотворное физиологическое воздействие на хозяина». С другой стороны, определение пребиотиков со временем стало оспариваться не только по научным соображениям, но и из-за его важности для регулирующих органов, промышленности и потребителей (84). Как и в случае с пробиотиками, термин "пребиотик" не может быть использован в качестве утверждения о здоровье на пищевых продуктах в Европе (142). Некоторые претензии существуют к термину "клетчатка" (44, 45, 46), но не все волокна являются пребиотиками, поскольку последние отличаются от первых избирательностью ферментации (151; 84; 178).

Примеры пребиотических неперевариваемых углеводов, обладающих бифидогенными свойствами, включают поли- и олигосахариды, содержащие фруктозу (и конечную глюкозу), как в ITF, галактозу и глюкозу (как в галактоолигосахаридах), глюкозу (как в изомальтоолигосахаридах), галактозу и фруктозу (как в лактулозе), ксилозу (как в XOS) и арабинозу и ксилозу (как в AX и AXOS) (138; 105; 15; 31; 32). Если раньше целевым родом для стимуляции пребиотиками был Bifidobacterium (68), то сегодня ведутся поиски новых пребиотиков для стимуляции других полезных видов бактерий в толстой кишке человека, например, продуцентов бутирата. Особый интерес представляют пребиотики, которые вызывают как бифидогенный, так и бутирогенный эффект. ITF, AX и AXOS являются такими пребиотиками, которые стимулируют как бифидобактерии, так и производство бутирата (61, 59, 60; 31; 32; 136).

ITF в качестве примера хорошо известных пребиотиков

Инулин естественным образом содержится во фруктах и растениях, таких как корни цикория, пшеница, лук, бананы, чеснок и лук-порей, но обычно его извлекают из корней цикория в промышленных масштабах (139). Инулин состоит из линейной основной цепи из β-(2 → 1)-связанных мономеров фруктозы со степенью полимеризации (DP) от 2 до 65 (средняя DP 10), которая часто связана с концевым мономером глюкозы посредством α-(1 → 2)-гликозидной связи (рисунки 3А, B). Олигофруктоза получается из нативного инулина путем частичного ферментативного гидролиза инулиназой и имеет показатель DP, который варьируется от 2 до 8 (среднее значение DP равно 4). Учитывая относительную простоту структур ITF (Inulin-Type Fructans), для их разложения в толстой кишке человека требуется всего несколько бактериальных ферментов, включая ферменты, принадлежащие к суперсемейству β-фруктофуранозидаз (EC 3.2.1.26), которые расщепляют концевые остатки фруктозы с невосстанавливающих концов полимеров фруктозы (рис. 3B; 147). Несколько β-фруктофуранозидаз были выделены и охарактеризованы у бактерий толстой кишки, например, у видов Bifidobacterium (183; 48; 123; 88) и R. inulinivorans (147). Примерами полезных эффектов потребления ITF являются увеличение частоты стула, повышенное всасывание в толстой кишке пищевых минералов (кальция и магния), снижение протеолитической активности и повышенная секреция гормонов насыщения (144).

ITF, AX и AXOS

РИСУНОК 3. Химические структуры [(A) и (C)] и схематические изображения [(B) и (D)] молекул ITF, AX и AXOS. Glc - глюкоза; Fru - фруктоза; Xyl - ксилоза; Ara - арабиноза; FeA - феруловая кислота; Ac - ацетильная группа; GlA - глюкуроновая кислота; CouA - п-кумаровая кислота. Стрелки указывают на возможный гидролиз углеводов бактериальными ферментами, присутствующими в толстой кишке человека: 1, β-фруктофуранозидаза; 2, β-ксилозидаза; 3, β-эндоксиланаза; 4, экзо-олигоксиланаза; 5, α-арабинофуранозидаза; 6, α-глюкуронидаза; и 7, эстераза.


ITF относятся к наиболее изученным пребиотикам, и их бифидогенный и бутирогенный эффекты были хорошо изучены в различных исследованиях (31; 32). Например, было показано, что не все штаммы бифидобактерий получают одинаковую пользу от присутствия ITF в толстой кишке человека. Сравнительное статистическое исследование 18 штаммов бифидобактерий, принадлежащих к 10 различным видам и происходящих от разных доноров и источников, показало существование четырех различных кластеров штаммов, отличающихся механизмами и способностями к деградации ITF (59). Некоторые штаммы потребляют только фруктозу (кластер А), тогда как другие потребляют как фруктозу, так и олигофруктозу, в основном короткие олигосахариды (DP до семи) после импорта в клетку, т.е. они демонстрируют преимущественный метаболизм (кластер В). Определенные штаммы расщепляют как олигофруктозу, так и инулин (только фракции с короткой длиной цепи) внеклеточно, что сопровождается выделением фруктозы во внеклеточную среду, т.е. они демонстрируют непривилегированный метаболизм (кластеры C и D). Недавнее исследование 190 штаммов бифидобактерий, выделенных от разных доноров и из разных областей толстой кишки, показало, что эти отпечатки деградации ITF не коррелируют с областью кишечника, что позволяет предположить, что деградация ITF происходит равномерно по всему кишечнику человека (149). Однако внутривидовая изменчивость способности к деградации ITF указывает на штаммовые вариации. Более того, в пределах одной области толстой кишки встречаются штаммы бифидобактерий с различными механизмами деградации ITF, что говорит о кооперации при деградации ITF в толстой кишке с возможностью перекрестного питания на уровне штаммов и/или видов. Подобное перекрестное питание между штаммами бифидобактерий с взаимодополняющими механизмами деградации было также показано для крахмала, ксилана и муциновых гликопротеинов (47; 160). Также было показано, что потребление ITF, бифидогенный и бутирогенный эффекты связаны друг с другом из-за перекрестного питания между бифидобактериями и бутират-продуцирующими бактериями толстой кишки (рис. 4; 7; 61, 60; 115). Будучи конечным метаболитом бифидо-шунта и ко-субстратом для производства бутирата (раздел «AX и AXOS как пример интересных пребиотиков»), ацетат играет ключевую роль в перекрестных взаимодействиях между бифидобактериями и бактериями толстой кишки, продуцирующими бутират. При первом типе перекрестного кормления как штаммы, продуцирующие бифидобактерии, так и штаммы, продуцирующие бутират, потребляют ITF (рис. 4). Потребление ITF бифидобактериями обеспечивает продуцирующие бутират бактерии толстой кишки экзогенным ацетатом, который используется в качестве сопутствующего субстрата для производства бутирата путем одновременного выращивания на ITF [что, например, имеет место для R. intestinalis DSM 14610 (61), R. inulinivorans DSM 16841 (60) и F. prausnitzii DSM 17677T (115)]. Однако такие взаимодействия при перекрестном питании могут быть либо чисто комменсальными, либо полезными отношениями между этими бактериями, либо в них может преобладать конкуренция, в зависимости от способности участвующих штаммов бифидобактерий к разложению ITF (115). Второй тип перекрестного питания имеет место между бифидобактериями, которые потребляют ITF и одновременно продуцируют ацетат, и потребляющими ацетат бактериями толстой кишки, продуцирующими бутират, которые не способны разлагать ITF (рис. 4). Вместо ITF последние бактерии потребляют продукты распада углеводов (короткоцепочечные олигосахариды), выделяемые штаммом бифидобактерий (что, например, относится к R. hominis DSM 16839; 7) или лактат (например, E. hallii DSM 17630; 7 и A. caccae DSM 14662; 61).

Различные типы перекрестного питания, которое может происходить между Bifidobacterium spp. и ви

РИСУНОК 4. Различные типы перекрестного питания, которое может происходить между Bifidobacterium spp. и видами бутират-продуцирующих бактерий в толстой кишке человека. Стрелки указывают на потребление олигофруктозы, инулина и AXOS (.....), производство продуктов распада углеводов и/или конечных продуктов метаболизма (- - -) и перекрестное питание между бифидобактериями и бутират-продуцирующими штаммами (-).

AX и AXOS как пример интересных пребиотиков

Физиологические эффекты

Прим. ред.: Арабиноксилановые олигосахариды (AXOS) и арабиноксиланы (AX), содержащие заместители арабинозы и ксилозы, не могут быть разложены ферментами желудочно-кишечного тракта человека. Эти сложные субстраты поступают в толстую кишку в неизмененном виде и являются источником энергии для сахаролитических бактерий, включая виды Bacteroides, Bifidobacterium, Clostridium, Lactobacillus и Eubacterium.

Все больший интерес вызывают сложные неперевариваемые углеводы, которые медленно ферментируются и тем самым вызывают бифидогенный и бутирогенный эффекты по всей длине толстой кишки человека. AX и AXOS, представляющие собой широкий класс гетерополисахаридов и -олигосахаридов со сложной вариабельной структурой (рис. 3C,D), относятся к таким медленно ферментирующимся углеводам и, следовательно, способны снижать продукцию бактериальных токсичных метаболитов, образующихся в результате белкового и липидного обмена в дистальном отделе толстой кишки (раздел «Виды бифидобактерий»; 163; 76; 143; 119). Это можно объяснить стимуляцией сахаролитической активности, увеличением выработки SCFA и снижением люминального рН в дистальной части толстой кишки, где углеводы встречаются редко, а протеолитические бактерии, такие как Bacteroides spp., имеют преимущественное развитие (40). Примеры дополнительных потенциальных преимуществ потребления AX и AXOS для здоровья человека включают улучшение всасывания минералов (кальция и магния); увеличение частоты стула и улучшение консистенции стула; снижение постпрандиальной гликемической реакции; снижение уровня холестерина в крови; и увеличение антиоксидантной способности (75; 15; 27; 113). Более того, употребление AXOS с увеличением количества бифидобактерий может помочь восстановить барьерные функции кишечника и вылечить метаболическую эндотоксемию у мышей (120).

Возникновение, структурные свойства и деградация

AX естественным образом встречается в эндосперме и отрубях (околоплоднике, семеннике и алейроновом слое) зерновых культур, таких как пшеница, рожь, рис, ячмень, овес и сорго, но в разных количествах, в зависимости от вида злаков и местоположения в пределах зерно злаков (87). Например, эндосперм зерен пшеницы содержит ок. 2% AX, тогда как околоплодник содержит ок. 38% АХ (9; 106). AX состоит из линейной основной цепи, состоящей из 1500–15 000 β-(1 → 4)-связанных мономеров ксилозы, которые могут быть случайным образом замещены мономерами арабинозы в положениях C-(O)-2 или C-(O)-3 (монозамещенные) или в обоих положениях (незамещенные; фигуры 3C,D; 86). Характер распределения арабинозных заместителей в основной цепи ксилозы не является регулярным для AX пшеницы; сильно разветвленные области связаны последовательностями смежных незамещенных остатков ксилозы (77). Количество заместителей арабинозы, связанных с ксилозой, выражается как соотношение арабиноза/ксилоза (A/X) и зависит от вида злака и места расположения в зерне. Например, в околоплоднике, семенниках, алейроновом слое и эндосперме зерен пшеницы встречаются разные А/Х, а именно около 1,0, 0,1, 0,4 и 0,5, соответственно (86; 2; 6). Ферментируемость AX и AXOS в толстой кишке человека сильно зависит от сложности молекул AXOS и снижается с увеличением DP и увеличением A/X (163; 130). Кроме того, остатки ксилозы могут этерифицироваться глюкуроновой кислотой и ацетильными группами, в то время как остатки арабинозы могут этерифицироваться феруловой и п-кумаровой кислотами, хотя и в небольшом количестве (рис. 3D; 86). Эти этерификации имеют важное медицинское и физико-химическое значение, поскольку феруловая и п-кумаровая кислоты являются антиоксидантами и мощными сшивающими сайтами для присоединения к другим цепям AX (16; 124). Присутствие ферулоилированных и диферулоилированных заместителей арабинозы снижает ферментируемость AX и AXOS (82; 152). Поскольку цельные зерна злаков содержат лишь низкие концентрации АХ (от 1,8 % АХ в сорго до 12,1 % АХ в ржи; 87), и, следовательно, общее потребление АХ невелико (особенно в современных диетах западного типа с высоким потреблением рафинированных зерновых продуктов), АХ можно извлекать из зерен злаков и добавлять в пищевые продукты в более высоких концентрациях (14). В промышленных масштабах АХ обычно извлекают из пшеничных отрубей, которые в большом количестве доступны в Европе (154). AXOS, продукты гидролиза AX, образуются не только в переработанных зерновых продуктах питания, таких как хлеб и пиво (24; 15), но и могут быть получены в промышленных масштабах путем ферментативного расщепления AX с помощью β-эндоксиланаз (14). В результате получаются различные замещенные (т.е. AXOS) и незамещенные (т.е. XOS) молекулы, различающиеся по DP и A/X.

Учитывая их сложную структуру, деградация AX и AXOS в толстой кишке человека требует совместного действия расщепляющих и деполимеризующих углеводно-активных ферментов бактерий, включая β-эндоксиланазы (EC 3.2.1.8), которые расщепляют AX на AXOS и XOS; β-ксилозидазы (EC 3.2.1. 37), которые расщепляют терминальные остатки ксилозы с нередуцирующих концов ксилозных основ; экзоолигоксиланазы (EC 3.2.1.156), которые высвобождают терминальные остатки ксилозы с редуцирующих концов ксилозных основ; и α-арабинофуранозидазы (EC 3.2.1.55), которые удаляют арабинозные заместители с ксилозных основ (Рисунок 3D). Дополнительные ферменты необходимы для расщепления глюкуроновой кислоты [т.е. α-глюкуронидаза (EC 3.2.1.139)], феруловой кислоты [т.е. эстераза феруловой кислоты (EC 3.1.1.73)], ацетильных групп [т.е, ацетильные группы [т.е. эстераза ксилана (EC 3.1.1.72)] и п-кумаровой кислоты [т.е. эстераза п-кумаровой кислоты (EC 3.1.1.-)] из AXOS (рис. 3D; 36; 93).

На сегодняшний день AX и AXOS подпадают под определение пищевых волокон (52; 152), но не рассматриваются EFSA как пребиотики, хотя и отвечают трем критериям пребиотиков (см. выше; 15). AX и AXOS не перевариваются и не всасываются в верхних отделах желудочно-кишечного тракта и достигают толстой кишки человека в неизменном виде, где они ферментируются бактериями, обитающими в толстой кишке, и вызывают бифидогенный и бутирогенный эффекты (табл. 2). Однако, как и в случае с другими пребиотиками, критерий селективной стимуляции может быть поставлен под сомнение. Несколько исследований in vivo и in vitro показали, что AX и AXOS стимулируют, помимо бифидобактерий и бутират-продуцирующих бактерий толстой кишки, и другие сахаролитические бактерии толстой кишки, такие как Bacteroides spp. и Lactobacillus spp. (табл. 2). Кроме того, предполагается пропионогенный эффект. Несколько исследований показали, что AX и AXOS особенно стимулируют выработку пропионата (табл. 2; 82; 165; 130). Например, потребляющая муцин и продуцирующая пропионат A. muciniphila стимулируется в толстой кишке гуманизированных крыс, которых кормили длинноцепочечным AX (таблица 2; 165). Является ли это прямым или косвенным эффектом, пока неизвестно.

Таблица 2. Обзор исследований AX и AXOS in vitro и in vivo.

Таблица

Бифидогенные эффекты AX и AXOS

Несколько исследований in vivo (на грызунах, свиньях и людях) и in vitro [во время периодического ферментирования и моделирования микробной экосистемы кишечника человека (SHIME®) с использованием фекальных суспензий] показали, что AX и AXOS являются бифидогенными (таблица 2).  Исследование in vivo на крысах показало, что бифидогенный эффект вызывается только AXOS с низким средним значением DP ≤ 5 и A/Xs ≤ 0,27 (163), тогда как другие исследования на грызунах обнаружили стимуляцию бифидобактерий с помощью AX и AXOS с высоким средним значением DP до 284 и A/Xs до 0,70 (табл. 2; 27; 119; 165). В последнем исследовании было обнаружено 60-кратное увеличение количества бифидобактерий в кишечнике крыс, вызванное потреблением длинноцепочечных AX (средний DP - 60, A/X - 0,70; 165). Помимо экспериментов in vitro и на животных, исследования на людях выявили бифидогенный эффект, вызванный ежедневным приемом 10 г AXOS в день (22), 5,5 г AXOS в день (108) и 2,2 г AX и AXOS в день (182; Таблица 2). Однако до недавнего времени многие фундаментальные вопросы оставались без ответа. Например, как малочисленные бифидобактерии (<5%) могут конкурировать с другими, более многочисленными сахаролитическими бактериями в толстой кишке человека за AX и AXOS? Отдают ли бифидобактерии предпочтение определенным молекулам AX и AXOS? Все ли штаммы бифидобактерий в толстой кишке человека стимулируются AX и AXOS? Чтобы ответить на эти вопросы, не хватало детального знания об углеводно-гидролизующей способности бифидобактерий. Действительно, в прошлом исследования деградации AX и AXOS в монокультуре бифидобактерий ограничивались мониторингом роста бактерий, рН и продукции SCFA (172; 25), либо проводились ферментации очищенных короткоцепочечных стандартов AXOS (128), не выявляя полной ферментативной способности бифидобактерий. Недавно были изучены механические вариации деградации AXOS 36 штаммами бифидобактерий от разных доноров и различного происхождения (137). Результаты показывают, что не все штаммы бифидобактерий стимулируются AXOS в одинаковой степени. Деградация AXOS бифидобактериями носит сложный характер и включает в себя потребление арабинозных заместителей, как с последующим, так и без него, потреблением ксилозной основы AXOS, как до ксилотетраозы, так и до более длительного периода, как внутриклеточно, так и внеклеточно. Некоторые штаммы бифидобактерий используют исключительно арабинозные заместители AXOS, в то время как другие сначала потребляют арабинозные заместители, а затем импортируют ксилозные основы (вплоть до ксилотетраозы) в клетку. Такой внеклеточный метаболизм бифидобактерий, ориентированный на заместители арабинозы, был связан с наличием генов, кодирующих внеклеточные α-арабинофуранозидазы (94, 93; 137). Большинство штаммов бифидобактерий не могут использовать ксилозные основы длиннее ксилотетраозы, т.е. демонстрируют преферентный метаболизм, за исключением одного штамма из 36 протестированных - B. catenulatum LMG 11043T, который также использует более длинные ксилозные основы, т.е. демонстрирует непреферентный метаболизм (137). Это может объяснить, почему бифидогенный эффект сильно зависит от сложности молекул AXOS и снижается с увеличением DP (табл. 2; 163). Многомерный анализ данных ферментации этих 36 штаммов бифидобактерий выявил пять независимых от вида кластеров, представляющих пять различных взаимодополняющих механизмов деградации AXOS (137). Штаммы кластера I, хотя и не все, потребляют свободную арабинозу и ксилозу; штаммы кластера II имеют внеклеточный метаболизм, ориентированный на замещение арабинозы; штаммы кластера III демонстрируют преимущественный метаболизм незамещенных основ ксилозы; штаммы кластера IV сочетают механизмы деградации кластеров II и III; а штаммы кластера V демонстрируют непривилегированный метаболизм AXOS. Комплементарный механизм деградации бифидобактерий и способность к внутриклеточной и клеточно-ассоциированной деградации ксилозных основ и AXOS могут объяснить избирательную стимуляцию бифидобактерий AXOS в присутствии других сахаролитических бактерий толстой кишки человека. Аннотации последовательностей целых геномов показали, что некоторые штаммы бифидобактерий содержат гены, кодирующие ферменты, участвующие в разветвлении заместителей и экзо-расщеплении ксилозных основ AX и AXOS (145; 168; 167). Действительно, несколько AXOS-деградирующих ферментов были выделены и охарактеризованы в штаммах бифидобактерий, в том числе β-ксилозидазы в B. adolescentis ATCC 15703 и B. animalis subsp. lactis BB-12; α-арабинофуранозидазы в B. adolescentis ATCC 15703, B. adolescentis DSM 20083, B. longum B667 и B. longum NCC2705; и экзо-олигоксиланазы в B. adolescentis LMG 10502 (94, 95, 93). Однако до сих пор в геноме бифидобактерий не было обнаружено β-эндоксиланаз. Единственный ген (BL1543), который был впервые аннотирован как β-эндоксиланаза в B. longum NCC2705 (145), оказался внеклеточной мембранно-ассоциированной α-арабинофуранозидазой (94, 93; 137). Вероятно, для полной утилизации AX большинству видов Bifidobacterium требуется сотрудничество с β-эндоксиланазопродуцирующими бактериями, такими как Bacteroides и Roseburia (20; 37). Например, геном R. intestinalis L1-82 содержит три гена, возможно, кодирующих β-эндоксиланазы (117).

Бутирогенные эффекты AX и AXOS

Помимо бифидогенного эффекта, AX и AXOS оказывают бутирогенный эффект (табл. 2). В семи из 13 исследований in vitro и in vivo, приведенных в таблице 2, бифидобактерии и бутират-продуцирующие бактерии толстой кишки (F. prausnitzii, E. rectale и Roseburia spp.) стимулировались одновременно, в результате чего значительно увеличивалась продукция бутирата. Поскольку эти бутират-продуцирующие бактерии толстой кишки присутствуют в ней в большом количестве, повышение концентрации бутирата не является неожиданностью (32). В отличие от бифидобактерий, гораздо меньше известно о генетическом AX- и AXOS-деградирующем потенциале видов бутират-продуцирующих бактерий толстой кишки. In silico анализ геномной последовательности, например, E. rectale ATCC 33656 показал, что существует пять генов, возможно, кодирующих AXOS-деградирующие ферменты (экзо-олигоксиланаза, бифункциональная β-ксилозидаза/α-арабинофуранозидаза, β-ксилозидаза и две α-арабинофуранозидазы; 136).

В отличие от ITF, связь между потреблением AXOS, бифидогенным и бутирогенным эффектом была оценена совсем недавно (136). Было показано, что в присутствии AXOS может происходить третий тип перекрестного питания (рис. 4), например, в случае B. longum NCC2705 (деградант арабинозного заместителя AXOS) и E. rectal ATCC 33656 (полный деградант AXOS). Оба штамма потребляют AXOS (как при перекрестном питании типа 1), но штамм бифидобактерий дополнительно стимулируется потреблением моносахаридов, высвобождающихся при внеклеточной деградации AXOS штаммом E. rectale, что приводит к взаимовыгодному перекрестному питанию (Рисунок 4). Вполне вероятно, что подобные перекрестные взаимодействия между бифидобактериями и бутират-продуцирующими бактериями толстой кишки, вызванные потреблением пребиотиков, будут происходить in vivo в толстой кишке человека (11). Однако присутствие других штаммов бактерий с их собственными механизмами деградации углеводов (преференциальными и непреференциальными) и собственными перекрестными взаимодействиями внутри и между видами и родами (рис. 4) усложняет попытки полностью понять бифидогенные и бутирогенные эффекты AX и AXOS в толстой кишке человека. Кроме того, межиндивидуальные различия в бактериальном составе делают предсказание эффектов потребления пребиотиков в толстой кишке еще более сложным.

ВЫВОДЫ

За последние годы исследования микробиоты кишечника человека значительно выросли с точки зрения развития технологий и их влияния на здоровье человека. Например, было показано, что некоторые ключевые бактерии толстой кишки, такие как бифидобактерии и бутират-продуцирующие бактерии толстой кишки, отрицательно коррелируют с такими заболеваниями, как ВЗК и колоректальный рак. Не менее важен и прогресс, достигнутый в области модуляции микробиоты кишечника с помощью пробиотиков, пребиотиков и FMT для улучшения здоровья человека. Если раньше основное внимание уделялось прямому увеличению концентрации бифидобактерий, то в настоящее время в связи с изменением интересов все большее значение приобретает стимуляция бутират-продуцирующих бактерий в толстой кишке человека. Употребление пребиотиков ITF и AXOS также представляется перспективным подходом для борьбы с уменьшением количества бифидобактерий и бутират-продуцирующих бактерий толстой кишки. Однако задача на ближайшие годы будет заключаться в том, чтобы сначала выяснить, являются ли эти изменения в составе микробиоты кишечника (уменьшение полезных бактерий) причиной или следствием какого-либо заболевания.

Дополнительная информация:

к разделу "Бифидобактерии"

Литература

  1. Al-Lahham, S. H., Peppelenbosch, M. P., Roelofsen, H., Vonk, R. J., and Venema, K. (2010). Biological effects of propionic acid in humans; metabolism, potential applications and underlying mechanisms. Biochim. Biophys. Acta 1801, 1175–1183. doi: 10.1016/j.bbalip.2010.07.007
  2. Antoine, C., Peyron, S., Mabille, F., Lapierre, C., Bouchet, B., Abecassis, J., et al. (2003). Individual contribution of grain outer layers and their cell wall structure to the mechanical properties of wheat bran. J. Agric. Food Chem. 51, 2026–2033. doi: 10.1021/jf0261598
  3. Aroniadis, O. C., and Brandt, L. J. (2014). Intestinal microbiota and the efficacy of fecal microbiota transplantation in gastrointestinal disease. Gastroenterol. Hepatol. 10, 230–237.
  4. Arumugam, M., Raes, J., Pelletier, E., Le Paslier, D., Yamada, T., Mende, D. R., et al. (2011). Enterotypes of the human gut microbiome. Nature 473, 174–180. doi: 10.1038/nature09944
  5. Bäckhed, F., Ley, R. E., Sonnenburg, J. L., Peterson, D. A., and Gordon, J. I. (2005). Host-bacterial mutualism in the human intestine. Science 307, 1915–1920. doi: 10.1126/science.1104816
  6. Barron, C., Surget, A., and Rouau, X. (2007). Relative amounts of tissues in mature wheat (Triticum aestivum L.) grain and their carbohydrate and phenolic acid composition. J. Cereal Sci. 45, 88–96. doi: 10.1016/j.jcs.2006.07.004
  7. Belenguer, A., Duncan, S. H., Calder, A. G., Holtrop, G., Louis, P., Lobley, G. E., et al. (2006). Two routes of metabolic cross-feeding between Bifidobacterium adolescentis and butyrate-producing anaerobes from the human gut. Appl. Environ. Microbiol. 72, 3593–3599. doi: 10.1128/AEM.72.5.3593-3599.2006
  8. Belenguer, A., Holtrop, G., Duncan, S. H., Anderson, S. E., Calder, A. G., Flint, H. J., et al. (2011). Rates of production and utilization of lactate by microbial communities from the human colon. FEMS Microbiol. Ecol. 77, 107–119. doi: 10.1111/j.1574-6941.2011.01086.x
  9. Benamrouche, S., Crônier, D., Debeire, P., and Chabbert, B. A. (2002). A chemical and histological study on the effect of (1 → 4)-β-endo-xylanase treatment on wheat bran. J. Cereal Sci. 36, 253–260. doi: 10.1006/jcrs.2001.0427
  10. Bindels, L. B., Delzenne, N. M., Cani, P. D., and Walter, J. (2015). Towards a more comprehensive concept for prebiotics. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 12, 303–310. doi: 10.1038/nrgastro.2015.47
  11. Boets, E., Houben, E., Windey, K., De Preter, V., Moens, F., Gomand, S., et al. (2013). “In vivo evaluation of bacterial cross-feeding in the colon using stable isotope techniques: a pilot study,” in Digestive Disease Week, Orlando, FL. Gastroenterology 144.
  12. Bottacini, F., Ventura, M., van Sinderen, D., and O'Connell Motherway, M. (2014). Diversity, ecology and intestinal function of bifidobacteria. Microb. Cell Fact. 13, S4. doi: 10.1186/1475-2859-13-S1-S4
  13. Braniste, V., Al-Asmakh, M., Kowal, C., Anuar, F., Abbaspour, A., Tóth, M., et al. (2014). The gut microbiota influences blood-brain barrier permeability in mice. Sci. Transl. Med. 6, 263ra158. doi: 10.1126/scitranslmed.3009759
  14. Broekaert, W. F., Courtin, C., and Delcour, J. (2009). (Arabino)xylan Oligosaccharide Preparation. WO 2009117790 A2. PCT International Publication.
  15. Broekaert, W. F., Courtin, C. M., Verbeke, K., Van de Wiele, T., Verstraete, W., and Delcour, J. A. (2011). Prebiotic and other health-related effects of cereal-derived arabinoxylans, arabinoxylan-oligosaccharides, and xylooligosaccharides. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 51, 178–194. doi: 10.1080/10408390903044768
  16. Bunzel, M., Ralph, J., Marita, J. M., Hatfield, R. D., and Steinhart, H. (2001). Diferulates as structural components in soluble and insoluble cereal dietary fibre. J. Sci. Food Agric. 81, 653–660. doi: 10.1002/jsfa.861
  17. Cani, P. D., Bibiloni, R., Knauf, C., Waget, A., Neyrinck, A. M., Delzenne, N. M., et al. (2008). Changes in gut microbiota control metabolic endotoxemia-induced inflammation in high-fat diet-induced obesity and diabetes in mice. Diabetes 57, 1470–1481. doi: 10.2337/db07-1403
  18. Cani, P. D., and Van Hul, M. (2015). Novel opportunities for next-generation probiotics targeting metabolic syndrome. Curr. Opin. Biotechnol. 32, 21–27. doi: 10.1016/j.copbio.2014.10.006
  19. Chang, P. V., Hao, L., Offermanns, S., and Medzhitov, R. (2014). The microbial metabolite butyrate regulates intestinal macrophage function via histone deacetylase inhibition. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 111, 2247–2252. doi: 10.1073/pnas.1322269111
  20. Chassard, C., Goumy, V., Leclerc, M., Del'homme, C., and Bernalier-Donadille, A. (2007). Characterization of the xylan-degrading microbial community from human faeces. FEMS Microbiol. Ecol. 61, 121–131. doi: 10.1111/j.1574-6941.2007.00314.x
  21. Choi, J. H., Lee, K. M., Lee, M. K., Cha, C. J., and Kim, G. B. (2014). Bifidobacterium faecale sp. nov., isolated from human faeces. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 64, 3134–3139. doi: 10.1099/ijs.0.063479-0
  22. Cloetens, L., Broekaert, W. F., Delaedt, Y., Ollevier, F., Courtin, C. M., Delcour, J. A., et al. (2010). Tolerance of arabinoxylan-oligosaccharides and their prebiotic activity in healthy subjects: a randomised, placebo-controlled cross-over study. Br. J. Nutr. 103, 703–713. doi: 10.1017/S0007114509992248
  23. Collins, S. M., Surette, M., and Bercik, P. (2012). The interplay between the intestinal microbiota and the brain. Nat. Rev. Microbiol. 10, 735–742. doi: 10.1038/nrmicro2876
  24. Courtin, C. M., Broekaert, W. F., Swennen, K., Aerts, G., Van Craeyveld, V., and Delcour, J. A. (2009). Occurrence of arabinoxylo-oligosaccharides and arabinogalactan peptides in beer. J. Am. Soc. Brew. Chem. 67, 112–117. doi: 10.1094/asbcj-2009-0323-01
  25. Crittenden, R., Karppinen, S., Ojanen, S., Tenkanen, M., Fagerstrom, R., Matto, J., et al. (2002). In vitro fermentation of cereal dietary fibre carbohydrates by probiotic and intestinal bacteria. J. Sci. Food Agric. 82, 781–789. doi: 10.1002/jsfa.1095
  26. Cui, B., Li, P., Xu, L., Peng, Z., Xiang, J., He, Z., et al. (2016). Step-up fecal microbiota transplantation (FMT) strategy. Gut Microbes. doi: 10.1080/19490976.2016.1151608. [Epub ahead of print].
  27. Damen, B., Verspreet, J., Pollet, A., Broekaert, W. F., Delcour, J. A., and Courtin, C. M. (2011). Prebiotic effects and intestinal fermentation of cereal arabinoxylans and arabinoxylan oligosaccharides in rats depend strongly on their structural properties and joint presence. Mol. Nutr. Food. Res. 55, 1862–1874. doi: 10.1002/mnfr.201100377
  28. Delgado, S., Cabrera-Rubio, R., Mira, A., Suárez, A., and Mayo, B. (2013). Microbiological survey of the human gastric ecosystem using culturing and pyrosequencing methods. Microb. Ecol. 63, 763–772. doi: 10.1007/s00248-013-0192-5
  29. de Vos, W. M. (2013). Fame and future of faecal transplantations - developing next-generation therapies with synthetic microbiomes. Microb. Biotechnol. 6, 316–325. doi: 10.1111/1751-7915.12047
  30. de Vos, W. M., and de Vos, E. A. (2012). Role of the intestinal microbiome in health and disease: from correlation to causation. Nutr. Rev. 1, S45–S56. doi: 10.1111/j.1753-4887.2012.00505.x
  31. De Vuyst, L., and Leroy, F. (2011). Cross-feeding between bifidobacteria and butyrate-producing colon bacteria explains bifidobacterial competitiveness, butyrate production, and gas production. Int. J. Food Microbiol. 149, 73–80. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2011.03.003
  32. De Vuyst, L., Moens, F., Selak, M., Rivière, A., and Leroy, F. (2014). Summer meeting 2013: growth and physiology of bifidobacteria. J. Appl. Microbiol. 116, 477–491. doi: 10.1111/jam.12415
  33. Di Gioia, D., Aloisio, I., Mazzola, G., and Biavati, B. (2014). Bifidobacteria: their impact on gut microbiota composition and their applications as probiotics in infants. Appl. Microbiol. Biotechnol. 98, 563–577. doi: 10.1007/s00253-013-5405-9
  34. Dinan, T. G., Stanton, C., and Cryan, J. F. (2013). Psychobiotics: a novel class of psychotropic. Biol. Psychiat. 74, 720–726. doi: 10.1016/j.biopsych.2013.05.001
  35. Dinan, T. G., Stilling, R. M., Stanton, C., and Cryan, J. F. (2015). Collective unconscious: how gut microbes shape human behavior. J. Psychiat. Res. 63, 1–9. doi: 10.1016/j.jpsychires.2015.02.021
  36. Dodd, D., and Cann, I. K. (2009). Enzymatic deconstruction of xylan for biofuel production. Glob. Change Biol. Bioenergy 18, 2–17. doi: 10.1111/j.1757-1707.2009.01004.x
  37. Dodd, D., Mackie, R., and Cann, I. K. (2011). Xylan degradation, a metabolic property shared by rumen and human colonic Bacteroidetes. Mol. Microbiol. 79, 292–304. doi: 10.1111/j.1365-2958.2010.07473.x
  38. Duncan, S. H., and Flint, H. J. (2013). Probiotics and prebiotics and health in ageing populations. Maturitas 75, 44–50. doi: 10.1016/j.maturitas.2013.02.004
  39. Duncan, S. H., Louis, P., and Flint, H. J. (2004). Lactate-utilizing bacteria, isolated from human feces, that produce butyrate as a major fermentation product. Appl. Environ. Microbiol. 70, 5810–5817. doi: 10.1128/AEM.70.10.5810-5817.2004
  40. Duncan, S. H., Louis, P., Thomson, J. M., and Flint, H. J. (2009). The role of pH in determining the species composition of the human colonic microbiota. Environ. Microbiol. 11, 2112–2122. doi: 10.1111/j.1462-2920.2009.01931.x
  41. Eeckhaut, V., Ducatelle, R., Sas, B., Vermeire, S., and Van Immerseel, F. (2014). Progress towards butyrate-producing pharmabiotics: Butyricicoccus pullicaecorum capsule and efficacy in TNBS models in comparison with therapeutics. Gut 63, 367. doi: 10.1136/gutjnl-2013-305293
  42. Eeckhaut, V., Machiels, K., Perrier, C., Romero, C., Maes, S., Flahou, B., et al. (2013). Butyricicoccus pullicaecorum in inflammatory bowel disease. Gut 62, 1745–1752. doi: 10.1136/gutjnl-2012-303611
  43. EFSA (2010). Scientific opinion on the substantiation of health claims related to live yoghurt cultures and improved lactose digestion (ID 1143, 2976), pursuant to Article 13 (1) of regulation (EC) No 1924/20061. EFSA J. 8, 1763. doi: 10.2903/j.efsa.2010.1763
  44. EFSA (2011a). Scientific opinion on the substantiation of health claims related to resistant starch and reduction of post-prandial glycaemic responses (ID 681), “digestive health benefits” (ID 682) and “favours a normal colon metabolism” (ID 783) pursuant to Article 13 (1) of Regulation (EC) No 1924/2006. EFSA J. 9, 2024. doi: 10.2903/j.efsa.2011.2024
  45. EFSA (2011b). Scientific opinion on the substantiation of health claims related to arabinoxylan produced from wheat endosperm and reduction of post-prandial glycaemic responses (ID 830) pursuant to Article 13 (1) of Regulation (EC) No 1924/2006. EFSA J. 9, 2205. doi: 10.2903/j.efsa.2011.2205
  46. EFSA (2015). Scientific opinion on the substantiation of a health claim related to “native chicory inulin” and maintenance of normal defecation by increasing stool frequency pursuant to Article 13.5 of Regulation (EC) No 1924/2006. EFSA J. 13, 3951. doi: 10.2903/j.efsa.2015.3951
  47. Egan, M., O'Connell Motherway, M., Kilcoyne, M., Kane, M., Joshi, L., Ventura, M., et al. (2014). Cross-feeding by Bifidobacterium breve UCC2003 during co-cultivation with Bifidobacterium bifidum PRL2010 in a mucin-based medium. BMC Microbiol. 14:282. doi: 10.1186/s12866-014-0282-7
  48. Ehrmann, M. A., Korakli, M., and Vogel, R. F. (2003). Identification of the gene for beta-fructofuranosidase of Bifidobacterium lactis DSM10140T and characterization of the enzyme expressed in Escherichia coliCurr. Microbiol. 46, 391–397. doi: 10.1007/s00284-002-3908-1
  49. El Aidy, S., Van den Abbeele, P., Van de Wiele, T., Louis, P., and Kleerebezem, M. (2013). Intestinal colonization: how key microbial players become established in this dynamic process. Bioessays 35, 913–923. doi: 10.1002/bies.201300073
  50. El Kaoutari, A., Armougom, F., Gordon, J. I., Raoult, D., and Henrissat, B. (2013). The abundance and variety of carbohydrate-active enzymes in the human gut microbiota. Nat. Rev. Microbiol. 11, 497–504. doi: 10.1038/nrmicro3050
  51. Eloe-Fadrosh, E. A., Brady, A., Crabtree, J., Drabek, E. F., Ma, B., Mahurkar, A., et al. (2015). Functional dynamics of the gut microbiome in elderly people during probiotic consumption. MBio 6:e00231. doi: 10.1128/mBio.00231-15
  52. European Commission (2008). Commission directive 2008/100/EC. Official Journal European Union, p. L 285/9.
  53. Euzéby, J. P. (1997). List of bacterial names with standing in nomenclature: a folder available on the internet. Int. J. Syst. Bacteriol. 47, 590–592. doi: 10.1099/00207713-47-2-590
  54. Euzéby, J. P. (2016). “Bifidobacterium”List of Prokaryotic Names with Standing in Nomenclature. Available online at: http://www.bacterio.net/bifidobacterium.html (Accessed May 19, 2016).
  55. Everard, A., and Cani, P. D. (2013). Diabetes, obesity and gut microbiota. Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol. 27, 73–78. doi: 10.1016/j.bpg.2013.03.007
  56. Everard, A., Lazarevic, V., Derrien, M., Girard, M., Muccioli, G. G., Neyrinck, A. M., et al. (2011). Responses of gut microbiota and glucose and lipid metabolism to prebiotics in genetic obese and diet-induced leptin-resistant mice. Diabetes 60, 2775–2786. doi: 10.2337/db11-0227
  57. Faith, J. J., Guruge, J. L., Charbonneau, M., Subramanian, S., Seedorf, H., Goodman, A. L., et al. (2013). The long-term stability of the human gut microbiota. Science 341:1237439. doi: 10.1126/science.1237439
  58. Falony, G., Calmeyn, T., Leroy, F., and De Vuyst, L. (2009a). Coculture fermentations of Bifidobacterium species and Bacteroides thetaiotaomicron reveal a mechanistic insight into the prebiotic effect of inulin-type fructans. Appl. Environ. Microbiol. 75, 2312–2319. doi: 10.1128/AEM.02649-08
  59. Falony, G., Lazidou, K., Verschaeren, A., Weckx, S., Maes, D., and De Vuyst, L. (2009b). In vitro kinetic analysis of fermentation of prebiotic inulin-type fructans by Bifidobacterium species reveals four different phenotypes. Appl. Environ. Microbiol. 75, 454–461. doi: 10.1128/AEM.01488-08
  60. Falony, G., Verschaeren, A., De Bruycker, F., De Preter, V., Verbeke, K., Leroy, F., et al. (2009c). In vitro kinetics of prebiotic inulin-type fructan fermentation by butyrate-producing colon bacteria: implementation of online gas chromatography for quantitative analysis of carbon dioxide and hydrogen gas production. Appl. Environ. Microbiol. 75, 5884–5892. doi: 10.1128/AEM.00876-09
  61. Falony, G., Vlachou, A., Verbrugghe, K., and De Vuyst, L. (2006). Cross-feeding between Bifidobacterium longum BB536 and acetate-converting, butyrate-producing colon bacteria during growth on oligofructose. Appl. Environ. Microbiol. 72, 7835–7841. doi: 10.1128/AEM.01296-06
  62. Figueroa-González, I., Quijano, G., Ramírez, G., and Cruz-Guerrero, A. (2011). Probiotics and prebiotics - perspectives and challenges. J. Sci. Food Agric. 91, 1341–1348. doi: 10.1002/jsfa.4367
  63. Frei, R., Akdis, M., and O'Mahony, L. (2015). Prebiotics, probiotics, synbiotics, and the immune system: experimental data and clinical evidence. Curr. Opin. Gastroenterol. 31, 153–158. doi: 10.1097/MOG.0000000000000151
  64. Gagnon, M., Savard, P., Rivière, A., LaPointe, G., and Roy, D. (2015). Bioaccessible antioxidants in milk fermented by Bifidobacterium longum subsp. longum strains. Biomed. Res. Int. 2015:169381. doi: 10.1155/2015/169381
  65. Geirnaert, A., Steyaert, A., Eeckhaut, V., Debruyne, B., Arends, J. B., Van Immerseel, F., et al. (2014). Butyricicoccus pullicaecorum, a butyrate producer with probiotic potential, is intrinsically tolerant to stomach and small intestine conditions. Anaerobe 30, 70–74. doi: 10.1016/j.anaerobe.2014.08.010
  66. Gevers, D., Kugathasan, S., Denson, L. A., Vázquez-Baeza, Y., Van Treuren, W., Ren, B., et al. (2014). The treatment-naive microbiome in new-onset Crohn's disease. Cell Host Microbe 15, 382–392. doi: 10.1016/j.chom.2014.02.005
  67. Gibson, G. R., Probert, H. M., Loo, J. V., Rastall, R. A., and Roberfroid, M. B. (2004). Dietary modulation of the human colonic microbiota: updating the concept of prebiotics. Nutr. Res. Rev. 17, 259–275. doi: 10.1079/NRR200479
  68. Gibson, G. R., Scott, K. P., Rastall, R. A., Tuohy, K. M., Hotchkiss, A., Dubert-Ferrandon, A., et al. (2010). Dietary prebiotics: current status and new definition. Food Sci. Technol. Bull. 7, 1–19. doi: 10.1616/1476-2137.15880
  69. Glanville, J., King, S., Guarner, F., Hill, C., and Sanders, M. E. (2015). A review of the systematic review process and its applicability for use in evaluating evidence for health claims on probiotic foods in the European Union. Nutr. J. 14, 16. doi: 10.1186/s12937-015-0004-5
  70. Gorissen, L., De Vuyst, L., Raes, K., De Smet, S., and Leroy, F. (2012). Conjugated linoleic and linolenic acid production kinetics by bifidobacteria differ among strains. Int. J. Food Microbiol. 155, 234–240. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2012.02.012
  71. Gorissen, L., Raes, K., Weckx, S., Dannenberger, D., Leroy, F., De Vuyst, L., et al. (2010). Production of conjugated linoleic acid and conjugated linolenic acid isomers by Bifidobacterium species. Appl. Microbiol. Biotechnol. 87, 2257–2266. doi: 10.1007/s00253-010-2713-1
  72. Gosálbez, L., and Ramón, D. (2015). Probiotics in transition: novel strategies. Trends Biotechnol. 33, 195–196. doi: 10.1016/j.tibtech.2015.01.006
  73. Gråsten, S., Liukkonen, K. H., Chrevatidis, A., El-Nezami, H., Poutanen, K., and Mykkänen, H. (2003). Effects of wheat pentosan and inulin on the metabolic activity of fecal microbiota and on bowel function in healthy humans. Nutr. Res. 23, 1503–1514. doi: 10.1016/S0271-5317(03)00164-7
  74. Grimm, V., Westermann, C., and Riedel, C. U. (2014). Bifidobacteria-host interactions - an update on colonisation factors. Biomed. Res. Int. 2014:960826. doi: 10.1155/2014/960826
  75. Grootaert, C., Delcour, J. A., Courtin, C. M., Broekaert, W. F., Verstraete, W., and Van de Wiele, T. (2007). Microbial metabolism and prebiotic potency of arabinoxylan oligosaccharides in the human intestine. Trends Food Sci. Technol. 18, 64–71. doi: 10.1016/j.tifs.2006.08.004
  76. Grootaert, C., Van den Abbeele, P., Marzorati, M., Broekaert, W. F., Courtin, C. M., Delcour, J. A., et al. (2009). Comparison of prebiotic effects of arabinoxylan oligosaccharides and inulin in a simulator of the human intestinal microbial ecosystem. FEMS Microbiol. Ecol. 69, 231–242. doi: 10.1111/j.1574-6941.2009.00712.x
  77. Gruppen, H., Kormelink, F. J. M., and Voragen, A. G. J. (1993). Enzymic degradation of water-unextractable cell wall material and arabinoxylans from wheat flour. J. Cereal Sci. 18, 129–143. doi: 10.1006/jcrs.1993.1041
  78. Hamer, H. M., Jonkers, D., Venema, K., Vanhoutvin, S., Troost, F. J., and Brummer, R. J. (2008). Review article: the role of butyrate on colonic function. Aliment. Pharmacol. Ther. 27, 104–119. doi: 10.1111/j.1365-2036.2007.03562.x
  79. Havenaar, R. (2011). Intestinal health functions of colonic microbial metabolites: a review. Benef. Microbes 2, 103–114. doi: 10.3920/BM2011.0003
  80. Hill, C., Guarner, F., Reid, G., Gibson, G. R., Merenstein, D. J., Pot, B., et al. (2014). Expert consensus document. The International Scientific Association for Probiotics and Prebiotics consensus statement on the scope and appropriate use of the term probiotic. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 11, 506–514. doi: 10.1038/nrgastro.2014.66
  81. Hood, L. (2012). Tackling the microbiome. Science 336, 1209. doi: 10.1126/science.1225475
  82. Hopkins, M. J., Englyst, H. N., Macfarlane, S., Furrie, E., Macfarlane, G. T., and McBain, A. J. (2003). Degradation of cross-linked and non-cross-linked arabinoxylans by the intestinal microbiota in children. Appl. Environ. Microbiol. 69, 6354–6360. doi: 10.1128/AEM.69.11.6354-6360.2003
  83. Hughes, S. A., Shewry, P. R., Li, L., Gibson, G. R., Sanz, M. L., and Rastall, R. A. (2007). In vitro fermentation by human fecal microflora of wheat arabinoxylans. J. Agric. Food Chem. 55, 4589–4595. doi: 10.1021/jf070293g
  84. Hutkins, R. W., Krumbeck, J. A., Bindels, L. B., Cani, P. D., Fahey, G., Goh, Y. J., et al. (2016). Prebiotics: why definitions matter. Curr. Opin. Biotechnol. 37, 1–7. doi: 10.1016/j.copbio.2015.09.001
  85. Ishikawa, E., Matsuki, T., Kubota, H., Makino, H., Sakai, T., Oishi, K., et al. (2013). Ethnic diversity of gut microbiota: species characterization of Bacteroides fragilis group and genus Bifidobacterium in healthy Belgian adults, and comparison with data from Japanese subjects. J. Biosci. Bioeng. 116, 265–270. doi: 10.1016/j.jbiosc.2013.02.010
  86. Izydorczyk, M. S., and Biliaderis, C. G. (1995). Cereal arabinoxylans: advances in structure and physicochemical properties. Carbohydr. Polym. 28, 33–48. doi: 10.1016/0144-8617(95)00077-1
  87. Izydorczyk, M. S., and Biliaderis, C. G. (2006). “Arabinoxylans: technology and nutritionally functional plant polysaccharides,” in Functional Food Carbohydrates, eds C. G. Biliaderis and M. S. Izydorczyk (Boca Raton, FL: CRC Press), 249–290.
  88. Jedrzejczak-Krzepkowska, M., Tkaczuk, K. L., and Bielecki, S. (2011). Biosynthesis, purification and characterization of β-fructofuranosidase from Bifidobacterium longum KN29.1. Proc. Biochem. 46, 1963–1972. doi: 10.1016/j.procbio.2011.07.005
  89. Kapel, N., Thomas, M., Corcos, O., Mayeur, C., Barbot-Trystram, L., Bouhnik, Y., et al. (2014). Practical implementation of faecal transplantation. Clin. Microbiol. Infec. 20, 1098–1105. doi: 10.1111/1469-0691.12796
  90. Khodayar-Pardo, P., Mira-Pascual, L., Collado, M. C., and Martínez-Costa, C. (2014). Impact of lactation stage, gestational age and mode of delivery on breast milk microbiota. J. Perinatol. 34, 599–605. doi: 10.1038/jp.2014.47
  91. Klijn, A., Mercenier, A., and Arigoni, F. (2005). Lessons from the genomes of bifidobacteria. FEMS Microbiol. Rev. 29, 491–509. doi: 10.1016/j.fmrre.2005.04.010
  92. Kumar, H., Salminen, S., Verhagen, H., Rowland, I., Heimbach, J., Bañares, S., et al. (2015). Novel probiotics and prebiotics: road to the market. Curr. Opin. Biotechnol. 32, 99–103. doi: 10.1016/j.copbio.2014.11.021
  93. Lagaert, S., Pollet, A., Courtin, C. M., and Volckaert, G. (2014). β-Xylosidases and α-L-arabinofuranosidases: accessory enzymes for arabinoxylan degradation. Biotechnol. Adv. 32, 316–332. doi: 10.1016/j.biotechadv.2013.11.005
  94. Lagaert, S., Pollet, A., Delcour, J. A., Lavigne, R., Courtin, C. M., and Volckaert, G. (2010). Substrate specificity of three recombinant α-L-arabinofuranosidases from Bifidobacterium adolescentis and their divergent action on arabinoxylan and arabinoxylan oligosaccharides. Biochem. Biophys. Res. Commun. 26, 644–650. doi: 10.1016/j.bbrc.2010.10.075
  95. Lagaert, S., Pollet, A., Delcour, J. A., Lavigne, R., Courtin, C. M., and Volckaert, G. (2011). Characterization of two β-xylosidases from Bifidobacterium adolescentis and their contribution to the hydrolysis of prebiotic xylooligosaccharides. Appl. Microbiol. Biotechnol. 92, 1179–1185. doi: 10.1007/s00253-011-3396-y
  96. Laureys, D., Cnockaert, M., De Vuyst, L., and Vandamme, P. (2016). Bifidobacterium aquikefiri sp. nov., isolated from water kefir. Int. J. Syst. Evolut. Microbiol. 66, 1281–1286. doi: 10.1099/ijsem.0.000877
  97. Laureys, D., and De Vuyst, L. (2014). Microbial species diversity, community dynamics, and metabolite kinetics of water kefir fermentation. Appl. Environ. Microbiol. 80, 2564–2572. doi: 10.1128/AEM.03978-13
  98. Leahy, S. C., Higgins, D. G., Fitzgerald, G. F., and van Sinderen, D. (2005). Getting better with bifidobacteria. J. Appl. Microbiol. 98, 1303–1315. doi: 10.1111/j.1365-2672.2005.02600.x
  99. Le Chatelier, E., Nielsen, T., Qin, J., Prifti, E., Hildebrand, F., Falony, G., et al. (2013). Richness of human gut microbiome correlates with metabolic markers. Nature 500, 541–546. doi: 10.1038/nature12506
  100. Li, S., Zhu, A., Benes, V., Costea, P. I., Hercog, R., Hildebrand, F., et al. (2016). Durable coexistence of donor and recipient strains after fecal microbiota transplantation. Science 352, 586–589. doi: 10.1126/science.aad8852
  101. Lombard, V., Ramulu, H. G., Drula, E., Coutinho, P. M., and Henrissat, B. (2014). The carbohydrate-active enzymes database (CAZy) in 2013. Nucleic Acids Res. 42, D490–D495. doi: 10.1093/nar/gkt1178
  102. Louis, P., and Flint, H. J. (2009). Diversity, metabolism and microbial ecology of butyrate-producing bacteria from the human large intestine. FEMS Microbiol. Lett. 294, 1–8. doi: 10.1111/j.1574-6968.2009.01514.x
  103. Louis, P., Hold, G. L., and Flint, H. J. (2014). The gut microbiota, bacterial metabolites and colorectal cancer. Nat. Rev. Microbiol. 12, 661–672. doi: 10.1038/nrmicro3344
  104. Macfarlane, G. T., and Macfarlane, S. (2012). Bacteria, colonic fermentation, and gastrointestinal health. J. AOAC Int. 95, 50–60. doi: 10.5740/jaoacint.SGE_Macfarlane
  105. Macfarlane, G. T., Steed, H., and Macfarlane, S. (2008). Bacterial metabolism and health-related effects of galacto-oligosaccharides and other prebiotics. J. Appl. Microbiol. 104, 305–344. doi: 10.1111/j.1365-2672.2007.03520.x
  106. Maes, C., and Delcour, J. A. (2002). Structural characterisation of water-extractable and water-unextractable arabinoxylans in wheat bran. J. Cereal Sci. 35, 315–326. doi: 10.1006/jcrs.2001.0439
  107. Mahowald, M. A., Rey, F. E., Seedorf, H., Turnbaugh, P. J., Fulton, R. S., Wollam, A., et al. (2009). Characterizing a model human gut microbiota composed of members of its two dominant bacterial phyla. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 5859–5864. doi: 10.1073/pnas.0901529106
  108. Maki, K. C., Gibson, G. R., Dickmann, R. S., Kendall, C. W., Chen, C. Y., Costabile, A., et al. (2012). Digestive and physiologic effects of a wheat bran extract, arabino-xylan-oligosaccharide, in breakfast cereal. Nutrition 28, 1115–1121. doi: 10.1016/j.nut.2012.02.010
  109. Marchesi, J. R., Holmes, E., Khan, F., Kochhar, S., Scanlan, P., Shanahan, F., et al. (2007). Rapid and noninvasive metabonomic characterization of inflammatory bowel disease. J. Proteome Res. 6, 546–551. doi: 10.1021/pr060470d
  110. Marteau, P. (2013). Butyrate-producing bacteria as pharmabiotics for inflammatory bowel disease. Gut 62, 1673. doi: 10.1136/gutjnl-2012-304240
  111. Martín, R., Miquel, S., Chain, F., Natividad, J. M., Jury, J., Lu, J., et al. (2015). Faecalibacterium prausnitzii prevents physiological damages in a chronic low-grade inflammation murine model. BMC Microbiol. 15:67. doi: 10.1186/s12866-015-0400-1
  112. McLaughlin, H. P., Motherway, M. O., Lakshminarayanan, B., Stanton, C., Paul Ross, R., Brulc, J., et al. (2015). Carbohydrate catabolic diversity of bifidobacteria and lactobacilli of human origin. Int. J. Food Microbiol. 203, 109–121. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2015.03.008
  113. Mendis, M., and Simsek, S. (2013). Arabinoxylans and human health. Food Hydrocoll. 42, 239–243. doi: 10.1016/j.foodhyd.2013.07.022
  114. Miquel, S., Martín, R., Bridonneau, C., Robert, V., Sokol, H., Bermúdez-Humarán, L. G., et al. (2014). Ecology and metabolism of the beneficial intestinal commensal bacterium Faecalibacterium prausnitziiGut Microbes 5, 146–151. doi: 10.4161/gmic.27651
  115. Moens, F., Weckx, S., and De Vuyst, L. (2016). Bifidobacterial inulin-type fructan degradation capacity determines cross-feeding interactions between bifidobacteria and Faecalibacterium prausnitziiInt. J. Food Microbiol. 231, 76–85 doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2016.05.015
  116. Morgan, X. C., Tickle, T. L., Sokol, H., Gevers, D., Devaney, K. L., Ward, D. V., et al. (2012). Dysfunction of the intestinal microbiome in inflammatory bowel disease and treatment. Genome Biol. 13:R79. doi: 10.1186/gb-2012-13-9-r79
  117. NCBI Resource Coordinators (2014). Database resources of the National Center for Biotechnology Information. Nucleic Acids Res. 42, D7–D17. doi: 10.1093/nar/gkt1146
  118. Nemoto, H., Kataoka, K., Ishikawa, H., Ikata, K., Arimochi, H., Iwasaki, T., et al. (2012). Reduced diversity and imbalance of fecal microbiota in patients with ulcerative colitis. Dig. Dis. Sci. 57, 2955–2964. doi: 10.1007/s10620-012-2236-y
  119. Neyrinck, A. M., Possemiers, S., Druart, C., van de Wiele, T., De Backer, F., Cani, P. D., et al. (2011). Prebiotic effects of wheat arabinoxylan related to the increase in bifidobacteria, Roseburia and Bacteroides/Prevotella in diet-induced obese mice. PLoS ONE 6:e20944. doi: 10.1371/journal.pone.0020944
  120. Neyrinck, A. M., Van Hée, V. F., Piront, N., De Backer, F., Toussaint, O., Cani, P. D., et al. (2012). Wheat-derived arabinoxylan oligosaccharides with prebiotic effect increase satietogenic gut peptides and reduce metabolic endotoxemia in diet-induced obese mice. Nutr. Diabetes 2, e28. doi: 10.1038/nutd.2011.24
  121. Nielsen, T. S., Lærke, H. N., Theil, P. K., Sørensen, J. F., Saarinen, M., Forssten, S., et al. (2014). Diets high in resistant starch and arabinoxylan modulate digestion processes and SCFA pool size in the large intestine and faecal microbial composition in pigs. Br. J. Nutr. 112, 1837–1849. doi: 10.1017/S000711451400302X
  122. O'Hara, A. M., and Shanahan, F. (2006). The gut flora as a forgotten organ. EMBO Rep. 7, 688–693. doi: 10.1038/sj.embor.7400731
  123. Omori, T., Ueno, K., Muramatsu, K., Kikuchi, M., Onodera, S., and Shiomi, N. (2010). Characterization of recombinant β-fructofuranosidase from Bifidobacterium adolescentis G1. Chem. Centr. J. 4:9. doi: 10.1186/1752-153X-4-9
  124. Ou, J., and Sun, Z. (2014). Feruloylated oligosaccharides: structure, metabolism and function. J. Funct. Foods 7, 90–100. doi: 10.1016/j.jff.2013.09.028
  125. Palframan, R. J., Gibson, G. R., and Rastall, R. A. (2003). Carbohydrate preferences of Bifidobacterium species isolated from the human gut. Curr. Issues Intest. Microbiol. 4, 71–75.
  126. Pamer, E. G. (2014). Fecal microbiota transplantation: effectiveness, complexities, and lingering concerns. Mucosal Immunol. 7, 210–214. doi: 10.1038/mi.2013.117
  127. Parche, S., Amon, J., Jankovic, I., Rezzonico, E., Beleut, M., Barutcu, H., et al. (2007). Sugar transport systems of Bifidobacterium longum NCC2705. J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 12, 9–19. doi: 10.1159/000096455
  128. Pastell, H., Westermann, P., Meyer, A. S., Tuomainen, P., and Tenkanen, M. (2009). In vitro fermentation of arabinoxylan-derived carbohydrates by bifidobacteria and mixed faecal microbiota. J. Agric. Food Chem. 57, 8598–8606. doi: 10.1021/jf901397b
  129. Pokusaeva, K., Fitzgerald, G. F., and van Sinderen, D. (2011). Carbohydrate metabolism in Bifidobacteria. Genes Nutr. 6, 285–306. doi: 10.1007/s12263-010-0206-6
  130. Pollet, A., Van Craeyveld, V., Van de Wiele, T., Verstraete, W., Delcour, J. A., and Courtin, C. M. (2012). In vitro fermentation of arabinoxylan oligosaccharides and low molecular mass arabinoxylans with different structural properties from wheat (Triticum aestivum L.) bran and psyllium (Plantago ovata Forsk) seed husk. J. Agric. Food Chem. 60, 946–954. doi: 10.1021/jf203820j
  131. The Human Microbiome Project Consortium (2012). Structure, function and diversity of the healthy human microbiome. Nature 486, 207–214. doi: 10.1038/nature11234
  132. Qiu, X., Zhang, M., Yang, X., Hong, N., and Yu, C. (2013). Faecalibacterium prausnitzii upregulates regulatory T cells and anti-inflammatory cytokines in treating TNBS-induced colitis. J. Crohns Colitis 7, e558–e568. doi: 10.1016/j.crohns.2013.04.002
  133. Quévrain, E., Maubert, M. A., Michon, C., Chain, F., Marquant, R., Tailhades, J., et al. (2016). Identification of an anti-inflammatory protein from Faecalibacterium prausnitzii, a commensal bacterium deficient in Crohn's disease. Gut 65, 415–425. doi: 10.1136/gutjnl-2014-307649
  134. Richards, L. B., Li, M., van Esch, B. C. A. M., Garssen, J., and Folkerts, G. (2016). The effects of short-chain fatty acids on the cardiovascular system. Pharma Nutr. 4, 68–111. doi: 10.1016/j.phanu.2016.02.001
  135. Ridaura, V. K., Faith, J. J., Rey, F. E., Cheng, J., Duncan, A. E., Kau, A. L., et al. (2013). Gut microbiota from twins discordant for obesity modulate metabolism in mice. Science 341:1241214. doi: 10.1126/science.1241214
  136. Rivière, A., Gagnon, M., Weckx, S., Roy, D., and De Vuyst, L. (2015). Mutual cross-feeding interactions between Bifidobacterium longum NCC2705 and Eubacterium rectale ATCC 33656 explain the bifidogenic and butyrogenic effects of arabinoxylan-oligosaccharides. Appl. Environ. Microbiol. 81, 7767–7781. doi: 10.1128/AEM.02089-15
  137. Rivière, A., Moens, F., Selak, M., Maes, D., Weckx, S., and De Vuyst, L. (2014). The ability of bifidobacteria to degrade arabinoxylan oligosaccharide constituents and derived oligosaccharides is strain dependent. Appl. Environ. Microbiol. 80, 204–217. doi: 10.1128/AEM.02853-13
  138. Roberfroid, M. B. (2005). Introducing inulin-type fructans. Br. J. Nutr. 93, S13–S25. doi: 10.1079/bjn20041350
  139. Roberfroid, M. B. (2007). Inulin-type fructans: functional food ingredients. J. Nutr. 137, 2493–2502. doi: 10.1201/9780203504932
  140. Rossi, M., and Amaretti, A. (2011). “Probiotic properties of bifidobacteria” in Bifidobacteria, Genomics and Molecular Aspects, eds B. Mayo and D. van Sinderen (Norwich: Caister Academic Press), 97–123.
  141. Saez-Lara, M. J., Gomez-Llorente, C., Plaza-Diaz, J., and Gil, A. (2015). The role of probiotic lactic acid bacteria and bifidobacteria in the prevention and treatment of inflammatory bowel disease and other related diseases: a systematic review of randomized human clinical trials. Biomed. Res. Int. 2015:505878. doi: 10.1155/2015/505878
  142. Salminen, S., and van Loveren, H. (2012). Probiotics and prebiotics: health claim substantiation. Microb. Ecol. Health Dis. 23:18568. doi: 10.3402/mehd.v23i0.18568
  143. Sanchez, J. I., Marzorati, M., Grootaert, C., Baran, M., Van Craeyveld, V., Courtin, C. M., et al. (2009). Arabinoxylan-oligosaccharides (AXOS) affect the protein/carbohydrate fermentation balance and microbial population dynamics of the simulator of human intestinal microbial ecosystem. Microb. Biotechnol. 2, 101–113. doi: 10.1111/j.1751-7915.2008.00064.x
  144. Schaafsma, G., and Slavin, J. L. (2015). Significance of inulin fructans in the human diet. Compr. Rev. Food Sci. Food Saf. 14, 37–47. doi: 10.1111/1541-4337.12119
  145. Schell, M. A., Karmirantzou, M., Snel, B., Vilanova, D., Berger, B., Pessi, G., et al. (2002). The genome sequence of Bifidobacterium longum reflects its adaptation to the human gastrointestinal tract. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99, 14422–14427. doi: 10.1073/pnas.212527599
  146. Scott, K. P., Antoine, J. M., Midtvedt, T., and van Hemert, S. (2015). Manipulating the gut microbiota to maintain health and treat disease. Microb. Ecol. Health Dis. 26, 25877. doi: 10.3402/mehd.v26.25877
  147. Scott, K. P., Martin, J. C., Chassard, C., Clerget, M., Potrykus, J., Campbell, G., et al. (2011). Substrate-driven gene expression in Roseburia inulinivorans: importance of inducible enzymes in the utilization of inulin and starch. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1, 4672–4679. doi: 10.1073/pnas.1000091107
  148. Scott, K. P., Martin, J. C., Duncan, S. H., and Flint, H. J. (2014). Prebiotic stimulation of human colonic butyrate-producing bacteria and bifidobacteria, in vitroFEMS Microbiol. Ecol. 87, 30–40. doi: 10.1111/1574-6941.12186
  149. Selak, M., Rivière, A., Moens, F., Van den Abbeele, P., Geirnaert, A., Rogelj, I., et al. (2016). Inulin-type fructan fermentation by bifidobacteria depends on the strain rather than the species and region in the human intestine. Appl. Microbiol. Biotechnol. 100, 4097–4107. doi: 10.1007/s00253-016-7351-9
  150. Sharon, G., Garg, N., Debelius, J., Knight, R., Dorrestein, P. C., and Mazmanian, S. K. (2014). Specialized metabolites from the microbiome in health and disease. Cell Metab. 20, 719–730. doi: 10.1016/j.cmet.2014.10.016
  151. Slavin, J. (2013). Fiber and prebiotics: mechanisms and health benefits. Nutrients 5, 1417–1435. doi: 10.3390/nu5041417
  152. Snelders, J., Olaerts, H., Dornez, E., Van de Wiele, T., Aura, A. M., Vanhaecke, L., et al. (2014). Structural features and feruloylation modulate the fermentability and evolution of antioxidant properties of arabinoxylanoligosaccharides during in vitro fermentation by human gut derived microbiota. J. Funct. Foods 10, 1–12. doi: 10.1016/j.jff.2014.05.011
  153. Sommer, F., and Bäckhed, F. (2013). The gut microbiota - masters of host development and physiology. Nat. Rev. Microbiol. 11, 227–238. doi: 10.1038/nrmicro2974
  154. Swennen, K., Courtin, C. M., Lindemans, G. C. J. E., and Delcour, J. A. (2006). Large-scale production and characterisation of wheat bran arabinoxylooligosaccharides. J. Sci. Food Agric. 86, 1722–1731. doi: 10.1002/jsfa.2470
  155. Tannock, G. W. (2010). “Analysis of bifidobacterial populations in bowel ecology studies” in Bifidobacteria, Genomics and Molecular Aspects, eds B. Mayo and D. van Sinderen (Norwich: Caister Academic Press), 1–15.
  156. Tap, J., Mondot, S., Levenez, F., Pelletier, E., Caron, C., Furet, J. P., et al. (2009). Towards the human intestinal microbiota phylogenetic core. Environ. Microbiol. 11, 2574–2584. doi: 10.1111/j.1462-2920.2009.01982.x
  157. Tojo, R., Suárez, A., Clemente, M. G., de los Reyes-Gavilán, C. G., Margolles, A., Gueimonde, M., et al. (2014). Intestinal microbiota in health and disease: role of bifidobacteria in gut homeostasis. World J. Gastroenterol. 20, 15163–15176. doi: 10.3748/wjg.v20.i41.15163
  158. Tralongo, P., Tomasello, G., Sinagra, E., Damiani, P., Leone, A., Palumbo, V. D., et al. (2014). The role of butyric acid as a protective agent against inflammatory bowel diseases. Euromediterranean Biomed. J. 9, 24–35. doi: 10.3269/1970-5492.2014.9.4
  159. Tuohy, K. M., and Scott, K. P. (2015). “The microbiota of the human gastrointestinal tract: a molecular view” in Diet-Microbe Interactions in the Gut, eds K. M. Tuohy and D. Del Rio (London: Elsevier), 1–15.
  160. Turroni, F., Özcan, E., Milani, C., Mancabelli, L., Viappiani, A., van Sinderen, D., et al. (2015). Glycan cross-feeding activities between bifidobacteria under in vitro conditions. Front. Microbiol. 6:1030. doi: 10.3389/fmicb.2015.01030
  161. Turroni, F., Foroni, E., Pizzetti, P., Giubellini, V., Ribbera, A., Merusi, P., et al. (2009). Exploring the diversity of the bifidobacterial population in the human intestinal tract. Appl. Environ. Microbiol. 75, 1534–1545. doi: 10.1128/AEM.02216-08
  162. Turroni, F., Peano, C., Pass, D. A., Foroni, E., Severgnini, M., Claesson, M. J., et al. (2012). Diversity of bifidobacteria within the infant gut microbiota. PLoS ONE 7:e36957. doi: 10.1371/journal.pone.0036957
  163. Van Craeyveld, V., Swennen, K., Dornez, E., Van de Wiele, T., Marzorati, M., Verstraete, W., et al. (2008). Structurally different wheat-derived arabinoxylooligosaccharides have different prebiotic and fermentation properties in rats. J. Nutr. 138, 2348–2355. doi: 10.3945/jn.108.094367
  164. Van den Abbeele, P., Belzer, C., Goossens, M., Kleerebezem, M., De Vos, W. M., Thas, O., et al. (2013a). Butyrate-producing Clostridium cluster XIVa species specifically colonize mucins in an in vitro gut model. ISME J. 7, 949–961. doi: 10.1038/ismej.2012.158
  165. Van den Abbeele, P., Gerard, P., Rabot, S., Bruneau, A., El Aidy, S., Derrien, M., et al. (2011). Arabinoxylans and inulin differentially modulate the mucosal and luminal gut microbiota and mucin-degradation in humanized rats. Environ. Microbiol. 13, 2667–2680. doi: 10.1111/j.1462-2920.2011.02533.x
  166. Van den Abbeele, P., Verstraete, W., El Aidy, S., Geirnaert, A., and Van de Wiele, T. (2013b). Prebiotics, faecal transplants and microbial network units to stimulate biodiversity of the human gut microbiome. Microb. Biotechnol. 6, 335–340. doi: 10.1111/1751-7915.12049
  167. van den Broek, L. A. M., Hinz, S. W. A., Beldman, G., Vincken, J. P., and Voragen, A. G. J. (2008). Bifidobacterium carbohydrases - their role in breakdown and synthesis of (potential) prebiotics. Nutr. Food. Res. 52, 146–163. doi: 10.1002/mnfr.200700121
  168. van den Broek, L. A. M., and Voragen, A. G. J. (2008). Bifidobacterium glycoside hydrolases and (potential) prebiotics. Innov. Food Sci. Emerg. Technol. 9, 401–407. doi: 10.1016/j.ifset.2007.12.006
  169. Van der Meulen, R., Adriany, T., Verbrugghe, K., and De Vuyst, L. (2006a). Kinetic analysis of bifidobacterial metabolism reveals a minor role for succinic acid in the regeneration of NAD+ through its growth-associated production. Appl. Environ. Microbiol. 72, 5204–5210. doi: 10.1128/AEM.00146-06
  170. Van der Meulen, R., Avonts, L., and De Vuyst, L. (2004). Short fractions of oligofructose are preferentially metabolized by Bifidobacterium animalis DN-173 010. Appl. Environ. Microbiol. 70, 1923–1930. doi: 10.1128/AEM.70.4.1923-1930.2004
  171. Van der Meulen, R., Makras, L., Verbrugghe, K., Adriany, T., and De Vuyst, L. (2006b). In vitro kinetic analysis of oligofructose consumption by Bacteroides and Bifidobacterium spp. indicates different degradation mechanisms. Appl. Environ. Microbiol. 72, 1006–1012. doi: 10.1128/AEM.72.2.1006-1012.2006
  172. Van Laere, K. M. J., Hartemink, R., Bosveld, M., Schols, H. A., and Voragen, A. G. J. (2000). Fermentation of plant cell wall derived polysaccharides and their corresponding oligosaccharides by intestinal bacteria. J. Agric. Food Chem. 48, 1644–1652. doi: 10.1021/jf990519i
  173. Velasquez-Manoff, M. (2015). Gut microbiome: the peacekeepers. Nature 518, S3–S11. doi: 10.1038/518S3a
  174. Ventura, M., O'Flaherty, S., Claesson, M. J., Turroni, F., Klaenhammer, T. R., van Sinderen, D., et al. (2009). Genome-scale analyses of health-promoting bacteria: probiogenomics. Nat. Rev. Microbiol. 7, 61–71. doi: 10.1038/nrmicro2047
  175. Ventura, M., Turroni, F., Bottacini, F., Giubellini, V., and van Sinderen, D. (2011). “Bifidobacterial ecology and comparative genomics: perspectives and prospects,” in Bifidobacteria, Genomics and Molecular Aspects, eds B. Mayo and D. van Sinderen (Norwich: Caister Academic Press), 31–44.
  176. Ventura, M., Turroni, F., Lugli, G. A., and van Sinderen, D. (2014). Bifidobacteria and humans: our special friends, from ecological to genomics perspectives. J. Sci. Food Agric. 94, 163–168. doi: 10.1002/jsfa.6356
  177. Verbeke, K. (2014). “Prebiotics and synbiotics: how do they affect health?” in Clinical Insights: Probiotics, Prebiotics and Gut Health, eds M. H. Floch and A. Kim (London: Future Medicine Ltd.), 47–61.
  178. Verspreet, J., Damen, D., Broekaert, W. F., Verbeke, K., Delcour, J. A., and Courtin, C. M. (2016). A critical look at prebiotics within the dietary fiber concept. Annu. Rev. Food Sci. Technol. 7, 167–190. doi: 10.1146/annurev-food-081315-032749
  179. Vital, M., Howe, A. C., and Tiedje, J. M. (2014). Revealing the bacterial butyrate synthesis pathways by analyzing (meta)genomic data. MBio 5, e00889–e00814. doi: 10.1128/mBio.00889-14
  180. Vrieze, A., Van Nood, E., Holleman, F., Salojärvi, J., Kootte, R. S., Bartelsman, J. F., et al. (2012). Transfer of intestinal microbiota from lean donors increases insulin sensitivity in individuals with metabolic syndrome. Gastroenterology 143, 913–916. doi: 10.1053/j.gastro.2012.06.031
  181. Walker, A. W., Duncan, S. H., Louis, P., and Flint, H. J. (2014). Phylogeny, culturing, and metagenomics of the human gut microbiota. Trends Microbiol. 22, 267–274. doi: 10.1016/j.tim.2014.03.001
  182. Walton, G. E., Lu, C., Trogh, I., Arnaut, F., and Gibson, G. R. (2012). A randomised, double-blind, placebo controlled cross-over study to determine the gastrointestinal effects of consumption of arabinoxylan-oligosaccharides enriched bread in healthy volunteers. Nutr. J. 11:36. doi: 10.1186/1475-2891-11-36
  183. Warchol, M., Perrin, S., Grill, J. P., and Schneider, F. (2002). Characterization of a purified beta-fructofuranosidase from Bifidobacterium infantis ATCC 15697. Lett. Appl. Microbiol. 35, 462–467. doi: 10.1046/j.1472-765X.2002.01224.x
  184. Whitman, W. B., Coleman, D. C., and Wiebe, W. J. (1998). Prokaryotes: the unseen majority. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95, 6578–6583. doi: 10.1073/pnas.95.12.6578
  185. Wikoff, W. R., Anfora, A. T., Liu, J., Schultz, P. G., Lesley, S. A., Peters, E. C., et al. (2009). Metabolomics analysis reveals large effects of gut microflora on mammalian blood metabolites. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 3698–3703. doi: 10.1073/pnas.0812874106
  186. Wu, N., Yang, X., Zhang, R., Li, J., Xiao, X., Hu, Y., et al. (2013). Dysbiosis signature of fecal microbiota in colorectal cancer patients. Microb. Ecol. 66, 462–470. doi: 10.1007/s00248-013-0245-9
  187. Xu, M. Q., Cao, H. L., Wang, W. Q., Wang, S., Cao, X. C., Yan, F., et al. (2015). Fecal microbiota transplantation broadening its application beyond intestinal disorders. World J. Gastroenterol. 21, 102–111. doi: 10.3748/wjg.v21.i1.102
  188. Yang, J., Martínez, I., Walter, J., Keshavarzian, A., and Rose, D. J. (2013). In vitro characterization of the impact of selected dietary fibers on fecal microbiota composition and short chain fatty acid production. Anaerobe 23, 74–81. doi: 10.1016/j.anaerobe.2013.06.012
  189. Zoetendal, E. G., Raes, J., van den Bogert, B., Arumugam, M., Booijink, C. C., Troost, F. J., et al. (2012). The human small intestinal microbiota is driven by rapid uptake and conversion of simple carbohydrates. ISME J. 6, 1415–1426. doi: 10.1038/ismej.2011.212
Этот сайт использует файлы cookie и метаданные. Продолжая просматривать его, вы соглашаетесь на использование нами файлов cookie и метаданных в соответствии с Политикой конфиденциальности.
Продолжить