Новый взгляд на бифидобактерии

 Современный взгляд на бифидобактерии

Новый взгляд на бифидогенный эффект - экология и перспективы здоровья при колонизации бифидобактериями в раннем возрасте

Резюме

Обширная микробная колонизация желудочно-кишечного тракта младенца начинается после родов. Существует несколько параллельных механизмов, с помощью которых может происходить приобретение микробиома в раннем возрасте, включая раннее воздействие материнской вагинальной и фекальной микробиоты, передачу микробов, связанных с кожей, и попадание микроорганизмов, присутствующих в грудном молоке. Решающая роль вертикальной передачи из материнского микробного резервуара во время вагинальных родов подтверждается общими штаммами микробов, наблюдаемыми у матерей и их младенцев, и отчетливо различающимся составом кишечного микробиома младенцев, рожденных после кесарева сечения. В толстой кишке здорового младенца часто преобладают представители ключевого рода Bifidobacterium, которые развили сложные генетические пути метаболизма различных гликанов, присутствующих в материнском молоке. В обмен на эти питательные вещества, полученные от хозяина, сахаролитическая активность бифидобактерий приводит к образованию анаэробной и кислой среды кишечника, которая защищает от энтеропатогенной инфекции. Вмешательство в приобретение и развитие микробиоты в раннем возрасте может привести к неблагоприятным последствиям для здоровья. О нарушении развития микробиоты, часто характеризующемся снижением численности видов Bifidobacterium, сообщалось в случае детей, родившихся преждевременно, с помощью кесарева сечения, в случае воздействия антибиотиков в раннем возрасте и в случае аллергии в раннем возрасте. Были разработаны различные стратегии модуляции микробиома, такие как пробиотики, пребиотики, синбиотики и постбиотики, которые способны вызвать бифидогенный сдвиг и помочь восстановить развитие микробиоты. В этом обзоре исследуется эволюционная экология штаммов раннего типа и их симбиотические отношения с людьми, а также обсуждаются примеры нарушения развития микробиоты, в которых стимулирование численности и активности Bifidobacterium продемонстрировало положительную связь со здоровьем.

1. Введение

Развитие кишечной микробиоты в раннем возрасте очень динамично и находится в синергии с анатомией, физиологией кишечника, иммунным и неврологическим развитием [1]. Отклонения и неправильные конфигурации в её структуре и функциях могут способствовать возникновению патологий и хронических болезненных состояний [2]. Время первого воздействия микробов на развивающийся эмбрион часто обсуждается [3]: некоторые отчеты предполагают, что воздействие микробов и их колонизация уже происходит «внутриутробно» [4,5,6], в то время как другие указывают, что необходимы более подробные исследования для проверки этого предположения [3].

Несомненно, существует много более экономных путей, по которым может происходить микробная инокуляция, включая раннее воздействие вагинальной и фекальной микробиоты при рождении, проглатывание эпидермальных кожных микробов и жизнеспособных микробов, присутствующих в грудном молоке, а также врожденно тесные взаимодействия между новорожденным и матерью [7]. Последующий процесс колонизации представляет собой баланс между притоком микробов и адаптивностью ниши [8].

Эти первые микробные пионеры становятся ключевыми игроками в сборке сложной экосистемы, которая следует за отчетливыми сукцессионными стадиями с потенциальными долгосрочными последствиями для здоровья [9]. На формирование этой сложной экосистемы влияют многочисленные факторы, включая генетику хозяина, микробиоту матери, гестационный возраст, медицинскую практику, способ родов, диету, образ жизни, семейную среду, наличие домашних животных, инфекционные заболевания и антимикробную терапию [10]. Хотя сборка микробиоты в кишечнике младенца не является строго детерминированной, существует всеобъемлющая направленность микробной последовательности, сильно обусловленная питанием в раннем возрасте, особенно грудным молоком человека.

Грудное молоко не только обеспечивает оптимальное питание для младенцев, но также является резервуаром микробов, в основном из родов Staphylococcus и Streptococcus, но также Bifidobacterium, Propionibacteria, Pseudomonas, Bacteroides и Parabacteroides [11,12]. Bifidobacterium - это самый распространенный род в кишечнике грудного ребенка, который считается истинным таксоном или "краеугольным камнем", оказывающим сильное эко-физиологическое воздействие на состав и активность микробиоты. Таким образом, Bifidobacterium spp. может служить маркером развития здоровой микробиоты и практики кормления грудью. Цель этого обзора - подчеркнуть центральную роль бифидобактерий как ключевых организмов в раннем периоде жизни и сравнить их особую экофизиологию с другими представителями кишечной микробиоты в раннем возрасте [8]. Кроме того, мы стремимся предоставить механистические идеи, которые поддерживают применение бифидобактерий в качестве модуляторов микробиома (в сочетании с пребиотиками) для восстановления нарушенного развития микробиоты, связанного с способом родоразрешения, воздействием антибиотиков, недоношенностью и детской патологией, такой как аллергия.

2. Экологические факторы приобретения и преемственности бифидобактерий.

2.1. Способ родоразрешения, антибиотики и диета

Сразу после рождения кишечник младенца все еще богат кислородом и предлагает благоприятную среду обитания для факультативных анаэробных микроорганизмов, таких как Staphylococcus spp., Streptococcus spp., Enterobacter spp. и других представителей семейства Enterobacteriaceae [10]. Эти виды-первопроходцы играют важную роль в быстром переходе от микробиома, в котором доминируют таксоны, которые переносят или процветают при ограниченном кислороде, к микробиому, в котором доминируют строго анаэробные таксоны, такие как Clostridium, Bacteroides, Eubacterium и Bifidobacterium spp. [2,10]. Однако роды с помощью кесарева сечения прерывают эту программу приобретения и колонизации микробиоты, поскольку отсутствует контакт с материнской вагинальной и фекальной микробиотой и кожей промежности. Кроме того, младенцы, рожденные кесаревым сечением, часто подвергаются профилактическому введению антибиотиков матерью, и было показано, что кесарево сечение отрицательно влияет на начало грудного вскармливания, количество молока и восприимчивость грудного ребенка к грудному вскармливанию по сравнению с вагинальными родами, что может еще больше поставить под угрозу развитие микробиоты в раннем возрасте [13].

Вместо этого кишечник новорожденных с кесаревым сечением обычно сначала колонизируется бактериями, связанными с кожей и ротовой полостью человека, включая Staphylococcus spp., Streptococcus spp., Veillonella spp., Propionibacterium spp., Corynebacterium spp. и Acinetobacter spp. [7,14,15]. Недавно проведенное большое исследование с участием 596 младенцев подтвердило различия в микробиоте, наблюдаемые у младенцев, родившихся после кесарева сечения [16]. Примечательно, что это исследование показало, что у младенцев, рожденных вагинальным путем, комменсальные роды, такие как Bacteroides и Bifidobacterium (такие как Bifidobacterium longum, Bifidobacterium breve и Bifidobacterium infantis - (B. infantis сегодня отнесен к B. longum - ред.)), составляли 68% от общего богатства рода, в то время как младенцы, рожденные кесаревым сечением, были истощены по этим комменсальным родам и вместо этого были обогащены видами в пределах родов Enterococcus, Staphylococcus, Streptococcus, Klebsiella, Enterobacter и Clostridium, которые более характерны для больничных условий и госпитализированных недоношенных детей [16]. Кроме того, кесарево сечение часто сопровождается различными лекарствами, в том числе профилактическими антибиотиками, что еще больше усугубляет нарушение передачи микробиоты кишечника матери.

Было показано, что прямое введение антибиотиков новорожденным или непрямое введение антибиотиков через фетоплацентарное кровообращение оказывает всепроникающее влияние на состав кишечной микробиоты и связано с неблагоприятными иммунными исходами, такими как аллергии и атопии [17], а также с метаболическими последствиями для здоровья, такими как ожирение [ 18]. Fouhy et al. продемонстрировали, что введение антибиотиков доношенным новорожденным привело к относительному увеличению фекальных Proteobacteria и уменьшению количества Actinobacteria, особенно Bifidobacterium spp., что представляет собой отклонение от нормального развития микробиоты [19]. Интересно, что было также показано, что введение антибиотиков во время родов не только приводит к различиям в микробиоте кишечника младенцев, но также влияет на состав микробиоты грудного молока [20].

После родов грудное молоко является наиболее значительным фактором, влияющим на созревание кишечной микробиоты. Было показано, что младенцы, находящиеся на искусственном вскармливании, обладают более разнообразной микробиотой, чем младенцы, находящиеся на грудном вскармливании [9,21,22]. В микробиоте младенцев, рожденных естественным путем, на грудном вскармливании преобладают представители типа Actinobacteria, тогда как у младенцев, вскармливаемых смесью, микробиота более разнообразна [23]. Более того, прекращение грудного вскармливания связано с резким снижением уровня бифидобактерий и ускоренным увеличением количества представителей Firmicutes и Bacteroides, что еще раз подтверждает ключевую роль взаимодействия молока и бифидобактерий в формировании микробиоты кишечника человека [9].

2.2. Установление бифидобактерий как ключевого рода

Бифидобактерии рассматриваются как ключевой таксон или «краеугольный камень» в микробиоте кишечника в раннем возрасте. Концепция ключевого организма - фундаментальный принцип теоретической и прикладной экологии. Этот термин впервые был введен в исследовании скалистой приливной экосистемы в Калифорнии. Когда главный хищник (морская звезда) был удален, сообщество рухнуло, вызвав архитектурную аналогию с замковым камнем арки [24]. Ключевые организмы являются важными движущими силами структуры и целостности сообщества, и их влияние не является избыточным. Их активность и биотические взаимодействия непропорционально определяют видовые скопления и скорости материальных и энергетических потоков по целым сообществам. Эти таксоны играют уникальную и решающую роль в микробных сообществах, и их удаление может вызвать резкий сдвиг в структуре и функционировании микробиома.

Благодаря своему широкому влиянию на функцию состава микробиоты, ключевые члены также могут оказывать сильное прямое и косвенное влияние на физиологию хозяина и могут иметь важное значение для гомеостаза и здоровья хозяина [25]. В раннем возрасте кишечной микробиоты Bifidobacterium и Bacteroides стимулируют развитие микробиоты, поддерживая строгую анаэробную среду, производя и перекрестно питаясь такими метаболитами, как короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs). SCFAs приводят к низкому pH, что является одним из основных механизмов экологической устойчивости к патогенам [26,27]. Неспособность этих ключевых таксонов колонизировать и вести сукцессию может привести или способствовать развитию хронических заболеваний [28]. Например, было ясно продемонстрировано, что введение антибиотиков препятствует размножению этих ключевых таксонов, что, в свою очередь, может нарушать взаимодействие микробов с иммунной системой, особенно на критических стадиях развития. Этот отказ от перекрестного взаимодействия между ключевыми микробами и иммунными клетками считается важным фактором в развитии аллергии, метаболических нарушений и инфекционных заболеваний [29].

Физиологически ключевая функция бифидобактерий тесно связана с их уникальной метаболической способностью и геномной архитектурой. Бифидобактерии генетически приспособлены к использованию специфических гликанов человеческого молока, что представляет собой интригующий пример коэволюции хозяина и микроба в мутуалистический симбиоз.

3. Эволюционные и экофизиологические признаки бифидогенной среды

3.1. Эволюционная экология

Гетероферментативный род Bifidobacterium получил свое название от характерных Y-образных клеток (по-латыни bifidus означает расщепленный или разделенный на две части). Выделение бифидобактерий из детского кала дало первые указания на их экологическую значимость в кишечнике человека [30]. Интересно, что бифидобактерии также были выделены из кишечника многоклеточных социальных организмов, таких как птицы, млекопитающие и социальные насекомые, что подразумевает, что бифидобактерии могут передаваться вертикально [31,32]. В кишечнике рост бифидобактерий поддерживается гликанами в результате кормления или перекрестного питания [33]. Уникальный генетический состав видов Bifidobacterium дает преимущество по сравнению с другими кишечными комменсалами в метаболизме гликанов, присутствующих в материнском молоке [30]. Эти две исключительные особенности - материнский перенос и генетическая конституция - отличают бифидобактерии от всех других комменсальных кишечных бактерий, таких как виды Lactobacillus.

Несколько исследований, посвященных изучению специфического переноса микробов между матерью и новорожденным, показали, что мать и ребенок часто имеют геномно идентичные штаммы бифидобактерий, принадлежащих к B. breve и B. longum subsp. longum, B. longum subsp. Infantis, дополнительно обосновывая вертикальную передачу бифидобактерий (Рис. 1) [34,35,36,37]. Эти результаты дают первоначальное представление о том, почему вагинальные роды обеспечивают более высокое обилие видов бифидобактерий у младенцев по сравнению с кесаревым сечением.

Рис. 1. Схематический обзор эко-физиологических факторов, способствующих передаче, колонизации и сукцессии видов Bifidobacterium от матери в микробиоте кишечника в раннем возрасте. (1) Посев: бифидобактерии передаются от матери к ребенку во время родов через естественные родовые пути. (2) Воспитание: грудное молоко содержит жизнеспособные микроорганизмы, в том числе виды Bifidobacterium, которые способствуют посеву микробиоты кишечника младенца. Олигосахариды грудного молока (HMOs) минимально перевариваются младенцем и метаболизируются бифидобактериями младенческого типа посредством конвергентных механизмов. (3) Кормление и перекрестное кормление: разные виды и штаммы Bifidobacterium обладают разными способностями к разложению HMOs, что приводит к различному потреблению HMOs. Разложение HMOs происходит последовательно с удалением моносахаридов и требует наличия множества ферментов с различной гликозидной специфичностью. Перекрестное вскармливание бифидобактерий позволяет разделить ресурсы для максимального увеличения потребления питательных веществ из рациона и подчеркивает кооперативный характер штаммов бифидобактерий и их роль как «ключевых видов» в микробиоте кишечника младенца. (4) Последовательность: совместная активность видов Bifidobacterium способствует созданию и поддержанию строгой анаэробной среды и низкого pH за счет производства метаболитов, таких как лактат и ацетат. Эти условия позволяют последовательно создавать таксоны, продуцирующие бутират, такие как Eubacterium и Anaerostipes spp, которые характерны для более зрелой микробиоты.

У младенцев, рожденных через естественные родовые пути, на грудном вскармливании относительное количество бифидобактерий может составлять более 90%, но обычно снижается до менее 5% у взрослых [38,39]. Более конкретно, у младенцев, находящихся на грудном вскармливании, преобладают виды B. breve, B. bifidum, B. longum subsp. Infantis и B. longum subsp. longum, также известные как резидентные бифидобактерии человека (HRB) младенческого типа (рис. 1) [32]. С другой стороны, взрослые особи характеризуются наличием B. adolescentis и B. catenulatum, B. pseudocatenulatum и B. longum subsp. longum, которые часто называют HRB взрослого типа [32,33]. Примечательно, что B. longum subsp. longum преобладает как в кишечнике младенцев, так и взрослых. Следовательно, не существует строгого различия между бифидобактериями «младенческого» типа и «взрослого» типа, поскольку было показано, что некоторые из взрослых бифидобактерий, такие как B. adolescentis, вертикально передаются младенцам [40].

3.2. Геномные особенности

Типичные характеристики бифидобактерий включают облигатный анаэробизм, богатые пептидогликанами клеточные стенки и гетероферментативный метаболизм. В настоящее время зарегистрирован 51 вид и 10 подвидов бифидобактерий, из которых 48 (под) видов имеют по крайней мере один секвенированный геном (база данных NCBI) [41]. Пангеномный анализ рода Bifidobacterium показал, что 13,7% идентифицированных генов бифидобактерий участвуют в углеводном обмене, что намного выше, чем у других проанализированных кишечных комменсалов [30,42]. Важно отметить, что основной геном также кодирует ферменты, участвующие в «бифидном шунте», который дает бифидобактериям уникальное эволюционное преимущество, заключающееся в выработке большего количества АТФ (на моль глюкозы) по сравнению с микроорганизмами, использующими другие пути ферментации углеводов, такие как гликолиз [30]. В частности, было обнаружено, что кластер ортологичных групп (COGs), представляющий α-амилазы, АТФ-связывающие кассеты (ABC) и фосфоенолпируват-фосфотрансферазные системы (PEP-PTS), приобретается в ходе эволюции и дает бифидобактериям избирательное преимущество в отношении высококонкурентной экологической ниши раннего детства [42]. Кроме того, сравнительный анализ генома бифидобактерий, особенно B. longum subsp. Infantis ATCC15697 и B. bifidum PRL2010 показали, что эти виды способны использовать широкий спектр гликанов, происходящих от хозяина (HMOs и муцин), что дополнительно подтверждает геномную пластичность Bifidobacterium spp. [30].

3.3. Использование олигосахаридов человеческого молока

Грудное молоко содержит около 10–12 г/л олигосахаридов, которые составляют третий по содержанию компонент в молоке [43,44] (Рисунок 1). HMOs сложны и очень разнообразны по структуре, с более чем 200 различными молекулами, которые различаются по размеру, степени полимеризации (DP), заряду и последовательности. Распределение HMOs по размеру колеблется от 90% короткоцепочечных олигосахаридов до 10% длинноцепочечных олигосахаридов [45]. Самые основные структуры HMOs - это мономеры глюкозы (Glc), галактозы (Gal) и N-ацетилглюкозамина (GlcNAc), а также HMOs содержат фукозу (Fuc) и / или N-ацетилнейраминовую кислоту (NeuAc), связанные несколькими гликозидными связями [46]. Большинство HMOs не могут быть использованы пищеварительными ферментами хозяина, но эффективно используются микробиотой кишечника. Следовательно, HMOs играют ключевую роль в формировании микробиоты кишечника младенцев и активно способствуют развитию полезных бактерий, что также называют «пребиотическим» эффектом [47].

Обилие и распространенность бифидобактерий в кишечнике новорожденных объясняется их уникальной способностью катаболизировать HMOs [48]. Например, B. longum subsp. Infantis и B. breve используют специфические АТФ-связывающие кассетные транспортеры (ABC) для интернализации интактных олигосахаридов. Внутриклеточные гликозилгидролазы (GH), такие как фукозидазы, гексозаминидазы и сиалидазы, могут дополнительно разрушать олигосахариды [49,50] (рис. 1). Такие виды, как B. bifidum, имеют разные возможности потребления HMOs. Эти таксоны расщепляют HMOs через внеклеточные гликозидазы на моно- и дисахариды, которые впоследствии транспортируются в клетки через пермеазы. Остатки этой внеклеточной деградации делают возможным перекрестное питание других типов бактерий, включая другие виды Bifidobacterium [51].

Доклинические эксперименты на обычных мышах, получавших комбинацию B. bifidum PRL2010, B. longum subsp. Infantis ATCC15697, B. adolescentis 22L и B. breve 12L продемонстрировали синергетический эффект, действуя напрямую или путем перекрестного питания на углеводы, полученные от хозяина или растений, что в дальнейшем привело к обогащению гликобиома кишечника мыши [52]. Напротив, другие кишечные комменсалы, такие как Lactobacillus sp. и Bacteroides sp. демонстрируют слабые или ограниченные возможности использования HMOs соответственно [50,53].

Короткоцепочечные галактоолигосахариды (scGOS) и длинноцепочечные фруктоолигосахариды (lcFOS) в соотношении 9:1 имитируют распределение HMOs по размерам и по функциональности напоминают грудное молоко [54]. На основании этих наблюдений scGOS / lcFOS и синтетические HMOs, такие как 2'-фукозиллактоза (2'FL) и лакто-N-неотетраоза (LNnT), включаются в детскую смесь. В целом, эти химические компоненты или пребиотики нацелены на увеличение количества бифидобактерий и, таким образом, на улучшение иммунитета. В клинических исследованиях было продемонстрировано, что 2'FL и LNnT модулируют микробиоту кишечника, демонстрируя повышенные уровни актинобактерий, в частности Bifidobacterium spp., и пониженные уровни Firmicutes и Proteobacteria [55,56].

3.4. Влияние на pH и продукцию SCFAs

У младенцев, находящихся на грудном вскармливании, метаболизм HMOs микробиотой кишечника часто связан с различными профилями короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs) по сравнению с младенцами на искусственном вскармливании, что впоследствии отражается в снижении pH кала [57,58]. Наиболее распространенные SCFAs включают ацетат, бутират, валерат, пропионат и, в меньшей степени, жирные кислоты с разветвленной цепью, такие как изобутират и изовалерат. Младенцы, находящиеся на исключительно грудном вскармливании, характеризуются более высокой относительной долей ацетата по сравнению с другими SCFA в кишечнике, которая, как было обнаружено, не зависит от способа рождения, пола, антибиотиков во время родов, места набора и индекса массы тела матери [57,58, 59]. Важно отметить, что Bifidobacteriaceae были единственным семейством, которое было существенно связано с pH фекалий, хотя существуют микробы (такие как Bacteroidaceae), которые также могут использовать HMOs [27,60]. В частности, бифидобактерии эволюционировали со специфическими механизмами производства уксусной и молочной кислот (в молярном соотношении 3:2) за счет использования гликанов через бифидный шунтирующий путь (рис. 1). [61]. На основании этих наблюдений ацетат фекалий также рассматривается как биомаркер бифидогенной активности и общего состояния микробиоты в раннем возрасте.

Физиологически SCFAs также связаны как с системными эффектами, такими как иммунная модуляция, так и с местными эффектами, такими как действие в качестве источника энергии для колоноцитов. SCFAs могут также обеспечивать устойчивость к колонизации против патогенов, таких как Escherichia coli O157:H7 [57,62]. В клиническом исследовании снижение содержания ацетата в кале в возрасте 3 месяцев было связано с атопическим хрипом, наблюдаемым через 9 месяцев [63]. Кроме того, недавно было показано, что добавление пребиотиков (короткоцепочечные галактоолигосахариды (scGOS) и длинноцепочечные фруктоолигосахариды (lcFOS)) в частично гидролизованной протеиновой формуле приводит к увеличению соотношения Bifidobacterium / Lachnospiraceae, что, в свою очередь, отражается в профилях органических кислот с высоким уровнем ацетата и лактата и низким содержанием бутирата, пропионата и SCFAs с разветвленной цепью [64].

С другой стороны, бутират считается маркером здорового созревания кишечной микробиоты, когда рацион младенцев меняется с введением твердой пищи [58,65]. Интересно, что ацетат и лактат являются важными субстратами «перекрестного питания» для бактерий, продуцирующих бутират, таких как Faecalibacterium prausnitzii, Roseburia, Anaerostipes spp. и Eubacterium halli (рис. 1) [66]. Этот постепенный переход от бифидогенной и ацетогенной среды к бутирогенной среде (более взрослой) может иметь решающее значение для здорового созревания кишечника и микробиоты кишечника. Wopereis et al. (2017) предположили, что этот процесс созревания связан со снижением риска развития экземы у младенцев с риском развития аллергии [64]. Более того, было показано, что бутират оказывает регулирующее действие на иммунитет хозяина, включая противовоспалительные механизмы, и, как правило, был связан с многочисленными преимуществами для здоровья за счет улучшения функции кишечного барьера и ингибирования патогенов [67].

4. Младенческие типы бифидобактерий, как коренные пробиотики

Пробиотики - это живые полезные микроорганизмы, которые при введении в адекватных количествах приносят пользу для здоровья [68,69]. Полученные преимущества для здоровья в основном приписываются иммуномодуляции, ограничению патогенных бактерий посредством конкурентного исключения, продукции SCFAs и модуляции барьерной функции слизистой оболочки [70]. Среди колонизаторов микробов в раннем возрасте представители родов Streptococcus, Enterococcus, Bacillus, Escherichia, Propionibacterium и Lactococcus, а также дрожжи, такие как виды Saccharomyces, широко используются в качестве пробиотиков для получения широкого спектра преимуществ для здоровья. Примечательно, что бифидобактерии и лактобациллы - две из наиболее используемых таксономических групп для пробиотических применений [68,69]. Тем не менее, были задокументированы попытки охарактеризовать комбинации других комменсальных микроорганизмов, непосредственно выделенных от здоровых младенцев, для поддержания или даже восстановления нормального состава микробиома кишечника в интересах здоровья хозяина [71].

Исторически сложилось так, что выбор пробиотических штаммов для применения на людях часто основывается на технологических критериях, а не на экологических или клинических критериях [72]. Чтобы выжить при прохождении через желудок и эффективно колонизировать и размножаться в кишечнике человека, пробиотический штамм должен быть устойчивым к низким pH, солям желчных кислот и протеолитическим ферментам [68,69]. Для некоторых пробиотиков адгезия к слизистой оболочке кишечника необходима для колонизации [73]. С другой стороны, технологическое применение требует устойчивости к условиям обработки (включая воздействие кислорода), а также жизнеспособности и стабильности продуктов в течение более длительных периодов времени. Поддержание жизнеспособности продуктов в течение определенного периода времени (т.е. срока годности) часто является основным критерием выбора пробиотиков для коммерческого использования. Следовательно, по технологическим причинам Lactobacillus spp. исторически более широко используются для пробиотических приложений, чем другие таксоны, такие как Bifidobacterium spp. Однако иногда обнаруживается, что Lactobacillus spp. менее приспособлены к условиям хозяина и могут не выдерживать жесткую конкуренцию в экологической нише кишечника на ранних этапах жизни [74]. С другой стороны, физиологические свойства пробиотиков, такие как выработка фолиевой кислоты, сродство к углеводному обмену и устойчивость к стрессу, зависят от хозяина [32]. Следовательно, эко-физиологическая адаптивность и клинически значимые взаимодействия хозяин-микроб, несомненно, должны быть очень важными параметрами для выбора и разработки пробиотиков.

Учитывая изобилие бифидобактерий в кишечнике на ранних этапах жизни, их симбиотические отношения с людьми, основанные на HMOs, и благоприятные ассоциации со здоровьем, эти микроорганизмы часто считаются идеальными пробиотиками для младенцев. Сообщалось о задержке колонизации бифидобактериями в случаях затрудненных родов, таких как кесарево сечение и преждевременные роды, или в случае воздействия антибиотиков в раннем возрасте (Рисунок 2) [75]. Интересно, что на передачу бифидобактерий до родов влияют материнские факторы. Нуриэл-Охайон и др. (2019) сообщили, что во время беременности наблюдается резкое изменение микробиоты кишечника, а бифидобактерии обогащаются на поздних сроках беременности, то есть в третьем триместре [76]. Авторы также постулировали, что повышение уровня Bifidobacterium не только полезно для здоровой беременности, но также указывает на эволюционный процесс, который способствует оптимальной передаче во время родов и кормления грудью [76,77]. В независимом исследовании было показано, что женщины с чрезмерной прибавкой в ​​весе во время беременности имеют меньшее количество Bifidobacterium spp. и Bacteroides spp. в кишечнике по сравнению с беременными женщинами с нормальным набором веса [78]. Таким образом, бифидобактериальные пробиотики обладают большим потенциалом для восстановления нарушенной микробиоты, особенно в раннем возрасте, и уже используются в коммерчески выпускаемых в настоящее время пробиотических продуктах питания для младенцев.

Рис. 2. Влияние стратегий модуляции микробиома (включая Bifidobacterium spp.) на показатели здоровья в раннем и более позднем возрасте. Неблагоприятные события в раннем возрасте, такие как преждевременные роды или воздействие антибиотиков, могут уже инициировать нарушенную последовательность микробов, которая может еще больше усиливаться плохим питанием и образом жизни, повторным воздействием антибиотиков, лекарствами или заболеванием. Сообщается, что все эти факторы влияют в более позднем возрасте на такие последствия для здоровья, как аллергия или неинфекционные заболевания. Восстановление нарушенной микробиоты включает в себя ускорение процесса сукцессии или попытку изменить траекторию сукцессии с помощью стратегий модуляции микробиома.

4.1. Сравнение с пробиотическими видами Lactobacillus

Lactobacillus spp. были тщательно изучены на предмет применения пробиотиков и их общего воздействия на здоровье хозяина. Однако с экологической точки зрения только небольшое количество Lactobacillus spp. можно считать истинно коренными обитателями кишечного тракта человека. Наиболее промышленно используемые Lactobacillus spp. первоначально были выделены из ферментированных продуктов, ротовой полости человека или иногда проксимальных отделов желудочно-кишечного тракта [74]. Различные исследования показали, что распределение других доминирующих таксонов кишечной микробиоты, таких как Bifidobacterium, Bacteroides и Clostridia, демонстрирует более высокую временную стабильность по сравнению с Lactobacillus spp. [74]. Особенно в молодом возрасте Lactobacillus spp. менее многочисленны, чем Bifidobacterium spp. и их присутствие в основном преходящее и обусловлено процессами «случайной колонизации» сразу после рождения [72]. Lactobacilli являются членами типа Firmicutes, которые таксономически и генетически отличаются от типа Actinobacteria, к которому принадлежит род Bifidobacterium.

В частности, Bifidobacterium spp. эволюционировали с генетической структурой, которая адаптирована для метаболизма гликанов, полученных от хозяина, в то время как Lactobacillus spp. обычно обладают более разнообразной способностью к метаболизму углеводов [79]. Основываясь на их эволюционной экологии и способности к ферментации углеводов, представители рода Bifidobacterium с большей вероятностью будут стабильными колонизаторами кишечника младенца [79], что является желательным признаком для применения пробиотиков. Свойства пробиотиков детского типа Bifidobacterium spp. и подвиды такие как B. bifidum, B. longum subsp. longum, B. longum subsp. Infantis и их видоспецифическая значимость для здоровья младенцев были подробно рассмотрены [80,81,82,83]. В следующем разделе мы обобщим научные данные, доступные для пробиотических растворов на основе B. breve в раннем развитии жизни и конкретных клинических условиях.

4.2. Благоприятное влияние штаммов Bifidobacterium breve на здоровье младенцев

История молочных продуктов с добавлением Bifidobacterium восходит к началу 1970-х годов, а в Японии продукция продается с начала 1980-х годов [84]. Кроме того, благодаря своей эко-физиологической функции и ощутимой пользе для здоровья Bifidobacterium spp. широко используются в качестве пробиотических добавок для младенцев и детей младшего возраста. В частности, задокументировано применение пробиотиков штаммов Bifidobacterium breve, таких как BBG-001, BR-03, B632, M-16V, BB536, CNCM I-4035 и C-50 [85].

Штаммы B. breve продемонстрировали антипатогенные, противовоспалительные и иммуномодулирующие свойства [86]. Сообщалось о иммунных преимуществах штаммов B. breve у младенцев с аллергическими расстройствами, у младенцев с очень низкой массой тела при рождении и в профилактике позднего сепсиса и некротического энтероколита у недоношенных детей [87,88]. Помимо иммунной пользы для здоровья, положительные эффекты штаммов B. breve наблюдались также у детей с антибиотико-ассоциированной диареей [89], у педиатрических пациентов, проходящих химиотерапию [90], и у детей с глютеновой болезнью [91].

Штаммы B. breve в сочетании с пребиотиками могут способствовать дальнейшему синергетическому воздействию на здоровье хозяина (Рис.2). Комбинация scGOS/lcFOS и B. breve M-16V, дополненная экстенсивно гидролизованной формулой, продемонстрировала хорошую переносимость у здоровых доношенных детей и поддерживала адекватный рост ребенка [92]. У детей с подозрением на аллергию на коровье молоко, не опосредованную IgE, смесь на основе аминокислот (AAF) с добавлением синбиотической смеси фруктоолигосахаридов и B. breve M-16V улучшает состав кишечной микробиоты путем модуляции уровня бифидобактерий и таксона Eubacterium rectal / Blautia coccoides ближе к уровню здоровых детей, вскармливаемых грудью [93].

Штаммы B. breve также продуцируют метаболиты, которые могут прямо или косвенно влиять на здоровье хозяина. Например, на доклинической модели было продемонстрировано, что экзополисахарид B. breve UCC2003, связанный с клеточной поверхностью, снижает колонизацию кишечного патогена Citrobacter rodentium [94]. Бактериальные метаболиты или биоактивные соединения, образующиеся в процессе ферментации, т.е. постбиотики, также могут оказывать благотворное влияние на хозяина [95,96].

Постбиотики могут включать метаболиты, такие как SCFAs, сахариды, такие как полисахарид А, секретируемые молекулы, такие как лактоцепин и молекулы р40 [96]. Было показано, что детские смеси с постбиотиками, полученными в результате ферментации штаммами S. thermophilus (ST065) и B. breve C50 (BbC50), усиливают выработку кишечного sIgA [97] и приводят к менее тяжелым эпизодам диареи [98].

Другая развивающаяся стратегия модуляции микробиоты кишечника может включать комбинацию пребиотиков и пробиотиков. Например, клиническое исследование с частично ферментированной (постбиотической) формулой, дополненной scGOS/lcFOS в соотношении 9:1, привело к снижению частоты детских колик и увеличению sIgA в дополнение к большему количеству бифидобактерий и менее патогенных бактерий, таких как виды, связанные с клостридиями [99,100]. Взятые вместе, эти примеры стратегий модуляции микробиоты, основанных на пробиотиках/пребиотиках/постбиотиках или их комбинациях, тесно связаны с уникальными метаболическими характеристиками штаммов B. breve.

4.3. Недоношенные дети

Преждевременные роды (PTB), определяемые как роды на сроке гестации менее 37 недель, являются основной причиной неонатальной заболеваемости и смертности. Во всем мире 14,8 миллиона детей рождаются преждевременно. Как в развитых, так и в слаборазвитых странах показатели PTB существенно не снизились за последние 40 лет, а в некоторых случаях увеличились [101].

Некоторые из распространенных осложнений преждевременных родов включают высокий уровень респираторного дистресс-синдрома, некротический энтероколит (НЭК), сепсис с ранним и поздним началом, церебральный паралич, инфекции и трудности с кормлением [101]. Эти осложнения со здоровьем в основном связаны с незрелыми системами органов, которые еще не готовы к поддержанию жизни во внематочной среде. Как следствие преждевременных родов, развитие кишечной микробиоты также нарушается, и у недоношенных детей таксономически менее разнообразная микробиота с повышенной численностью факультативных анаэробов (Рисунок 2) [102,103,104]. Эти различия в составе микробиоты могут быть связаны с условиями интенсивной терапии и широким применением антибиотиков после рождения. Это подтверждается наблюдением, что индивидуальные различия в составе микробиоты госпитализированных младенцев с очень низкой массой тела при рождении становятся меньше с увеличением продолжительности пребывания [105,106]. В частности, микробиота госпитализированных младенцев сходится к микробиоте, обогащенной бактериальными семействами Enterobacteriaceae и Enterococcaceae, включая представителей родов Klebsiella, Enterobacter и Clostridium, и лишенной полезных родов, таких как Lactobacillus и Bifidobacterium [14,107].

Нарушенный состав микробиоты в сочетании с недоразвитой иммунной системой может сделать недоношенных детей восприимчивыми к внутрибольничным инфекциям, таким как НЭК и сепсис. Профилактическое лечение антибиотиками широкого спектра действия, такими как амоксициллин, цефтазидим, эритромицин и ванкомицин, является обычной практикой в неонатальных отделениях для профилактики и лечения инфекций и сепсиса.

Хотя антибиотики, с одной стороны, снижают уровень смертности и заболеваемости, они также повсеместно нарушают развитие микробиоты в раннем возрасте и, в частности, задерживают колонизацию Bifidobacterium [108]. Чтобы снизить риски для здоровья, связанные с нарушением развития микробиоты, добавление пробиотиков в настоящее время все чаще признается в качестве рутинной терапии для недоношенных детей. B. breve M-16V - один из широко используемых пробиотиков у недоношенных детей, который, как было показано, значительно снижает частоту НЭК [86,109]. Более того, добавление B. breve M-16V крайне недоношенным детям оказалось эффективным в восстановлении нормального состава кишечной микробиоты [109]. Более того, систематический обзор применения B. breve M-16V у недоношенных новорожденных пришел к выводу, что B. breve M-16V безопасен и не проявляет побочных эффектов. Однако многоцентровое клиническое исследование, в котором участвовали 1300 недоношенных детей, не продемонстрировало окончательно клиническую пользу от приема B. breve-001 [110], что подтверждает, что пробиотические эффекты могут быть в высокой степени штаммоспецифичными. На основании этих неоднозначных наблюдений необходимы рандомизированные клинические испытания (РКИ) с достаточной мощностью для подтверждения результатов и поддержки рутинного использования бифидобактериальных пробиотиков у недоношенных детей [111].

4.4. Кесарево сечение

Во всем мире количество родов с помощью кесарева сечения почти удвоилось с 2000 года (12,1%) по 2015 год (21,1%) [112]. Этот необычный рост числа родов может иметь последствия для здоровья. В частности, кесарево сечение связано с повышенным риском иммунных заболеваний, таких как астма, экзема и аллергия [113]. Хотя механистические связи между кесаревым сечением и иммунной функцией полностью не установлены [114,115], имеется множество сообщений, демонстрирующих роль способа рождения в колонизации микробиома в раннем возрасте. Было высказано предположение, что наблюдаемые эффекты кесарева сечения на микробную колонизацию кишечника связаны с результирующим непреднамеренным воздействием антибиотиков широкого спектра действия во время родов у всех новорожденных, рожденных с помощью кесарева сечения (рис. 2) [116]. Однако Reyman et al. (2019), отложив введение антибиотиков матерям до пережатия пуповины, продемонстрировали, что влияние кесарева сечения на микробиоту кишечника в значительной степени не зависит от приема антибиотиков во время родов [117,118].

Для восстановления развития микробиоты у детей, родившихся после кесарева сечения, в настоящее время изучается несколько стратегий. Одной из таких стратегий является вагинальный посев: прививка марли или тампона вагинальными жидкостями для переноса вагинальной флоры в рот, нос или кожу новорожденного. Данные небольшого экспериментального исследования показали, что вагинальный посев частично восстанавливает микробиом новорожденных с кесаревым сечением [119], но для оценки влияния вагинального посева на траектории микробиома и исходы для здоровья необходимы более крупные и строгие исследования. Дополнительную озабоченность вызывает то, что 20% доношенных беременных являются носителями стрептококков группы B. Кроме того, недиагностированное носительство Chlamydia trachomatis, N гонореи, вируса папилломы человека и инфекций, вызванных вирусом простого герпеса, среди прочего, может привести к неблагоприятному воздействию этих патогенов [120].

Более контролируемой стратегией могло бы быть использование пробиотиков или пребиотиков: например, добавление Lactobacillus rhamnosus GG во время беременности оказалось эффективным в модулировании микробиоты кишечника, а также привело к обогащению бифидобактериями у новорожденных [121].

Barret et al. (2015) показали, что добавление пребиотиков (GOS и полифруктоза) в течение первых четырех недель жизни привело к увеличению распространенности Bifidobacterium longum, а также способствовало разнообразию штаммов бифидобактерий [122].

Более недавнее клиническое исследование Chua et al. (2017) продемонстрировало, что специфические синбиотики - галактоолигосахариды с короткой цепью и фруктоолигосахариды с длинной цепью (scGOS / lcFOS) в сочетании с B. breve M-16V - компенсируют задержку колонизации бифидобактериями у младенцев, рожденных кесаревым сечением, и модулируют выработку ацетата и закисление кишечника. [123]. Все эти подходы к питанию нацелены на восстановление полного состава микробиоты и кишечной среды у новорожденных после кесарева сечения, что дополнительно подтверждает ключевую роль вертикального переноса и поддержания Bifidobacterium spp. у новорожденных (рис. 2).

5. Развитие аллергии.

За последние 50 лет глобальная распространенность аллергических заболеваний постоянно увеличивалась и, как ожидается, к 2050 году достигнет 4 миллиардов человек [124]. Хотя существует сильная генетическая связь, приписываемая предполагаемой эпидемии аллергии, она редко начинается при рождении.

Согласно недавним сообщениям, раннее воздействие определенных микробных таксонов является квинтэссенцией для иммунной тренировки. Субоптимальный перенос микробов, например, в случае младенцев, рожденных путем кесарева сечения, подвергшихся воздействию антибиотиков или искусственного вскармливания, является факторами риска, связанными с развитием аллергии (рис. 2). В эпохальном исследовании Kalliomaki et al. было показано, что у детей с атопией в возрасте 3 недель соотношение клостридий и бифидобактерий значительно выше [125]. Это наблюдение было дополнительно подтверждено другим исследованием, проведенным в Турции, которое показало, что B. longum присутствует в значительно меньших количествах у детей с аллергией (возраст: 0–3 года), чем у здоровых людей из контрольной группы [126]. Также было обнаружено, что высокий уровень бифидобактерий взрослого типа, таких как B. pseudocatenulatum и B. catenulatum, и низкий уровень бифидобактерий младенческого типа, таких как B. breve, также связан с развитием экземы [126, 127, 128]. Эти данные также подтверждают актуальность колонизации бифидобактериями в раннем возрасте и предполагают, что неадекватный перенос бифидобактерий может предшествовать развитию аллергии.

У детей с атопическим дерматитом (AD) было продемонстрировано, что добавка синбиотиков (B. breve M-16V и scGOS / lcFOS) может предотвращать симптомы астмы, тогда как у взрослых, страдающих астмой, эта смесь синбиотиков снижает индуцированные аллергеном иммунные ответы [ 87,129]. Кроме того, у младенцев с AD комбинация B. breve M-16V с scGOS / lcFOS не оказывала никакого эффекта на AD, тогда как в подгруппе младенцев с AD, ассоциированной с IgE, приводила к значительному снижению AD [130]. В случае младенцев с аллергией на коровье молоко аминокислотная смесь при добавлении B. breve M-16V и scFOS / lcFOS модулировала состав микробиома ближе к здоровым младенцам, находящимся на грудном вскармливании [93]. Эти результаты подтверждают гипотезу о том, что неадекватная колонизация микробиома является ключевой в проявлении аллергических заболеваний и что уровни бифидобактерий в раннем возрасте соответствуют ключевым этапам иммунного созревания. Исследования показали, что бифидобактерии опосредуют диалог с иммунными клетками, связанными со слизистой оболочкой, обладая как про-, так и противовоспалительным действием, способствуя иммунным ответам против патогенов [86, 131].

Несколько исследований показывают иммунные рецепторно–лигандные взаимодействия и иммунные сигнальные пути, связанные со специфическими бифидобактериальными соединениями, такими как пили и экзополисахариды (EPS) [94,131,132,133]. Хотя в большинстве случаев задействованные молекулярные механизмы не до конца понятны, эти наблюдения открывают большие перспективы для применения в стратегиях модуляции микробиоты для профилактики и лечения аллергии.

6. Актуальность бифидобактерий в более позднем возрасте.

Хотя преобладание бифидобактерий наиболее выражено у младенцев, особенно в период кормления грудью, у взрослых они все еще остаются одними из самых распространенных родов [40]. Среди всех видов бифидобактерий B. adolescentis является наиболее часто изолированным видом у взрослых [134, 135, 136]. Генотипическая и фенотипическая характеристика штаммов B. adolescentis выявила их обширные метаболические возможности в использовании гликанов, полученных из пищи, таких как крахмал, поли- и олигосахариды, амилопектин, пуллулан, мальтотриоза и мальтодекстрин [137]. Однако у B. adolescentis отсутствуют гены, участвующие в метаболизме гликанов хозяина, таких как муцин и олигосахариды грудного молока, что отличает их от других бифидобактерий младенческого типа.

У пожилых людей наблюдается постепенное снижение численности бифидобактерий, которое сопровождается уменьшением микробного разнообразия [40]. Это неоднократно подтверждалось несколькими исследованиями с использованием различных технологий [138, 139, 140, 141]. В недавнем поперечном исследовании в Японии изучали изменения численности Bifidobacterium на протяжении всей жизни (возраст 0–104 лет) (n = 441) [39]. Группа B. longum была наиболее распространенным таксоном на протяжении всей жизни, тогда как B. breve была обнаружена почти у 70% японских детей в возрасте до 3 лет. У взрослых общая численность видов бифидобактерий была низкой, но B. adolescentis и B. longum subsp. longum часто встречается у долгожителей. Предполагается, что B. adolescentis и B. longum subsp. longum приносят пользу долгожителям за счет повышения иммунитета [39, 142, 143].

В пожилом возрасте наблюдается снижение иммунной толерантности, снижение иммунной памяти и иммунного надзора, и эти иммунологические изменения связаны с повышенным риском инфекций и заболеваний, таких как муковисцидоз, гепатит B и диабет 1 и 2 типа [40, 144]. Определенные штаммы пробиотиков известны своими иммуномодулирующими свойствами; поэтому применение пробиотиков также приобретает все больший интерес для применения в стареющих популяциях. Например, было показано, что потребление пробиотика Bifidobacterium lactis Bi-07 у здоровых пожилых людей усиливает фагоцитарную активность моноцитов и гранулоцитов и тем самым повышает иммунную толерантность [145]. У пожилых людей чаще возникают желудочно-кишечные симптомы, такие как запор. Клиническое исследование Pitkala et al. (2007) продемонстрировали, что введение пробиотиков в ферментированный овсяный продукт, например, B. longum и B. lactis, приводит к увеличению частоты испражнений у финских пожилых людей [146]. Принимая во внимание все эти недавние клинические наблюдения, существует явный потенциал использования пробиотиков на основе бифидобактерий у взрослых, особенно у стареющего населения.

7. Выводы

Быстрые изменения в образе жизни человека за последние 100 лет, включая глубокие изменения в современном детском питании и практике родов [147], оказали глубокое влияние на приобретение микробиоты в раннем возрасте [148] и могут особенно повлиять на колонизацию бифидобактериями. Сразу после рождения физико-химические свойства и постоянная доступность HMOs дают сильное селективное преимущество для раннего типа Bifidobacterium spp. Сравнение младенцев с различным количеством бифидобактерий в раннем возрасте необходимо для понимания того, как потеря этого ключевого таксона и его критической экологической функции влияет на общее здоровье и развитие младенцев.

Роды путем кесарева сечения, преждевременные роды и снижение предела гестационной жизнеспособности, а также воздействие внутриутробных антибиотиков во время родов становятся все более распространенными как в развитых, так и в развивающихся странах и очень эффективны в спасении жизни матерей и младенцев. Однако эти отклонения от естественного процесса родов также влияют на приобретение микробиома у младенцев и все чаще признаются потенциальными факторами риска таких заболеваний, как аллергия. Увеличение численности бифидобактерий с помощью пробиотиков, пребиотиков или постбиотиков является одной из эволюционирующих стратегий повторного внедрения бифидобактерий в качестве ключевого вида и, следовательно, воздействия на здоровье в раннем возрасте. Бактериальные «типы» Bifidobacterium sp., которые в широком смысле подразделяются на два класса - младенческий (т.е. доминирующий в раннем периоде жизни) и взрослый тип (т.е. доминирующий у взрослых) - дополнительно подчеркивают важность соответствующих возрасту пробиотиков. Имеется множество клинических данных, подтверждающих применение штаммов B. breve у детей с аллергией, рожденных в результате кесарева сечения или рожденных преждевременно. В последнее время пробиотики и синбиотики на основе бифидобактерий также исследуются у взрослых и пожилых людей и, следовательно, могут способствовать общему здоровью. Хотя применение пробиотиков всегда зависит от штамма, адекватно спланированные клинические испытания в более крупных когортах по-прежнему необходимы.

Передача микробиоты от матери к ребенку - это контролируемый процесс. Было продемонстрировано, что ключевые микробы, которые стимулируют развитие микробиоты кишечника на ранних этапах жизни, приобретаются в основном вертикально в рамках механизмов экологического отбора, а не в результате случайных процессов. Тем не менее, все еще необходимо лучшее понимание потенциальных внутренних и внешних факторов наследования и отбора штаммов у младенцев в раннем возрасте.

К разделам:

• Бифидобактерии
• Колонизация и пробиотическая функция B. longum
• Роль бифидобактерий в здоровье младенцев
• Концентрат бифидобактерий жидкий
• Пробиотики защищают недоношенных детей от некротизирующего энтероколита и сепсиса
• Дисбактериоз, недоношенность ребенка и пробиотики

Дополнительно см.:

Литература

1. Wopereis:, H.; Oozeer, R.; Knipping, K.; Belzer, C.; Knol, J. The first thousand days—Intestinal microbiology of early life: Establishing a symbiosis. Pediatr. Allergy Immunol. 2014, 25, 428–438. [Google Scholar] [CrossRef]
2. Houghteling, P.D.; Walker, W.A. Why is initial bacterial colonization of the intestine important to infants’ and children’s health? J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 2015, 60, 294–307. [Google Scholar] [CrossRef]
3. Perez-Munoz, M.E.; Arrieta, M.C.; Ramer-Tait, A.E.; Walter, J. A critical assessment of the “sterile womb” and “in utero colonization” hypotheses: Implications for research on the pioneer infant microbiome. Microbiome 2017, 5, 48. [Google Scholar] [CrossRef]
4. Aagaard, K.; Ma, J.; Antony, K.M.; Ganu, R.; Petrosino, J.; Versalovic, J. The placenta harbors a unique microbiome. Sci. Transl. Med. 2014, 6. [Google Scholar] [CrossRef]
5. Jiménez, E.; Marín, M.L.; Martín, R.; Odriozola, J.M.; Olivares, M.; Xaus, J.; Fernández, L.; Rodríguez, J.M. Is meconium from healthy newborns actually sterile? Res. Microbiol. 2008, 159. [Google Scholar] [CrossRef]
6. Collado, M.C.; Rautava, S.; Aakko, J.; Isolauri, E.; Salminen, S. Human gut colonisation may be initiated in utero by distinct microbial communities in the placenta and amniotic fluid. Sci. Rep. 2016, 6. [Google Scholar] [CrossRef]
7. Dominguez-Bello, M.G.; Costello, E.K.; Contreras, M.; Magris, M.; Hidalgo, G.; Fierer, N.; Knight, R. Delivery mode shapes the acquisition and structure of the initial microbiota across multiple body habitats in newborns. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2010, 107. [Google Scholar] [CrossRef]
8. Ferretti, P.; Pasolli, E.; Tett, A.; Asnicar, F.; Gorfer, V.; Fedi, S.; Armanini, F.; Truong, D.T.; Manara, S.; Zolfo, M.; et al. Mother-to-infant microbial transmission from different body sites shapes the developing infant gut microbiome. Cell Host Microbe 2018, 24, 133–145.e135. [Google Scholar] [CrossRef]
9. Stewart, C.J.; Ajami, N.J.; O’Brien, J.L.; Hutchinson, D.S.; Smith, D.P.; Wong, M.C.; Ross, M.C.; Lloyd, R.E.; Doddapaneni, H.; Metcalf, G.A.; et al. Temporal development of the gut microbiome in early childhood from the TEDDY study. Nature 2018, 562, 583–588. [Google Scholar] [CrossRef]
10. Matamoros, S.; Gras-Leguen, C.; Le Vacon, F.; Potel, G.; de La Cochetiere, M.-F. Development of intestinal microbiota in infants and its impact on health. Trends Microbiol. 2013, 21, 167–173. [Google Scholar] [CrossRef]
11. Makino, H.; Martin, R.; Ishikawa, E.; Gawad, A.; Kubota, H.; Sakai, T.; Oishi, K.; Tanaka, R.; Ben-Amor, K.; Knol, J.; et al. Multilocus sequence typing of bifidobacterial strains from infant’s faeces and human milk: Are bifidobacteria being sustainably shared during breastfeeding? Benefic. Microbes 2015, 6, 563–572. [Google Scholar] [CrossRef]
12. Kumar, H.; du Toit, E.; Kulkarni, A.; Aakko, J.; Linderborg, K.M.; Zhang, Y.; Nicol, M.P.; Isolauri, E.; Yang, B.; Collado, M.C.; et al. Distinct patterns in human milk microbiota and fatty acid profiles across specific geographic locations. Front. Microbiol. 2016, 7. [Google Scholar] [CrossRef]
13. Hobbs, A.J.; Mannion, C.A.; McDonald, S.W.; Brockway, M.; Tough, S.C. The impact of caesarean section on breastfeeding initiation, duration and difficulties in the first four months postpartum. BMC Pregnancy Childbirth 2016, 16, 90. [Google Scholar] [CrossRef]
14. Scholtens, P.A.M.J.; Oozeer, R.; Martin, R.; Amor, K.B.; Knol, J. The early settlers: Intestinal microbiology in early life. Annu. Rev. Food Sci. Technol. 2012, 3, 425–447. [Google Scholar] [CrossRef]
15. Bäckhed, F.; Roswall, J.; Peng, Y.; Feng, Q.; Jia, H.; Kovatcheva-Datchary, P.; Li, Y.; Xia, Y.; Xie, H.; Zhong, H.; et al. Dynamics and stabilization of the human gut microbiome during the first year of life. Cell Host Microbe 2015, 17, 690–703. [Google Scholar] [CrossRef]
16. Yan, S. Stunted microbiota and opportunistic pathogen colonization in caesarean-section birth. Nature 2019. [Google Scholar] [CrossRef]
17. Ahmadizar, F.; Vijverberg, S.J.H.; Arets, H.G.M.; de Boer, A.; Lang, J.E.; Garssen, J.; Kraneveld, A.; Maitland-van der Zee, A.H. Early-life antibiotic exposure increases the risk of developing allergic symptoms later in life: A meta-analysis. Allergy 2018, 73, 971–986. [Google Scholar] [CrossRef]
18. Turta, O.; Rautava, S. Antibiotics, obesity and the link to microbes—What are we doing to our children? BMC Med. 2016, 14, 57. [Google Scholar] [CrossRef]
19. Fouhy, F.; Guinane, C.M.; Hussey, S.; Wall, R.; Ryan, C.A.; Dempsey, E.M.; Murphy, B.; Ross, R.P.; Fitzgerald, G.F.; Stanton, C.; et al. High-throughput sequencing reveals the incomplete, short-term recovery of infant gut microbiota following parenteral antibiotic treatment with ampicillin and gentamicin. Antimicrob. Agents Chemother. 2012, 56, 5811–5820. [Google Scholar] [CrossRef]
20. Hermansson, H.; Kumar, H.; Collado, M.C.; Salminen, S.; Isolauri, E.; Rautava, S. Breast milk microbiota is shaped by mode of delivery and intrapartum antibiotic exposure. Front. Nutr. 2019, 6. [Google Scholar] [CrossRef]
21. Di Gioia, D.; Aloisio, I.; Mazzola, G.; Biavati, B. Bifidobacteria: their impact on gut microbiota composition and their applications as probiotics in infants. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014, 98, 563–577. [Google Scholar] [CrossRef]
22. Martin, R.; Makino, H.; Yavuz, A.C.; Ben-Amor, K.; Roelofs, M.; Ishikawa, E.; Kubota, H.; Swinkels, S.; Sakai, T.; Oishi, K.; et al. Early-Life events, including mode of delivery and type of feeding, siblings and gender, shape the developing gut microbiota. PLoS ONE 2016, 11. [Google Scholar] [CrossRef]
23. Voreades, N.; Kozil, A.; Weir, T.L. Diet and the development of the human intestinal microbiome. Front. Microbiol. 2014, 5. [Google Scholar] [CrossRef]
24. Paine, R.T. A note on trophic complexity and community stability. Am. Nat. 1969, 103, 91–93. [Google Scholar] [CrossRef]
25. Newburg, D.S.; Morelli, L. Human milk and infant intestinal mucosal glycans guide succession of the neonatal intestinal microbiota. Pediatr. Res. 2015, 77, 115–120. [Google Scholar] [CrossRef]
26. Laforest-Lapointe, I.; Arrieta, M.-C. Patterns of early-life gut microbial colonization during human immune development: An ecological perspective. Front. Immunol. 2017, 8, 788. [Google Scholar] [CrossRef]
27. Henrick, B.; Hutton, A.; Palumbo, M.; Casaburi, G.; Smilowitz, J.; Underwood, M.; Frese, S. Changes in infant fecal pH shows a population-wide, generational loss of Bifidobacterium among breastfed infants over the last century. J. Pediatric. Gastroenterol. Nutr. 2018, 66, 1073. [Google Scholar]
28. Yu, Z.-T.; Chen, C.; Kling, D.E.; Liu, B.; McCoy, J.M.; Merighi, M.; Heidtman, M.; Newburg, D.S. The principal fucosylated oligosaccharides of human milk exhibit prebiotic properties on cultured infant microbiota. Glycobiology 2013, 23, 169–177. [Google Scholar] [CrossRef]
29. Vangay, P.; Ward, T.; Gerber, J.S.; Knights, D. Antibiotics, pediatric dysbiosis, and disease. Cell Host Microbe 2015, 17, 553–564. [Google Scholar] [CrossRef]
30. Milani, C.; Turroni, F.; Duranti, S.; Lugli, G.A.; Mancabelli, L.; Ferrario, C.; van Sinderen, D.; Ventura, M. Genomics of the genus bifidobacterium reveals species-specific adaptation to the glycan-rich gut environment. Appl.Environ. Microbiol. 2015, 82, 980–991. [Google Scholar] [CrossRef]
31. Ventura, M.; Turroni, F.; Lugli, G.A.; van Sinderen, D. Bifidobacteria and humans: our special friends, from ecological to genomics perspectives. J. Sci. Food Agric. 2014, 94, 163–168. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
32. Wong, C.B.; Sugahara, H.; Odamaki, T.; Xiao, J.Z. Different physiological properties of human-residential and non-human-residential bifidobacteria in human health. Benefic. Microbes 2017, 9, 111–122. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
33. Turroni, F.; Milani, C.; Duranti, S.; Mahony, J.; van Sinderen, D.; Ventura, M. Glycan utilization and cross-feeding activities by bifidobacteria. Trends Microbiol. 2017. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
34. Milani, C.; Mancabelli, L.; Lugli, G.A.; Duranti, S.; Turroni, F.; Ferrario, C.; Mangifesta, M.; Viappiani, A.; Ferretti, P.; Gorfer, V.; et al. Exploring vertical transmission of bifidobacteria from mother to child. Appl. Environ. Microbiol. 2015, 81, 7078–7087. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
35. Makino, H.; Kushiro, A.; Ishikawa, E.; Muylaert, D.; Kubota, H.; Sakai, T.; Oishi, K.; Martin, R.; Ben Amor, K.; Oozeer, R.; et al. Transmission of intestinal Bifidobacterium longum subsp. longum strains from mother to infant, determined by multilocus sequencing typing and amplified fragment length polymorphism. Appl. Environ. Microbiol. 2011, 77, 6788–6793. [Google Scholar] [CrossRef]
36. Korpela, K.; Costea, P.; Coelho, L.P.; Kandels-Lewis, S.; Willemsen, G.; Boomsma, D.I.; Segata, N.; Bork, P. Selective maternal seeding and environment shape the human gut microbiome. Genome. Res. 2018, 28, 561–568. [Google Scholar] [CrossRef]
37. Duranti, S.; Lugli, G.A.; Mancabelli, L.; Armanini, F.; Turroni, F.; James, K.; Ferretti, P.; Gorfer, V.; Ferrario, C.; Milani, C.; et al. Maternal inheritance of bifidobacterial communities and bifidophages in infants through vertical transmission. Microbiome 2017, 5, 66. [Google Scholar] [CrossRef]
38. Vaiserman, A.M.; Koliada, A.K.; Marotta, F. Gut microbiota: A player in aging and a target for anti-aging intervention. Ageing Res. Rev. 2017, 35, 36–45. [Google Scholar] [CrossRef]
39. Kato, K.; Odamaki, T.; Mitsuyama, E.; Sugahara, H.; Xiao, J.-z.; Osawa, R. Age-related changes in the composition of gut bifidobacterium species. Curr. Microbiol. 2017, 74, 987–995. [Google Scholar] [CrossRef]
40. Arboleya, S.; Watkins, C.; Stanton, C.; Ross, R.P. Gut bifidobacteria populations in human health and aging. Front. Microbiol. 2016, 7, 1204. [Google Scholar] [CrossRef]
41. Bottacini, F.; van Sinderen, D.; Ventura, M. Omics of bifidobacteria: research and insights into their health-promoting activities. Biochem. J. 2017, 474, 4137–4152. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
42. Milani, C.; Lugli, G.A.; Duranti, S.; Turroni, F.; Bottacini, F.; Mangifesta, M.; Sanchez, B.; Viappiani, A.; Mancabelli, L.; Taminiau, B.; et al. Genomic encyclopedia of type strains of the genus bifidobacterium. Appl. Environ. Microbiol. 2014, 80, 6290–6302. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
43. Meurant, G. Handbook of Milk Composition; Elsevier Science: Amsterdam, The Netherlands, 1995. [Google Scholar]
44. Zivkovic, A.M.; German, J.B.; Lebrilla, C.B.; Mills, D.A. Human milk glycobiome and its impact on the infant gastrointestinal microbiota. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, 4653. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
45. Stahl, B.; Thurl, S.; Zeng, J.; Karas, M.; Hillenkamp, F.; Steup, M.; Sawatzki, G. Oligosaccharides from human milk as revealed by matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. Anal. Biochem. 1994, 223, 218–226. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
46. Ruiz-Moyano, S.; Totten, S.M.; Garrido, D.A.; Smilowitz, J.T.; German, J.B.; Lebrilla, C.B.; Mills, D.A. Variation in consumption of human milk oligosaccharides by infant gut-associated strains of Bifidobacterium breve. Appl. Environ. Microbiol. 2013, 79, 6040–6049. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
47. Thomson, P.; Medina, D.A.; Garrido, D. Human milk oligosaccharides and infant gut bifidobacteria: Molecular strategies for their utilization. Food Microbiol. 2018, 75, 37–46. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
48. Sakanaka, M.; Hansen, M.E.; Gotoh, A.; Katoh, T.; Yoshida, K.; Odamaki, T.; Yachi, H.; Sugiyama, Y.; Kurihara, S.; Hirose, J.; et al. Evolutionary adaptation in fucosyllactose uptake systems supports bifidobacteria-infant symbiosis. Sci. Adv. 2019, 5, eaaw7696. [Google Scholar] [CrossRef]
49. Garrido, D.; Barile, D.; Mills, D.A. A molecular basis for bifidobacterial enrichment in the infant gastrointestinal tract. Adv. Nutr. 2012, 3, 415S–421S. [Google Scholar] [CrossRef]
50. Zúñiga, M.; Monedero, V.; Yebra, M.J. Utilization of host-derived glycans by intestinal lactobacillus and bifidobacterium species. Front. Microbiol. 2018, 9. [Google Scholar] [CrossRef]
51. Milani, C.; Lugli, G.A.; Duranti, S.; Turroni, F.; Mancabelli, L.; Ferrario, C.; Mangifesta, M.; Hevia, A.; Viappiani, A.; Scholz, M.; et al. Bifidobacteria exhibit social behavior through carbohydrate resource sharing in the gut. Sci. Rep. 2015, 5, 15782. [Google Scholar] [CrossRef]
52. Turroni, F.; Milani, C.; Duranti, S.; Mancabelli, L.; Mangifesta, M.; Viappiani, A.; Lugli, G.A.; Ferrario, C.; Gioiosa, L.; Ferrarini, A.; et al. Deciphering bifidobacterial-mediated metabolic interactions and their impact on gut microbiota by a multi-omics approach. ISME J. 2016, 10, 1656. [Google Scholar] [CrossRef]
53. Jost, T.; Lacroix, C.; Braegger, C.; Chassard, C. Impact of human milk bacteria and oligosaccharides on neonatal gut microbiota establishment and gut health. Nutr. Rev. 2015, 73, 426–437. [Google Scholar] [CrossRef]
54. Boehm, G.; Moro, G. Structural and functional aspects of prebiotics used in infant nutrition. J. Nutr. Suppl. 2008, 138, 1818s–1828s. [Google Scholar] [CrossRef]
55. Alliet, P.; Puccio, G.; Janssens, E.; Cajozzo, C.; Corsello, G.; Berger, B.; Sperisen, P.; Martin, F.-P.; Sprenger, N.; Steenhout, P. Term Infant Formula Supplemented with Human Milk Oligosaccharides (2′fucosyllactose and Lacto-Neotetraose) Shifts Stoom Microbiota and Metabolic Signatures Closer to that of Breastfed Infants. J. Pediatric Gastroenterol. Nutr. 2016, 63, S55. [Google Scholar] [CrossRef]
56. Elison, E.; Vigsnaes, L.K.; Rindom Krogsgaard, L.; Rasmussen, J.; Sørensen, N.; McConnell, B.; Hennet, T.; Sommer, M.O.A.; Bytzer, P. Oral supplementation of healthy adults with 2′-O-fucosyllactose and lacto-N-neotetraose is well tolerated and shifts the intestinal microbiota. Br. J. Nutr. 2016, 116, 1356–1368. [Google Scholar] [CrossRef]
57. Bridgman, S.L.; Azad, M.B.; Field, C.J.; Haqq, A.M.; Becker, A.B.; Mandhane, P.J.; Subbarao, P.; Turvey, S.E.; Sears, M.R.; Scott, J.A.; et al. Fecal short-chain fatty acid variations by breastfeeding status in infants at 4 months: Differences in relative versus absolute concentrations. Front. Nutr. 2017, 4. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
58. Pham, V.T.; Lacroix, C.; Braegger, C.P.; Chassard, C. Early colonization of functional groups of microbes in the infant gut. Environ. Microbiol. 2016, 18, 2246–2258. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
59. Edwards, C.A.; Parrett, A.M.; Balmer, S.E.; Wharton, B.A. Faecal short chain fatty acids in breast-fed and formula-fed babies. Acta Paediatr. 1994, 83, 459–462. [Google Scholar] [CrossRef]
60. Henrick, B.M.; Hutton, A.A.; Palumbo, M.C.; Casaburi, G.; Mitchell, R.D.; Underwood, M.A.; Smilowitz, J.T.; Frese, S.A. Elevated fecal pH indicates a profound change in the breastfed infant gut microbiome due to reduction of Bifidobacterium over the past century. mSphere 2018, 3, e00041-00018. [Google Scholar] [CrossRef]
61. Orrhage, K.; Nord, C.E. Bifidobacteria and lactobacilli in human health. Drugs Exp. Clin. Res. 2000, 26, 95–111. [Google Scholar]
62. Fukuda, S.; Toh, H.; Hase, K.; Oshima, K.; Nakanishi, Y.; Yoshimura, K.; Tobe, T.; Clarke, J.M.; Topping, D.L.; Suzuki, T.; et al. Bifidobacteria can protect from enteropathogenic infection through production of acetate. Nature 2011, 469, 543–547. [Google Scholar] [CrossRef]
63. Arrieta, M.C.; Stiemsma, L.T.; Dimitriu, P.A.; Thorson, L.; Russell, S.; Yurist-Doutsch, S.; Kuzeljevic, B.; Gold, M.J.; Britton, H.M.; Lefebvre, D.L.; et al. Early infancy microbial and metabolic alterations affect risk of childhood asthma. Sci. Transl. Med. 2015, 7, 307ra152. [Google Scholar] [CrossRef]
64. Wopereis, H.; Sim, K.; Shaw, A.; Warner, J.O.; Knol, J.; Kroll, J.S. Intestinal microbiota in infants at high risk for allergy: Effects of prebiotics and role in eczema development. J. Allergy Clin. Immunol. 2017. [Google Scholar] [CrossRef]
65. Kumari, M.; Kozyrskyj, A.L. Gut microbial metabolism defines host metabolism: an emerging perspective in obesity and allergic inflammation. Obes. Rev. 2017, 18, 18–31. [Google Scholar] [CrossRef]
66. Schwab, C.; Ruscheweyh, H.-J.; Bunesova, V.; Pham, V.T.; Beerenwinkel, N.; Lacroix, C. Trophic Interactions of infant bifidobacteria and eubacterium hallii during L-Fucose and fucosyllactose degradation. Front. Microbiol. 2017, 8. [Google Scholar] [CrossRef]
67. Lee, H.; Shen, H.; Hwang, I.; Ling, H.; Yew, W.; Lee, Y.; Chang, M. Targeted Approaches for in situ gut microbiome manipulation. Genes 2018, 9, 351. [Google Scholar] [CrossRef]
68. Kumar, H.; Salminen, S. Probiotics. In Encyclopedia of Food and Health; Academic Press: Oxford, UK, 2016; pp. 510–515. [Google Scholar] [CrossRef]
69. Kumar, H.; Salminen, S. Probiotics: Interactions with gut microbiota and emerging trends. In Beneficial Microbes in Fermented and Functional Foods; CRC Press: Boca Raton, FL, USA, 2014; pp. 387–394. [Google Scholar] [CrossRef]
70. McLaughlin, H.P.; Motherway, M.O.C.; Lakshminarayanan, B.; Stanton, C.; Paul Ross, R.; Brulc, J.; Menon, R.; O’Toole, P.W.; van Sinderen, D. Carbohydrate catabolic diversity of bifidobacteria and lactobacilli of human origin. Int. J. Food Microbiol. 2015, 203, 109–121. [Google Scholar] [CrossRef]
71. Nagpal, R.; Wang, S.; Ahmadi, S.; Hayes, J.; Gagliano, J.; Subashchandrabose, S.; Kitzman, D.W.; Becton, T.; Read, R.; Yadav, H. Human-origin probiotic cocktail increases short-chain fatty acid production via modulation of mice and human gut microbiome. Sci. Rep. 2018, 8, 12649. [Google Scholar] [CrossRef]
72. Reuter, G. The Lactobacillus and Bifidobacterium microflora of the human intestine: composition and succession. Curr. Issues Intest. Microbiol. 2001, 2, 43–53. [Google Scholar]
73. Kankainen, M.; Paulin, L.; Tynkkynen, S.; von Ossowski, I.; Reunanen, J.; Partanen, P.; Satokari, R.; Vesterlund, S.; Hendrickx, A.P.A.; Lebeer, S.; et al. Comparative genomic analysis of Lactobacillus rhamnosus GG reveals pili containing a human- mucus binding protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2009, 106, 17193. [Google Scholar] [CrossRef]
74. Walter, J. Ecological role of lactobacilli in the gastrointestinal tract: implications for fundamental and biomedical research. Appl. Environ. Microbiol. 2008, 74, 4985–4996. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
75. Penders, J.; Thijs, C.; Vink, C.; Stelma, F.F.; Snijders, B.; Kummeling, I.; van den Brandt, P.A.; Stobberingh, E.E. Factors Influencing the Composition of the Intestinal Microbiota in Early Infancy. Pediatrics 2006, 118, 511. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
76. Nuriel-Ohayon, M.; Neuman, H.; Ziv, O.; Belogolovski, A.; Barsheshet, Y.; Bloch, N.; Uzan, A.; Lahav, R.; Peretz, A.; Frishman, S.; et al. Progesterone increases bifidobacterium relative abundance during late pregnancy. Cell Rep. 2019, 27, 730–736.e733. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
77. Koren, O.; Goodrich, J.K.; Cullender, T.C.; Spor, A.; Laitinen, K.; Kling Bäckhed, H.; Gonzalez, A.; Werner, J.J.; Angenent, L.T.; Knight, R.; et al. Host remodeling of the gut microbiome and metabolic changes during pregnancy. Cell 2012, 150, 470–480. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
78. Santacruz, A.; Collado, M.C.; Garcia-Valdes, L.; Segura, M.T.; Martin-Lagos, J.A.; Anjos, T.; Marti-Romero, M.; Lopez, R.M.; Florido, J.; Campoy, C.; et al. Gut microbiota composition is associated with body weight, weight gain and biochemical parameters in pregnant women. Br. J. Nutr. 2010, 104, 83–92. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
79. Xiao, Y.; Zhao, J.; Zhang, H.; Zhai, Q.; Chen, W. Mining lactobacillus and bifidobacterium for organisms with long-term gut colonization potential. Clin. Nutr. 2019. [Google Scholar] [CrossRef]
80. Wong, C.B.; Odamaki, T.; Xiao, J.-z. Beneficial effects of Bifidobacterium longum subsp. longum BB536 on human health: Modulation of gut microbiome as the principal action. J. Funct. Foods 2019, 54, 506–519. [Google Scholar] [CrossRef]
81. Underwood, M.A.; German, J.B.; Lebrilla, C.B.; Mills, D.A. Bifidobacterium longum subspecies infantis: champion colonizer of the infant gut. Pediatr. Res. 2015, 77, 229–235. [Google Scholar] [CrossRef]
82. Chichlowski, M.; Shah, N.; Wampler, J.L.; Wu, S.S.; Vanderhoof, J.A. Bifidobacterium longum subspecies infantis (b. infantis) in pediatric nutrition: Current state of knowledge. Nutrients 2020, 12, 1581. [Google Scholar] [CrossRef]
83. Turroni, F.; Duranti, S.; Milani, C.; Lugli, G.A.; van Sinderen, D.; Ventura, M. Bifidobacterium bifidum: A Key Member of the Early Human Gut Microbiota. Microorganisms 2019, 7. [Google Scholar] [CrossRef]
84. Yaeshima, T.; Takahashi, S.; Ishibashi, N.; Shimamura, S. Identification of bifidobacteria from dairy products and evaluation of a microplate hybridization method. Int. J. Food Microbiol. 1996, 30, 303–313. [Google Scholar] [CrossRef]
85. Quigley, E.M.M. Chapter 15—Bifidobacterium breve A2—Floch, Martin, H. In The Microbiota in Gastrointestinal Pathophysiology; Ringel, Y., Walker, W.A., Eds.; Academic Press: Boston, MA, USA, 2017; pp. 135–137. [Google Scholar] [CrossRef]
86. O’Neill, I.; Schofield, Z.; Hall, L.J. Exploring the role of the microbiota member Bifidobacterium in modulating immune-linked diseases. Emerg. Top. Life Sci. 2017, 1, 333–349. [Google Scholar] [CrossRef]
87. Van de Pol, M.A.; Lutter, R.; Smids, B.S.; Weersink, E.J.; van der Zee, J.S. Synbiotics reduce allergen-induced T-helper 2 response and improve peak expiratory flow in allergic asthmatics. Allergy 2011, 66, 39–47. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
88. Braga, T.D.; da Silva, G.A.; de Lira, P.I.; de Carvalho Lima, M. Efficacy of Bifidobacterium breve and Lactobacillus casei oral supplementation on necrotizing enterocolitis in very-low-birth-weight preterm infants: A double-blind, randomized, controlled trial. Am. J. Clin. Nutr. 2011, 93, 81–86. [Google Scholar] [CrossRef]
89. Souza, D.N.; Jorge, M.T. The effect of Lactobacillus casei and Bifidobacterium breve on antibiotic-associated diarrhea treatment: randomized double-blind clinical trial. Rev. Soc. Bras. Med. Trop. 2012, 45, 112–116. [Google Scholar] [CrossRef]
90. Wada, M.; Nagata, S.; Saito, M.; Shimizu, T.; Yamashiro, Y.; Matsuki, T.; Asahara, T.; Nomoto, K. Effects of the enteral administration of Bifidobacterium breve on patients undergoing chemotherapy for pediatric malignancies. Supportive Care Cancer 2010, 18, 751–759. [Google Scholar] [CrossRef]
91. Klemenak, M.; Dolinsek, J.; Langerholc, T.; Di Gioia, D.; Micetic-Turk, D. Administration of Bifidobacterium breve decreases the production of TNF-alpha in children with celiac disease. Dig. Dis. Sci. 2015, 60, 3386–3392. [Google Scholar] [CrossRef]
92. Abrahamse-Berkeveld, M.; Alles, M.; Franke-Beckmann, E.; Helm, K.; Knecht, R.; Köllges, R.; Sandner, B.; Knol, J.; Ben Amor, K.; Bufe, A. Infant formula containing galacto-And fructo-oligosaccharides and Bifidobacterium breve M-16V supports adequate growth and tolerance in healthy infants in a randomised, controlled, double-blind, prospective, multicentre study. J. Nutr. Sci. 2016, 5. [Google Scholar] [CrossRef]
93. Candy, D.C.A.; Van Ampting, M.T.J.; Oude Nijhuis, M.M.; Wopereis, H.; Butt, A.M.; Peroni, D.G.; Vandenplas, Y.; Fox, A.T.; Shah, N.; West, C.E.; et al. A synbiotic-containing amino-acid-based formula improves gut microbiota in non-IgE-mediated allergic infants. Pediatr. Res. 2018, 83, 677–686. [Google Scholar] [CrossRef]
94. Fanning, S.; Hall, L.J.; Cronin, M.; Zomer, A.; MacSharry, J.; Goulding, D.; Connell Motherway, M.; Shanahan, F.; Nally, K.; Dougan, G.; et al. Bifidobacterial surface-exopolysaccharide facilitates commensal-host interaction through immune modulation and pathogen protection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2012, 109, 2108. [Google Scholar] [CrossRef]
95. Aguilar-Toalá, J.E.; Garcia-Varela, R.; Garcia, H.S.; Mata-Haro, V.; González-Córdova, A.F.; Vallejo-Cordoba, B.; Hernández-Mendoza, A. Postbiotics: An evolving term within the functional foods field. Trends Food Sci. Technol. 2018, 75, 105–114. [Google Scholar] [CrossRef]
96. Tsilingiri, K.; Rescigno, M. Postbiotics: what else? Benef. Microbes. 2013, 4, 101–107. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
97. Mullie, C.; Yazourh, A.; Thibault, H.; Odou, M.F.; Singer, E.; Kalach, N.; Kremp, O.; Romond, M.B. Increased poliovirus-specific intestinal antibody response coincides with promotion of Bifidobacterium longum-infantis and Bifidobacterium breve in infants: A randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Pediatr. Res. 2004, 56, 791–795. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
98. Thibault, H.; Aubert-Jacquin, C.; Goulet, O. Effects of long-term consumption of a fermented infant formula (with Bifidobacterium breve c50 and Streptococcus thermophilus 065) on acute diarrhea in healthy infants. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 2004, 39, 147–152. [Google Scholar] [CrossRef]
99. Vandenplas, Y.; Ludwig, T.; Bouritius, H.; Alliet, P.; Forde, D.; Peeters, S.; Huet, F.; Hourihane, J. Randomised controlled trial demonstrates that fermented infant formula with short-chain galacto-oligosaccharides and long-chain fructo-oligosaccharides reduces the incidence of infantile colic. Acta Paediatr. 2017, 106, 1150–1158. [Google Scholar] [CrossRef]
100. Huet, F.; Abrahamse-Berkeveld, M.; Tims, S.; Simeoni, U.; Beley, G.; Savagner, C.; Vandenplas, Y.; Hourihane, J.O.B. Partly fermented infant formulae with specific oligosaccharides support adequate infant growth and are well-tolerated. J. Pediatric Gastroenterol. Nutr. 2016, 63, e43–e53. [Google Scholar] [CrossRef]
101. Chawanpaiboon, S.; Vogel, J.P.; Moller, A.-B.; Lumbiganon, P.; Petzold, M.; Hogan, D.; Landoulsi, S.; Jampathong, N.; Kongwattanakul, K.; Laopaiboon, M.; et al. Global, regional, and national estimates of levels of preterm birth in 2014: a systematic review and modelling analysis. Lancet Glob. Health 2019, 7, e37–e46. [Google Scholar] [CrossRef]
102. Arboleya, S.; Ang, L.; Margolles, A.; Yiyuan, L.; Dongya, Z.; Liang, X.; Solís, G.; Fernández, N.; Clara, G.; Gueimonde, M.J.A. Deep 16S rRNA metagenomics and quantitative PCR analyses of the premature infant fecal microbiota. Anaerobe 2012, 18, 378–380. [Google Scholar] [CrossRef]
103. Barrett, E.; Kerr, C.; Murphy, K.; O’Sullivan, O.; Ryan, C.A.; Dempsey, E.M.; Murphy, B.P.; O’Toole, P.W.; Cotter, P.D.; Fitzgerald, G.F.; et al. The individual-specific and diverse nature of the preterm infant microbiota. Arch. Dis. Child. Fetal Neonatal Ed. 2013, 98, F334–F340. [Google Scholar] [CrossRef]
104. Gibson, M.K.; Wang, B.; Ahmadi, S.; Burnham, C.-A.D.; Tarr, P.I.; Warner, B.B.; Dantas, G. Developmental dynamics of the preterm infant gut microbiota and antibiotic resistome. Nat. Microbiol. 2016, 1, 16024. [Google Scholar] [CrossRef]
105. Schwiertz, A.; Gruhl, B.; Lobnitz, M.; Michel, P.; Radke, M.; Blaut, M. Development of the intestinal bacterial composition in hospitalized preterm infants in comparison with breast-fed, full-term infants. Pediatr. Res. 2003, 54, 393–399. [Google Scholar] [CrossRef]
106. Patel, A.L.; Mutlu, E.A.; Sun, Y.; Koenig, L.; Green, S.; Jakubowicz, A.; Mryan, J.; Engen, P.; Fogg, L.; Chen, A.L.; et al. Longitudinal survey of microbiota in hospitalized preterm very-low-birth-weight infants. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 2016, 62, 292–303. [Google Scholar] [CrossRef]
107. Kurath-Koller, S.; Neumann, C.; Moissl-Eichinger, C.; Kraschl, R.; Kanduth, C.; Hopfer, B.; Pausan, M.R.; Urlesberger, B.; Resch, B. Hospital regimens including probiotics guide the individual development of the gut microbiome of very low birth weight infants in the first two weeks of life. Nutrients 2020, 12, 1256. [Google Scholar] [CrossRef]
108. Zwittink, R.D.; Renes, I.B.; van Lingen, R.A.; van Zoeren-Grobben, D.; Konstanti, P.; Norbruis, O.F.; Martin, R.; Groot Jebbink, L.J.M.; Knol, J.; Belzer, C. Association between duration of intravenous antibiotic administration and early-life microbiota development in late-preterm infants. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2018, 37, 475–483. [Google Scholar] [CrossRef]
109. Patole, S.K.; Rao, S.C.; Keil, A.D.; Nathan, E.A.; Doherty, D.A.; Simmer, K.N. Benefits of Bifidobacterium breve M-16V Supplementation in Preterm Neonates - A Retrospective Cohort Study. PLoS ONE 2016, 11, e0150775. [Google Scholar] [CrossRef]
110. Costeloe, K.; Hardy, P.; Juszczak, E.; Wilks, M.; Millar, M.R.; Probiotics in Preterm Infants Study Collaborative, G. Bifidobacterium breve BBG-001 in very preterm infants: A randomised controlled phase 3 trial. Lancet 2016, 387, 649–660. [Google Scholar] [CrossRef]
111. Athalye-Jape, G.; Rao, S.; Simmer, K.; Patole, S. Bifidobacterium breve M-16V as a probiotic for preterm infants: A strain-specific systematic review. JPEN J. Parenter. Enteral. Nutr. 2017. [Google Scholar] [CrossRef]
112. Boerma, T.; Ronsmans, C.; Melesse, D.Y.; Barros, A.J.D.; Barros, F.C.; Juan, L.; Moller, A.-B.; Say, L.; Hosseinpoor, A.R.; Yi, M.; et al. Global epidemiology of use of and disparities in caesarean sections. Lancet 2018, 392, 1341–1348. [Google Scholar] [CrossRef]
113. Jessica, P. Caesarean section and children’s health: A quasi-experimental design. Popul. Stud. 2019. [Google Scholar] [CrossRef]
114. Gensollen, T.; Iyer, S.S.; Kasper, D.L.; Blumberg, R.S. How colonization by microbiota in early life shapes the immune system. Science 2016, 352, 539–544. [Google Scholar] [CrossRef]
115. Wampach, L.; Heintz-Buschart, A.; Fritz, J.V.; Ramiro-Garcia, J.; Habier, J.; Herold, M.; Narayanasamy, S.; Kaysen, A.; Hogan, A.H.; Bindl, L.; et al. Birth mode is associated with earliest strain-conferred gut microbiome functions and immunostimulatory potential. Nat. Commun. 2018, 9, 5091. [Google Scholar] [CrossRef]
116. Chu, D.M.; Ma, J.; Prince, A.L.; Antony, K.M.; Seferovic, M.D.; Aagaard, K.M. Maturation of the infant microbiome community structure and function across multiple body sites and in relation to mode of delivery. Nat. Med. 2017, 23, 314–326. [Google Scholar] [CrossRef]
117. Reyman, M.; van Houten, M.A.; van Baarle, D.; Bosch, A.A.T.M.; Man, W.H.; Chu, M.L.J.N.; Arp, K.; Watson, R.L.; Sanders, E.A.M.; Fuentes, S.; et al. Impact of delivery mode-associated gut microbiota dynamics on health in the first year of life. Nat. Commun. 2019, 10, 4997. [Google Scholar] [CrossRef]
118. Dierikx, T.H.; Berkhout, D.J.C.; Visser, L.; Benninga, M.A.; Roeselers, G.; de Boer, N.K.H.; de Vries, J.I.P.; de Meij, T.G.J. The influence of timing of Maternal administration of Antibiotics during cesarean section on the intestinal Microbial colonization in Infants (MAMI-trial): Study protocol for a randomised controlled trial. Trials 2019, 20, 479. [Google Scholar] [CrossRef]
119. Dominguez-Bello, M.G.; De Jesus-Laboy, K.M.; Shen, N.; Cox, L.M.; Amir, A.; Gonzalez, A.; Bokulich, N.A.; Song, S.J.; Hoashi, M.; Rivera-Vina, J.I.; et al. Partial restoration of the microbiota of cesarean-born infants via vaginal microbial transfer. Nat. Med. 2016, 22, 250–253. [Google Scholar] [CrossRef]
120. Stinson, L.F.; Payne, M.S.; Keelan, J.A. A Critical review of the bacterial baptism hypothesis and the impact of cesarean delivery on the infant microbiome. Front. Med. 2018, 5. [Google Scholar] [CrossRef]
121. Gueimonde, M.; Sakata, S.; Kalliomaki, M.; Isolauri, E.; Benno, Y.; Salminen, S. Effect of maternal consumption of lactobacillus GG on transfer and establishment of fecal bifidobacterial microbiota in neonates. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 2006, 42, 166–170. [Google Scholar] [CrossRef]
122. Barrett, E.; Deshpandey, A.K.; Ryan, C.A.; Dempsey, E.M.; Murphy, B.; O’Sullivan, L.; Watkins, C.; Ross, R.P.; O’Toole, P.W.; Fitzgerald, G.F.; et al. The neonatal gut harbours distinct bifidobacterial strains. Arch. Dis. Child. Fetal. Neonatal. Ed. 2015, 100, F405–F410. [Google Scholar] [CrossRef]
123. Chua, M.C.; Ben-Amor, K.; Lay, C.; Neo, A.G.E.; Chiang, W.C.; Rao, R.; Chew, C.; Chaithongwongwatthana, S.; Khemapech, N.; Knol, J.; et al. Effect of synbiotic on the gut microbiota of cesarean delivered infants: A randomized, double-blind, multicenter study. J. Pediatric Gastroenterol. Nutr. 2017, 65, 102–106. [Google Scholar] [CrossRef]
124. Akdis, C.A.; Agache, I. Global Atlas of Allergy; European Academy of Allergy and Clinical Immunology: Zurich, Switzerland, 2014. [Google Scholar]
125. Kalliomaki, M.; Kirjavainen, P.; Eerola, E.; Kero, P.; Salminen, S.; Isolauri, E. Distinct patterns of neonatal gut microflora in infants in whom atopy was and was not developing. J. Allergy Clin. Immunol. 2001, 107, 129–134. [Google Scholar] [CrossRef]
126. Akay, H.K.; Bahar Tokman, H.; Hatipoglu, N.; Hatipoglu, H.; Siraneci, R.; Demirci, M.; Borsa, B.A.; Yuksel, P.; Karakullukcu, A.; Kangaba, A.A.; et al. The relationship between bifidobacteria and allergic asthma and/or allergic dermatitis: A prospective study of 0–3 years-old children in Turkey. Anaerobe 2014, 28, 98–103. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
127. Melli, L.C.; do Carmo-Rodrigues, M.S.; Araujo-Filho, H.B.; Sole, D.; de Morais, M.B. Intestinal microbiota and allergic diseases: A systematic review. Allergol. Immunopathol. 2016, 44, 177–188. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
128. Ismail, I.H.; Boyle, R.J.; Licciardi, P.V.; Oppedisano, F.; Lahtinen, S.; Robins‐Browne, R.M.; Tang, M.L. Early gut colonization by Bifidobacterium breve and B. catenulatum differentially modulates eczema risk in children at high risk of developing allergic disease. Pediatr. Allergy Immunol. 2016, 27, 838–846. [Google Scholar] [CrossRef]
129. Van der Aa, L.; Van Aalderen, W.; Heymans, H.; Henk Sillevis Smitt, J.; Nauta, A.; Knippels, L.; Ben Amor, K.; Sprikkelman, A. Synbiotics prevent asthma-like symptoms in infants with atopic dermatitis. Allergy 2011, 66, 170–177. [Google Scholar] [CrossRef]
130. Van der Aa, L.B.; Heymans, H.S.; van Aalderen, W.M.; Sillevis Smitt, J.H.; Knol, J.; Ben Amor, K.; Goossens, D.A.; Sprikkelman, A.B. Effect of a new synbiotic mixture on atopic dermatitis in infants: A randomized-controlled trial. Clin. Exp. Allergy 2010, 40, 795–804. [Google Scholar] [CrossRef]
131. Ruiz, L.; Delgado, S.; Ruas-Madiedo, P.; Margolles, A.; Sánchez, B. Proteinaceous Molecules Mediating Bifidobacterium-Host Interactions. Front. Microbiol. 2016, 7, 1193. [Google Scholar] [CrossRef]
132. Meng, D.; Zhu, W.; Ganguli, K.; Shi, H.N.; Walker, W.A. Anti-inflammatory effects of Bifidobacterium longum subsp infantis secretions on fetal human enterocytes are mediated by TLR-4 receptors. Am. J. Physiol. Gastrointest Liver Physiol. 2016, 311, G744–G753. [Google Scholar] [CrossRef]
133. Castro-Bravo, N.; Wells, J.M.; Margolles, A.; Ruas-Madiedo, P. Interactions of Surface exopolysaccharides from bifidobacterium and lactobacillus within the intestinal environment. Front. Microbiol. 2018, 9. [Google Scholar] [CrossRef]
134. Matsuki, T.; Watanabe, K.; Fujimoto, J.; Kado, Y.; Takada, T.; Matsumoto, K.; Tanaka, R.J.A.E.M. Quantitative PCR with 16S rRNA-gene-targeted species-specific primers for analysis of human intestinal bifidobacteria. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 70, 167–173. [Google Scholar] [CrossRef]
135. Chaplin, A.; Brzhozovskii, A.; Parfenova, T.; Kafarskaia, L.; Volodin, N.; Shkoporov, A.; Ilina, E.; Efimov, B.A. Species diversity of bifidobacteria in the intestinal microbiota studied using MALDI-TOF mass-spectrometry. Ann. Russ. Acad. Med Sci. 2015, 70, 435–440. [Google Scholar] [CrossRef]
136. Duranti, S.; Milani, C.; Lugli, G.A.; Mancabelli, L.; Turroni, F.; Ferrario, C.; Mangifesta, M.; Viappiani, A.; Sánchez, B.; Margolles, A.; et al. Evaluation of genetic diversity among strains of the human gut commensal Bifidobacterium adolescentis. Sci. Rep. 2016, 6, 23971. [Google Scholar] [CrossRef]
137. Duranti, S.; Turroni, F.; Lugli, G.A.; Milani, C.; Viappiani, A.; Mangifesta, M.; Gioiosa, L.; Palanza, P.; van Sinderen, D.; Ventura, M.J.A.E.M. Genomic characterization and transcriptional studies of the starch-utilizing strain Bifidobacterium adolescentis 22L. Appl. Environ. Microbiol. 2014, 80, 6080–6090. [Google Scholar] [CrossRef]
138. Gueimonde, M.; Ouwehand, A.; Pitkälä, K.; Strandberg, T.; Finne-Soveri, H.; Salminen, S. Fecal bifidobacterium levels in elderly nursing home patients. Biosci. Microflora 2010, 29, 111–113. [Google Scholar] [CrossRef]
139. Mitsuoka, T. Intestinal flora and aging. Nutr. Rev. Wash. 1992, 50, 438–446. [Google Scholar] [CrossRef]
140. Hopkins, M.; Macfarlane, G.T. Changes in predominant bacterial populations in human faeces with age and with Clostridium difficile infection. J. Med. Microbiol. 2002, 51, 448–454. [Google Scholar] [CrossRef]
141. Salazar, N.; López, P.; Valdés, L.; Margolles, A.; Suárez, A.; Patterson, A.M.; Cuervo, A.; Reyes-Gavilán, C.G.d.l.; Ruas-Madiedo, P.; Gonzalez, S.; et al. Microbial targets for the development of functional foods accordingly with nutritional and immune parameters altered in the elderly. J. Am. Coll. Nutr. 2013, 32, 399–406. [Google Scholar] [CrossRef]
142. Hao, Y.; Huang, D.; Guo, H.; Xiao, M.; An, H.; Zhao, L.; Zuo, F.; Zhang, B.; Hu, S.; Song, S.; et al. Complete Genome Sequence of Bifidobacterium longum subsp. longum BBMN68, a new strain from a healthy chinese centenarian. J. Bacteriol. 2011, 193, 787–788. [Google Scholar] [CrossRef]
143. Liu, S.; Zhao, L.; Ren, F.; Sun, E.; Zhang, M.; Guo, H. Complete genome sequence of Bifidobacterium adolesentis BBMN23, a probiotic strain from healthy centenarian. J. Biotechnol. 2015, 198, 44–45. [Google Scholar] [CrossRef]
144. Duggal, N.A. Reversing the immune ageing clock: Lifestyle modifications and pharmacological interventions. Biogerontology 2018, 19, 481–496. [Google Scholar] [CrossRef]
145. Maneerat, S.; Lehtinen, M.J.; Childs, C.E.; Forssten, S.D.; Alhoniemi, E.; Tiphaine, M.; Yaqoob, P.; Ouwehand, A.C.; Rastall, R.A. Consumption of Bifidobacterium lactis Bi-07 by healthy elderly adults enhances phagocytic activity of monocytes and granulocytes. J. Nutr. Sci. 2013, 2. [Google Scholar] [CrossRef]
146. Pitkala, K.H.; Strandberg, T.E.; Finne Soveri, U.H.; Ouwehand, A.C.; Poussa, T.; Salminen, S. Fermented cereal with specific bifidobacteria normalizes bowel movements in elderly nursing home residents. A randomized, controlled trial. J. Nutr. Health Aging 2007, 11, 305–311. [Google Scholar]
147. Epstein, R.H. Get Me Out: A History of Childbirth from the Garden of Eden to the Sperm Bank; WW Norton & Company: New York, NY, USA, 2011. [Google Scholar]
148. Cho, I.; Blaser, M.J. The human microbiome: At the interface of health and disease. Nat. Rev. Genet. 2012, 13, 260–270. [Google Scholar] [CrossRef]