Плотные контакты, проницаемость кишечного барьера и микробиом

Плотные контакты, проницаемость кишечного барьера и микробиом

Влияние бактериальных инфекций, пробиотиков и зонулина на целостность кишечного барьера

СОДЕРЖАНИЕ

Примечание редактора:

Плотные соединения (контакты) (TJ от англ. Tight junctions) – запирающие межклеточные контакты, присущие клеткам позвоночных, в составе которых мембраны соседних клеток максимально сближены и «сшиты» специализированными белками клаудинами и окклюдинами. Распространены в эпителиальных тканях, где составляют наиболее апикальную часть (лат. zonula occludens) комплекса контактов между клетками, в который входят адгезионные контакты и десмомомы. Плотные контаткты построены из нескольких лент, опоясывающих клетку, которые, пересекаясь между собой, образуют сетевидную связь. С цитоплазматической стороны ассоциированы с актиновыми филаментами.

Кишечный барьер - это слизисто-эпителиальный барьер желудочно-кишечного тракта, который включает в себя несколько компонентов: преэпителиальная защита — слой слизи, покрывающей эпителий; эпителиальная защита, к которой относится высокая регенерация эпителия и плотные межклеточные контакты; постэпителиальная защита — клетки иммунной системы и кровеносные сосуды. Состав кишечной микробиоты также может рассматриваться как часть слизисто-эпителиального барьера. Кишечный барьер отвечает за нормальную (избирательную) кишечную проницаемость. Барьерная функция заключается в предотвращении попадания люминального содержимого (из просвета кишки), а именно токсинов, пищевых антигенов и микроорганизмов, в системный кровтоток, ткани и органы через стенку кишечника. Нарушение барьерной функции кишечного эпителия лежит в основе патогенеза различных воспалительных и аутоиммунных заболеваний.

Резюме

Кишечный барьер играет чрезвычайно важную роль в поддержании иммунного гомеостаза кишечника и всего организма. Он состоит из сложной системы клеток, слизи и кишечной микробиоты. Сложная система белков обеспечивает избирательную проницаемость элементов, которые безопасны и необходимы для правильного питания организма. Нарушение герметичности этого барьера приводит к проникновению в систему токсинов и других вредных антигенов. Такие события приводят к различным дисфункциям пищеварительного тракта, системным инфекциям, пищевой непереносимости и аутоиммунным заболеваниям. Патогенные и пробиотические бактерии, а также выделяемые ими соединения, несомненно, влияют на свойства кишечного барьера. Открытие зонулина, белка с регуляторной активностью плотных соединений в эпителии, проливает новый свет на понимание роли кишечного барьера в укреплении здоровья, а также в формировании заболеваний. По совпадению, появляется все больше сообщений о методах лечения, нацеленных на микробиоту кишечника, что предполагает, что предотвращение дефектов кишечного барьера может быть жизнеспособным подходом для улучшения состояния пациентов с COVID-19. Различные взаимодействия бактерий и кишечного барьера являются предметом этого обзора, цель которого - показать текущее состояние знаний по этой теме и ее потенциальное терапевтическое применение.

1. Введение

Основная ответственность пищеварительной системы - переваривание пищи и усвоение максимально возможного содержания питательных веществ, получаемых из потребляемых продуктов. Роль пищеварительной системы (особенно кишечника) преимущественно ограничивается только этими функциями. Фактически, кишечник можно определить как путь, соединяющий внешнюю и внутреннюю среду организма, и он служит определяющим фактором того, какие компоненты попадают в кровоток и в каком количестве. Таким образом, кишечный барьер играет жизненно важную роль в поддержании иммунного гомеостаза кишечника и всего организма. Было сделано наблюдение, что сдвиг в балансе состава кишечной микробиоты в сторону условно-патогенных микроорганизмов приводит к повышенной секреции недавно открытого белка зонулина. Исследования документально подтвердили, что повышенная экспрессия зонулина и проницаемость кишечного барьера взаимосвязаны с глютеновой болезнью (целиакией), диабетом 1 типа и другими аутоиммунными заболеваниями. Это указывает на то, что недавние достижения в области микробиоты кишечника и ее взаимосвязи с физиологией кишечных заболеваний требуют этого обзора и обновления современной литературы по этой теме.

2. Кишечный барьер

Существует большой объем доступной литературы по теме кишечного барьера, его проницаемости и важности для гомеостаза, и это ясно указывает на то, что это очень сложные вопросы [1-5]. Кишечный барьер - это самая большая поверхность в организме человека, которая контактирует с внешней средой, что позволяет ему обладать способностью динамично реагировать на ее факторы. Это место взаимодействия с орально доставляемыми раздражителями, одновременно образуя барьер против проникновения патогенов, токсинов и антигенов. Пища переваривается в просвете кишечника — среде, образованной желчью, панкреатическим соком и ферментами, — где также разрушаются антигены и микроорганизмы [6].

Его структура подвержена динамическим изменениям и определяется физическими, химическими и биологическими компонентами, такими как слизь, клетки (эпителиальные, секреторные и иммунные) и бактериальная микрофлора [7]. Все компоненты кишечного барьера, а также его взаимодействие с бактериями и зонулином показаны на рисунке 1.

Рисунок 1. Модель кишечного барьера и схема его взаимодействия с патогенными бактериями, антибиотиками, пробиотиками и зонулином. Структура кишечного барьера (рассмотрено в разделе 2). Антибиотики и патогенные бактерии (см. Раздел 3). Зонулин и его взаимодействие с барьером и влияние на его секреторную функцию (см. Раздел 4).

Эпителий

Эпителий тонкой кишки состоит из одного слоя цилиндрических энтероцитов, бокаловидных клеток, клеток Панета, энтероэндокринных клеток, микроскладок (М-клеток), чашечных и пучковых клеток, хотя функции последних двух до сих пор полностью не изучены [8]. Чтобы обеспечить наименьший уровень проницаемости для антигенов, одновременно допуская приток ионов и растворенных веществ, соседние эпителиальные клетки соединены «апикальным соединительным комплексом», состоящим из плотных соединений (zonula occludens) (TJs), спаек (zonula adherens) (AJ) и десмосомы [9]. TJs состоят из трех основных трансмембранных белков: окклюдина, клаудинов и соединительных молекул адгезии (JAM). Они связываются с различными белками периферической мембраны, такими как ZO-1 (Zonula occludens-1, также известный как белок плотных контактов-1), расположенным внутри клеточной мембраны, закрепляя актиновые компоненты цитоскелета. AJ образован E-кадгерином, α-катенином и β-катенином [7]. TJs участвуют в полярности клеток и передаче сигналов, регулируя транспорт ионов и молекул через эпителий, что делает их важным компонентом для поддержания гомеостаза кишечника [4]. Белки межклеточных соединений могут проявлять разные свойства. Например, клаудины 1, 3, 4, 5 и 8 используются для усиления барьера, а клаудины 2, 7, 10 и 23 имеют тенденцию ослаблять его и увеличивать проницаемость [1,5]. Эпителиальные клетки основаны на тонкой соединительно-тканной мембране - собственной пластинке (lamina propria). Эта структура позволяет функционировать врожденным и приобретенным механизмам иммунной системы (иммуноглобулины класса А, цитокины, протеазы и хемокины), а также способствует функционированию эндокринной и нервной систем, контролирующих перистальтику кишечника [6]. Что касается ультраструктуры и функции, клеточный барьер демонстрирует значительные региональные вариации вдоль кишечника, причем толстый барьер менее проницаем, чем тонкий кишечник. Различия в проницаемости тонкой кишки и размере пор также наблюдаются локально, варьируя от 4–5 Å (т.е. радиус 4-5 Ангстрем – ред.) на концах ворсинок до более чем 20 Å у основания крипты [3].

Транспорт через кишечный барьер

Существует два типа транспортных путей через эпителий: парацеллюлярный (между соседними клетками, вызванный динамическим открытием и закрытием межклеточных соединений) и трансцеллюлярный (через эндотелиальные клетки путем эндоцитоза). Ультраструктура и биология плотных контактов параклеточных путей, которые играют решающую роль в абсорбции жидкости и электролитов, представляют большой интерес [1,2,5]. Парацеллюлярная проницаемость молекул в основном контролируется TJs, которые регулируют приток ионов и других малых молекул с молекулярной массой менее 600 Да через стенку кишечника [10]. Барьер с плотным контактом проявляет селективность при транспортировке молекул и усиливает эту функцию, оценивая как их размер, так и заряд. Есть два варианта транспорта через соединения с интактным эпителиальным монослоем, которые называются путями «поры» и «утечки». Путь поры соответствует пути большой емкости, избирательности по размеру и заряду, а путь утечки - пути малой емкости с ограниченной селективностью. Путь в порах регулируется внутри группы белков клаудина, тогда как проницаемость пути утечки может регулироваться с помощью ZO-1, окклюдина и киназы легкой цепи миозина (MLCK) [11-13]. Плотные контакты утрачиваются в тех местах, где произошло повреждение эпителия, вызванное апоптозом, и содержимое просвета проникает через кишечный барьер «неограниченным» путем. Как следует из названия, это путь с высокой пропускной способностью и низкой избирательностью, который может объяснить развитие заболевания в результате повреждения эпителия. Так в случае эрозий или язв бактерии получают доступ к слизистой оболочке [4,14].

Продукция противовоспалительных цитокинов может влиять на конформацию соединений между энтероцитами, тем самым изменяя кишечную проницаемость [15]. Например, вызванное патогеном высвобождение интерферона γ (INF-γ) увеличивает проницаемость кишечника за счет перераспределения белков TJ и перестройки актинового цитоскелета. Реорганизация TJs запускает фактор некроза опухоли α (TNF-α), который влияет на проницаемость кишечника, вызывая апоптоз эндотелиальных клеток [16]. Было показано, что как экспрессия клаудина-2 (CLDN-2), так и продукция IL-13, по-видимому, выше при язвенном колите по сравнению с болезнью Крона [17-19]. Кроме того, интерлейкин 6 (IL-6), как было показано, увеличивает проницаемость кишечника, стимулируя экспрессию CLDN-2, который играет ключевую роль в формировании пор в TJs [20]. Распад трансэпителиальных транспортных путей может вызвать дальнейшую транслокацию патогенных агентов и, следовательно, способствовать прогрессированию многих кишечных заболеваний, таких как воспалительное заболевание кишечника (ВЗК) [4]. Иммунные механизмы могут напрямую регулировать кишечную проницаемость. Толл-подобные рецепторы (TLRs) представляют собой класс рецепторов трансмембранного распознавания образов (PRRs), которые важны для распознавания микробов и играют жизненно важную роль в контроле иммунного ответа. TLR второго типа (TLR2) распознает консервативные структуры как у грамотрицательных, так и у грамположительных бактерий. TLR2 экспрессируется во многих типах клеток кишечника, включая эпителиальные клетки [21]. Было продемонстрировано, что стимуляция TLR2 in vitro увеличивает трансэпителиальное электрическое сопротивление за счет активации протеинкиназы C и транслокации ZO-1 в комплекс плотных контактов [22].

Слизь (муцины)

Первой линией защиты кишечника является слизь, которая представляет собой физический барьер, предотвращающий адгезию патогенных бактерий и других антигенов. Он состоит из воды и двух типов гликопротеинов: секретируемых муцинов (MUC2, MUC5, MUC6) и мембраносвязанных муцинов (MUC1, MUC3, MUC4, MUC13, MUC17), которые остаются прикрепленными к апикальной поверхности и вместе с гликолипидами образуют гликокаликс. В тонком и толстом кишечнике MUC2 является наиболее распространенным белком слизистой оболочки, секретируемым бокаловидными клетками [23]. MUC2 играет важную роль в защите эпителия, поскольку у мышей без гена Muc2 спонтанно развивается тяжелый колит и стимулируемый воспалением рак толстой кишки [24,25]. В тонком кишечнике слизь состоит из одного слоя, который богат антимикробными веществами, такими как лизоцимы, дефензины и DMBT1 (удаляемый при злокачественных опухолях головного мозга 1 белок), продуцируемый клетками Панета [23,26]. Другие белки слизи, секретируемые чашечными клетками, включают регулятор-1 хлоридного канала, активируемый кальцием (CLCA1), белок, связывающий глобулин Fc (FCGBP), белки, сшивающие слизь, белок зимоген 16 (ZG16) и лектин-подобный белок, который связывается с грамположительными бактериями. Секретируемая слизь смешивается с секретами клеток Панета, содержащими антимикробные пептиды (AMPs), лизоцим и DMBT1. Иммунные регуляторы, такие как AMPs и молекулы IgA, высвобождаются в слизи градиентом от эпителия к просвету, повышая защиту от микроорганизмов [26]. Слизь не прилипает к стенке кишечника и постоянно движется перистальтическими волнами по кишечнику, перенося бактерии в толстую кишку [27]. Слизь, содержащаяся в толстом кишечнике, делится на внутренний и внешний слой. Внутренний слой обеспечивает защиту от пищеварительных ферментов и, будучи непроницаемым для бактерий, служит барьером, отделяющим микроорганизмы от эпителия. С другой стороны, внешний слой не стерилен и заселен бактериями [28].

Микробиота

Исследования пищеварительного микробиома человека показали, что он включает более 10¹⁴ микробных клеток, принадлежащих к 7000 видам. Многие из них еще не классифицированы из-за сложности их выращивания. Факторы, способствующие возникновению этой проблемы, включают преобладание анаэробных микроорганизмов, тесную связь со слизистой оболочкой кишечника, многочисленные морфологические сходства между клетками и низкое использование метагеномных методов в рутинной диагностике. Разнообразие и количество микроорганизмов меняется в зависимости от pH и доступности кислорода. Кишечник - дистальная часть тонкой кишки и толстая кишка - демонстрирует особенно богатую колонизацию [29]. Термин кишечная микробиота относится к группе микроорганизмов, населяющих просвет кишечника. Он состоит из более чем 250 различных видов бактерий, грибов, вирусов и архей [28,30–33]. Почти нейтральный уровень pH среды подвздошной кишки позволяет выжить многочисленным относительно анаэробным комменсальным микроорганизмам: Streptococcus spp., Lactobacillus spp. палочковидные бактерии из отряда Enterobacterales, анаэробные представители класса Clostridia, а также дрожжи, которые присутствуют в количестве до 10⁷ КОЕ / г [34]. Доступность кислорода снижается с увеличением pH, что приводит к ослаблению перистальтики толстой кишки и значительному увеличению микробных титров - до 10¹⁴ КОЕ / г фекалий. Примерно 70–90% видов, колонизирующих толстую кишку, принадлежат к семействам Firmicutes и Bacteroidetes, тогда как большинство остальных видов принадлежат к Proteobacteria и Actinobacteria [28,30–33]. Тем не менее, их относительная численность различается от участка к участку и сильно различается у разных особей [35]. Бактериальные продукты, такие как бактериальные токсины, вторичные желчные кислоты и короткоцепочечные жирные кислоты, образующиеся при ферментации, защищают хозяина от патогенов и укрепляют барьер и его функции [34,36–38].

Роль микробиоты в контексте герметичности кишечника значительна, поскольку она влияет на барьер, а элементы барьера влияют на микробиоту [27,39]. Исследования на стерильных животных показывают корреляцию между отсутствием бактериальной стимуляции у этих животных и толщиной их слизистых слоев, которая значительно уменьшена. Это говорит о том, что присутствие микрофлоры необходимо для правильного функционирования кишечного барьера [40–43]. Более тонкие слои слизи способствуют проникновению бактерий, которые могут вызвать воспаление и воспалительные заболевания, такие как колит. Продукты комменсальных бактерий, такие как липополисахарид (LPS) и пептидогликан, могут влиять на восстановление слизистого слоя [41,43,44]. Между комменсальными бактериями и слоями слизи существует важная взаимосвязь, которая способствует поддержанию гомеостаза кишечника при условии, что они взаимодействуют сбалансированным образом [42].

Клетки кишечника секретируют антимикробные белки (AMPs), которые могут удалять патогены и способствовать колонизации комменсальными бактериями. Кроме того, производство некоторых AMP регулируется микробиотой и / или ее продуктами. Исследования A. muciniphilia показывают, что комменсалы регулируют выработку лектина с помощью RegIIIγ, который проявляет бактерицидную активность против грамположительных бактерий. Экспрессия этого пептида не только способствует выживанию бактерий за счет снижения конкуренции за ресурсы, но также подавляет рост патологических штаммов [45]. Введение пребиотиков или увеличение количества пробиотиков Lactobacilli и Bifidobacteria показали способность восстанавливать RegIIIγ и контролировать избыточный бактериальный рост [46]. Кроме того, RegIIIγ является AMP, который необходим для отделения комменсальных бактерий от кишечного эпителия [47]. Другой пример AMP, секреция которого зависит от бактерий, - это белок Ang4. Исследование клеток Панета на мышах показало, что его продукция индуцируется доминирующей микрофлорой кишечника, Bacteroides thetaiotaomicron [48]. Это показывает, что антимикробная активность Ang4 против микроорганизмов в просвете кишечника связана с присутствием комменсальных видов. Также было показано, что бактерии взаимодействуют с белком кишечной щелочной фосфатазы (IAP), который продуцируется в основном эпителиальными клетками кишечника [49,50]. По сравнению с контрольной мышью дикого типа, снижение микробиоты и изменение бактериального состава наблюдались у мышей с дефицитом IAP, в частности, подчеркивая снижение численности Lactobacillaceae [51,52]. Благодаря способности деактивировать LPS in vivo, IAP играет жизненно важную роль в предотвращении транслокации провоспалительных LPS [53,54]. Повышенная активность IAP может избирательно увеличивать количество LPS-ингибирующих бактерий, таких как Bifidobacterium, при одновременном уменьшении численности LPS-продуцирующих бактерий, таких как E. coli [55]. IAP увеличивает экспрессию белков TJs (ZO-1, ZO-2 и окклюдин) и, следовательно, усиливает барьерную функцию [56].

Есть несколько других примеров случаев, которые демонстрируют разнообразное влияние бактерий и их метаболитов на целостность кишечного барьера. Это особенно верно в случае определенных видов пробиотиков, включая, помимо прочего, Lactobacillus rhamnosus [57–59], Streptococcus thermophilus [60], Lactobacillus reuteri [61] и Bifidobacterium infantis. Более того, Bacterioides thetaiotaomicron стимулирует экспрессию небольшого богатого пролином белка 2A (SPRR2A), который отвечает за стабилизацию десмосом в эпителиальных ворсинках [62]. Различные штаммы кишечной палочки по-разному влияют на барьер. А именно, пробиотический штамм E. coli Nissle 1917 стимулирует продукцию TJ-белка ZO-2 [45,62], тогда как штамм E. coli C25 увеличивает проницаемость [63].

Значительные изменения соотношения комменсалов и патогенных штаммов или рост новых бактериальных групп нарушают гомеостаз кишечника и могут способствовать патогенезу или прогрессированию многих заболеваний человека, включая ВЗК, аутоиммунные заболевания и метаболические нарушения [63]. Вышеупомянутые примеры демонстрируют, как состав микрофлоры значительно модулирует экспрессию белков плотных контактов, состояние слизи и выработку воспалительных цитокинов.

3. Кишечные инфекции и антибиотикотерапия.

Антибактериальная терапия - это распространенное лечение бактериальных инфекций в различных системах организма. Исследования показывают, что длительное или неправильное использование антибиотиков может способствовать дисбалансу количества и качества сложной экосистемы микробиоты [29,34,64,65]. Абсорбция антибиотиков в кишечнике зависит от нескольких факторов, включая свойства препарата, целостность кишечной мембраны и механизмы транспорта. Антибиотики, всасывающиеся в просвете кишечника, слабее действуют на микробиоту. Kim et al. показали, что пероральный метронидазол полностью всасывается в тонком кишечнике, не влияя на микробиоту кишечника [66]. Напротив, ванкомицин, который имеет низкую скорость всасывания в желудочно-кишечном тракте, достигает высоких уровней в кишечнике после перорального приема и может значительно влиять на сокращение грамположительной микробиоты, расширяя, таким образом, нишу для протеобактерий [34]. Кроме того, Palleja et al. показали, что гентамицин, меропенем и ванкомицин также увеличивают частоту встречаемости Enterobacteriaceae, одновременно снижая количество видов Bifidobacterium [67]. Согласно некоторым исследованиям, пролиферация Proteobacteria создает состояние дисбиоза и способствует повышенному риску эндогенных и экзогенных инфекций [68]. Рифаксимин модулирует секрецию провоспалительных цитокинов и из-за низкой пероральной биодоступности мало влияет на состав микробиоты кишечника [69]. Метаанализ 26 рандомизированных контролируемых исследований взрослых с избыточным бактериальным ростом в тонком кишечнике (SIBO, СИБР) показал высокий уровень эрадикации SIBO рифаксимином [70]. Механизм точности действия рифаксимина в этом случае, вероятно, многофакторный, и необходимы дополнительные исследования; но в США и Канаде рифаксимин показан взрослым, получающим терапию СРК [69]. Семейство Enterobacteriaceae, широко распространенное в кишечнике, также включает патогенные штаммы Escherichia coli или Klebsiella spp. Кроме того, нарушение кишечной микробиоты способствует развитию Salmonella enterica subsp. enteritidis и Clostridioides difficile [66,71]. Тем не менее, следует отметить, что чрезмерное использование антибиотиков также приводит к отбору устойчивых штаммов и индукции лекарственной устойчивости, что является решающим фактором в контексте условно-патогенных микроорганизмов, составляющих микробиоту кишечника [29,72].

Дисбиоз микробиома может вызвать высвобождение зонулина, что приводит к тому, что содержимое просвета кишечника проникает через эпителиальный барьер, высвобождая провоспалительные цитокины. Присутствие цитокинов вызывает массовый приток остатков пищи и микробных антигенов, что приводит к активации Т-клеток и вызывает устойчивое состояние повышенной проницаемости [73]. В результате взаимодействия микроорганизмов со стенкой кишечника может возникнуть нарушение целостности мембран и обильная водянистая или даже кровянистая диарея. Это происходит из-за ряда факторов вирулентности, которые размножаются бесконтрольно размножающимися микроорганизмами, или из-за действия токсинов, которые они вырабатывают. Нарушение целостности стенки кишечника, помимо отрицательного воздействия токсичных продуктов жизнедеятельности или непереваренной пищи, попадающей в кровоток, несет в себе риск дальнейшего патогенного вторжения в организм, что приводит к серьезным системным инфекциям. Инфекции с этиологией инвазивных и токсин-продуцирующих штаммов Escherichia coli, а также пролиферация токсин-продуцирующих представителей Clostridia, по-видимому, являются весьма отличительными в отношении нарушений целостности кишечной стенки.

Энтерогеморрагические кишечные палочки E. coli (VTEC / STEC / EHEC) - одни из самых опасных патогенов, которые являются этиологическим агентом геморрагического колита. Большинство инфекций вызывается серотипом O157H7 и возникает в результате выработки термостабильного цитолизин-веротоксина, принадлежащего к семейству токсинов Shiga. После активации MLCK-пути EHECs влияют на перераспределение TJs белков окклюдина и клаудина-3 и увеличивают экспрессию клаудина-2, не влияя на ZO-1 [74]. Они также вызывают снижение трансэпителиальной резистентности клеток Т84 [75]. Гемолитико-уремический синдром может быть результатом дальнейшего осложнения EHEC-инфекции, приводящего к неврологическим расстройствам [76]. Энтеропатогенная E. coli, хотя и неинвазивна, вызывает дефекты кишечного эпителия, влияя на ультраструктуру его клеток [77–79]. Благодаря интимину они покрывают ворсинки кишечника и проникают в клетки. ЕРЕСs индуцируют фосфорилирование MLCK и влияют на проницаемость кишечного барьера [80,81]. Многочисленные секретируемые белки, такие как EspF, EspG, Map и Tir, вызывают изменения белков TJs эпителия кишечника (окклюдин, клаудины, ZO-1/2). Кроме того, EPECs вызывает сокращение актин / миозинового кольца [82–84]. Факторами вирулентности токсигенных штаммов E. coli (ETEC), ответственных за развитие секреторной диареи, в основном являются термолабильные энтеротоксины. Они — LT-1 и LT-2 — содержат токсин A-3B, который антигенно подобен токсину Vibrio cholerae и термостабильному токсину STb, который в основном ассоциирован со штаммами, инфицирующими свиней, но также обнаружен в ETEC, изолированных от людей [85]. Через эндоцитоз токсин STb проникает в эпителиальные клетки, где он взаимодействует с белками TJs, а именно с окклюдином, клаудином-1 и ZO-1 [86]. STb вызывает неспецифическое порообразование в пузырьках щеточной каймы тощей кишки, а его присутствие в клетке приводит к увеличению Са²⁺ [85]. Приток Ca²⁺ активирует кальмодулин-зависимую протеинкиназу II, которая открывает кишечный ионный канал и может активировать белок киназы С и, следовательно, приводить к активации CFTR [87]. Энтероагрегативные штаммы E. coli (EAEC) стимулируют кишечник в основном за счет прилипающих клеточных агрегатов, а также продукции токсина EAST, который аналогичен термостабильному токсину ST штаммов ETEC. Курс воздействия на окклюдин, клаудин-1 и ZO-1 включает неспецифическое взаимодействие агрегативной адгезии фимбрии II (AAF/II), и его природа не совсем понятна [88]. В 2011 году в Германии зарегистрировано появление гибридного штамма O104: H4, содержащего токсин Shiga из штамма EHEC, который вызвал более 4300 случаев диареи, 50 из которых закончились смертельным исходом [89]. Исследование Ellis et al. показали, что изоляты серотипа ST40 стимулировали секрецию IL-8 на более высоких уровнях, чем штаммы EAEC ST31 [90]. Инвазивные штаммы E. coli проникают в эпителий кишечника и размножаются внутриклеточно. AIEC, которые обладают сильной адгезивной способностью (фимбрии типа I), стимулируют секрецию медиаторов воспаления и являются одной из причин воспаления тонкой кишки при дисбиозе, связанном с болезнью Крона. В основном они принадлежат к серогруппам O6 и O22 [91]. EIECs, хотя и не продуцируют токсины, филогенетически сходны с Shigella и отчетливо колонизируют толстый кишечник, где система зонулина не функционирует [92,93].

Clostridioides difficile, грамположительная анаэробная спорообразующая палочка, может быть компонентом микробиома кишечника, но, что более важно, она является этиологическим агентом псевдомембранозного колита и постантибиотической диареи [29,94]. Токсины C. difficile представляют собой глюкозилтрансферазы, которые инактивируют Rho-семейство GTPases [95]. Энтеротоксин А (кодируемый геном TcdA) проявляет хемотаксическую активность в отношении многоядерных нейтрофилов, что приводит к инфильтрации стенки подвздошной кишки лейкоцитами, высвобождению цитокинов и образованию геморрагического некроза. Увеличение количества медиаторов воспаления вызывает гипертонию и диарею с водянистой кровью. Цитотоксин B (кодируемый геном TcdB) повреждает эпителиальный цитоскелет кишечника за счет моногликозилирования белков, участвующих в полимеризации актиновых филаментов. Nusrat et al. показали, что увеличение парацеллюлярной проницаемости связано с дезорганизацией апикального и базального F-актина, сопровождающейся диссоциацией окклюдина, ZO-1 и ZO-2 из латеральной мембраны TJs, не влияя на E-кадгерин. Кроме того, они наблюдали снижение ассоциации актина с белком ZO-1 цитоплазматической бляшки TJs [94]. Важно отметить, что некоторые штаммы C.difficile продуцируют цитолетальный первазивный токсин (CDT) со структурой AB2, роль которого в патогенезе CDI (инфекции Clostridioides difficile) остается неустановленной и требует дальнейшего изучения. С другой стороны, Clostridium perfringens, хотя и ассоциируется в основном с газовой гангреной, может быть не менее опасным возбудителем постантибиотической диареи. Все штаммы продуцируют фосфолипазу C, цитолизин, который среди прочего приводит к деградации эндотелиальных клеток. Однако энтеротоксин теплового шока типа А, высвобождаемый из клеток во время образования спор в подвздошной и толстой кишке C. perfringens, отвечает за желудочно-кишечные инфекции и действует как суперантиген. Стимулируя секрецию цитокинов, он повреждает эпителий кишечника и увеличивает его проницаемость [96,97]. Токсин CPE связывается с клаудином-4 и приводит к его разрушению [98]. Цитотоксин β2 (CPB2) имеет точное сродство к эпителию подвздошной кишки и предположительно может усугублять симптомы длительной постантибиотической диареи. Было показано, что CPB2 повреждает эпителиальные клетки, взаимодействуя с энтеротоксинами других бактерий и увеличивая их поглощение [99]. Важность кишечного барьера стоит упомянуть в контексте продолжающейся глобальной пандемии, вызванной SARS-CoV-2 (COVID-19). Все большее количество исследовательских работ показывает, как инфекции, вызываемые этим вирусом, закрепляются в пищеварительной системе и как они влияют на работу желудочно-кишечного тракта [100,101]. Assimakopoulos et al. показали, что пневмония SARS-CoV-2 связана с увеличением концентрации эндотоксинов и ZO-1 в сыворотке крови, что указывает на нарушение функции кишечного барьера. Кроме того, была обнаружена положительная корреляция между уровнем эндотоксина и концентрацией CRP и ферритина [102]. Более того, Prasad et al. представили связь между COVID-19 и нарушениями микробиоты, а также плотностью кишечного барьера. Компоненты аномальной микробиоты в крови были обнаружены почти у 65% пациентов. В исследовании было отмечено преобладание грамотрицательных микроорганизмов, что также объясняет обнаруженный повышенный уровень LPS в сыворотке крови по сравнению с контрольной группой здоровых лиц [103].

Основным рецептором вируса SARS-CoV-2 является ангиотензинпревращающий фермент 2 (ACE2), который также играет важную роль в регулировании транспорта аминокислот в кишечнике, экспрессии антимикробных пептидов и в предотвращении дисбиоза кишечника [104]. ACE2 может также влиять на кишечный барьер, изменяя приток кальция [105]. Также предполагалось, что вирус SARS-CoV-2 сам по себе может увеличивать кишечную проницаемость, повреждая эпителиальный барьер и энтероциты [106].

Существуют исследования, в которых была создана модель кишечной инфекции на чипе, чтобы моделировать колоректальные характеристики при заражении SARS-CoV-2. Инокуляция вируса вызвала нарушения целостности клеток кишечника и секреции слизи и вызвала морфологическое повреждение эндотелия сосудов. Модель продемонстрировала индукцию следующих цитокинов: TNF, интерлейкинов, хемокинов и колониестимулирующих факторов как в кишечных, так и в эндотелиальных клетках [107]. Важной особенностью исследования было то, что концентрация некоторых цитокинов, таких как TNF, IL-6, CXCL10, CCL5 и CSF3, была значительно повышена, что соответствует клиническим результатам пациентов с тяжелой формой COVID-19 [108,109].

Когортные исследования 100 пациентов с подтвержденной инфекцией SARS-CoV-2 изучали состав микробиома в кале с концентрацией воспалительных маркеров в плазме. Результаты показали, что состав кишечного микробиома существенно изменился. Вирусная инфекция стала заметной благодаря удалению бактерий с иммуномодулирующим потенциалом, таких как Faecalibacterium prausnitzii, Eubacterium rectale и некоторых видов Bifidobacterium. Эти изменения преобладали в течение месяца после начала инфекции. Корреляция этих изменений была представлена вместе с увеличением концентрации воспалительных маркеров, таких как С-реактивный белок, лактатдегидрогеназа, аспартатаминотрансфераза и гамма-глутамилтрансфераза [110]. Поэтому некоторые авторы считают, что пробиотическая терапия, трансплантация кишечной флоры или пробиотическая фитотерапия могут поддерживать терапию COVID-19 и предотвращать вторичные бактериальные инфекции [100, 104, 111].

4. Зонулин

Примечание: Список заболеваний, в которых замешан зонулин можно просмотреть самостоятельно в таблице 1 из статьи под названием: "Зонулин, регулятор функций эпителиального и эндотелиального барьеров, и его участие в хронических воспалительных заболеваниях".

Зонулин — это белок, синтезируемый в клетках кишечника и печени, который обратимо регулирует кишечную проницаемость. Зонулин модулирует проницаемость плотных контактов между клетками стенки пищеварительного тракта.

Период прорыва в понимании роли кишечной проницаемости для здоровья и болезней был отмечен открытием зонулина, который является первым человеческим белком, проявляющим регулирующую активность TJs-соединений. Предположительно, зонулин активирует рецептор эпидермального фактора роста (EGFR) через рецептор 2, активируемый протеиназой (PAR2), что приводит к фосфорилированию белков TJs и перестройке актиновых филаментов с последующим подавлением белков TJs, что, следовательно, увеличивает проницаемость кишечника [112]. Программы исследований показали, что зонулин влияет на взаимодействие между бактериями и хозяином. Повышенная секреция этого белка была обнаружена после воздействия как патогенных, так и непатогенных штаммов бактерий [113]. При исследовании проницаемости тонкого кишечника у разных видов животных, подвергшихся воздействию различных видов бактерий, было отмечено случайное увеличение межклеточной проницаемости кишечника с отключением белка ZO-1 от TJs [114]. Предполагается, что активация зонулинового пути может быть защитным механизмом, который предотвращает адгезию и колонизацию патогенных бактерий в тонком кишечнике. В этом случае модуляция проницаемости кишечника путем активации зонулинового пути может быть дополнением к неспецифической реакции организма на поддержание гомеостаза кишечника. По этой причине уровень зонулина не всегда может быть переведен в патологическое клиническое состояние. Другой стимул, который, как доказано, способствует секреции зонулина, - это глютен [115]. Глиадин, который присутствует в глютене, запускает реакцию высвобождения зонулина рецептором CXCR3, активируемым путем соединения с MyD88, с последующим увеличением проницаемости кишечника [116,117], предполагая, что глютен неверно интерпретируется путем зонулина как потенциально вредный компонент микрофлоры.

Стратегии изменения барьерной функции кишечника посредством отрицательной регуляции зонулина предполагают потенциальное терапевтическое применение для лечения целиакии. Ингибитор зонулина ларазотида ацетат дает положительные результаты при лечении целиакии, но все еще требует обширных исследований в большой клинической группе [118]. В дополнение к традиционным методам лечения некоторые пищевые соединения, включая молозиво крупного рогатого скота [119], яблочный пектин [120] и витамины A и D [121], модулируют эпителиальный барьер, снижая уровни зонулина в сыворотке.

Исследования на трансгенных мышах с конститутивной активацией киназы легкой цепи миозина и внутриклеточного медиатора распада TJs показали повышенную кишечную проницаемость, но без признаков заболевания [122]. Точно так же мыши без JAM-A, который является ключевым структурным компонентом TJs или тяжелой цепи мышечного миозина IIA (NMIIA), демонстрируют повышенную кишечную проницаемость с сохранением эпителиальной структуры и только легкий колит [123,124]. Наконец, трансгенные мыши, постоянно продуцирующие высокие уровни зонулина, демонстрировали повышенную кишечную проницаемость, но без патологических изменений. Более того, трансгенные мыши JAM-A^−/− и NMIIA^−/− (т.е. с дефицитом JAM-A и NMIIA) показали повышенную восприимчивость к химически индуцированному колиту [73,123,125]. Коллективные данные предполагают, что кишечная проницаемость может способствовать заболеванию при условии, что сосуществуют дополнительные генетические или микробные факторы. Помимо целиакии, повышенная кишечная проницаемость сообщается в случае других аутоиммунных заболеваний, включая диабет 1 типа [125], красную волчанку [126] и анкилозирующий спондилит [127], что еще раз подчеркивает важность парацеллюлярного пути в патогенез аутоиммунных заболеваний. Исследования, показывающие, что зонулин сверхэкспрессируется во время острой фазы некоторых хронических воспалительных заболеваний (ХВЗ), и что блокирование его производства предотвращает начало аутоиммунного ответа, предполагают, что зонулин вносит вклад в патогенез этих состояний, подчеркивая ранее не описанные парадигмы в патомеханизм и варианты лечения иммуноопосредованных заболеваний. Кроме того, можно сделать вывод, что презентация антигена в макрофагах человека регулируется зонулином, что связано с измененными профилями цитокинов и сдвигом иммунной толерантности к аутоиммунитету [128]. Отрицательная регуляция пути зонулина представляет собой фокус для потенциальных терапевтических мер, направленных на лечение хронических аутоиммунных заболеваний.

Зонулин и бактериальные инфекции

Основными катализаторами высвобождения зонулина, которые были идентифицированы на сегодняшний день, являются бактерии и глиадин, в то время как многие кишечные патогены способны продуцировать энтеротоксины, которые влияют на плотные кишечные соединения хозяина [73]. El Asmar et al. показали, что микроорганизмы без гена zot и не секретирующие Zot, включая комменсальную кишечную палочку E. coli, лабораторную E. coli, вирулентную E. coli и сальмонеллу тифимуриум (Salmonella typhimurium), вызывают высвобождение зонулина из клеток стенки кишечника млекопитающих [113]. После высвобождения зонулина кишечник подопытных животных показал повышенную проницаемость и реорганизацию белкового комплекса плотного соединения в виде отслоения ZO-1. Вдобавок к этому Li et al. также обнаружили, что воздействие Pseudomonas fluorescens на клетки Caco-2 увеличивает экспрессию зонулина [129].

Дисфункция кишечного барьера является решающим фактором патогенеза и прогрессирования сепсиса. В экспериментальной модели Yoseph et al. продемонстрировали, что экспрессия белков плотных контактов изменяется во время сепсиса [130]. Напротив, Klaus et al. обнаружили, что уровни зонулина в сыворотке крови были повышены у пациентов с сепсисом [131]. Было высказано предположение, что зонулин может быть ключевым фактором послеоперационного сепсиса. Исследование Liu et al. показали, что использование пробиотической терапии в послеоперационном периоде снижает риск сепсиса и коррелирует со снижением уровней зонулина в сыворотке крови. Лечение пробиотиками также способствует сохранению барьера печени, защищая его от метастазов у ​​пациентов, перенесших операцию по поводу рака толстой кишки [132]. Эти данные предполагают, что повышенный уровень зонулина, высвобождаемого из энтероцитов, приводит к миграции бактерий через эпителий, что может спровоцировать прогрессирование сепсиса. С другой стороны, однако, исследования El Asmar и Fasano постулируют, что секреция воды в просвет кишечника из-за вызванного зонулином открытия плотных соединений является независимым механизмом защиты хозяина. Принцип, лежащий в основе этого явления, заключается в том, что оно приводит к вымыванию микроорганизмов из кишечника в соответствии с градиентом гидростатического давления [92,113,133].

Зонулин и пробиотики

Пробиотики - это живые микроорганизмы, которые при введении в соответствующих количествах и пропорциях приносят пользу для здоровья, из которых [134] наиболее известные организмы включают Bifidobacterium и Lactobacillus [135]. Пробиотики, принимаемые вместе с пребиотиками, которые являются питательными веществами для пробиотических бактерий, называются синбиотиками. Пробиотики несут множество преимуществ для здоровья, которые проявляются в увеличении полезного состава кишечной микрофлоры, уменьшении адгезии патогенов, нормализации проницаемости кишечного эпителия, содействии регулированию иммунного ответа и обеспечении надлежащего уровня метаболической энергии. Пробиотики обычно считаются безопасными и хорошо переносимыми. Доказано, что они полезны при борьбе с различными заболеваниями, такими как нарушения обмена веществ, воспалительные заболевания кишечника и рак толстой кишки [136–138]. Многие исследования показали, что пробиотики благотворно влияют на уровень зонулина в сыворотке, который является показателем кишечной проницаемости. В этой сфере проводится довольно много отчетов, но их результаты пока неубедительны. Был проведен метаанализ, отобравший девять исследований влияния приема пробиотиков (и синбиотиков) на уровни зонулина в сыворотке. Результаты показывают, что пробиотики / синбиотики оказывают значительное влияние на снижение зонулина в сыворотке по сравнению с группами плацебо. Следует отметить значительную неоднородность выбранных исследований. Когда анализ проводился отдельно для пробиотика и симбиотика, у испытуемых, получавших исключительно пробиотики, наблюдалось значительное снижение зонулина [139].

Воспаление, ожирение и микрофлора кишечника у пациентов с колоректальным раком позволяют оценить взаимосвязь между этими аспектами. Было показано, что состояние ожирения, присутствующее у этих пациентов, связано с изменениями в составе и функциональных возможностях кишечной микробиоты. Она характеризуется более условно-патогенными микроорганизмами (такими как Prevotella, Fusobacterium nucleatum, Enterobacteriaceae и Escherichia coli). Соответственно, мы обнаружили, что уровни зонулина в плазме были значительно выше у пациентов с ожирением по сравнению с контрольными группами пациентов с раком кишечника без ожирения, а также со здоровыми пациентами. Повышенные уровни зонулина были связаны с обилием Prevotella в кишечной микробиоте пациентов с ожирением [140]. Prevotella содержит ферменты, важные для разложения муцина, которые могут нарушать барьер слизистой оболочки толстой кишки и нарушать барьерную функцию кишечника [141]. Хотя состав микробиоты кишечника и связанные с ней метаболические функции коррелировали с уровнями зонулина и кальпротектина, исследование не смогло определить четкую причину этого явления или его соответствующие последствия для здоровья [140].

Нарушение целостности кишечного барьера было исследовано с точки зрения того, как оно может предрасполагать к метаболическим нарушениям во время беременности. Были зарегистрированы изменения уровней зонулина в сыворотке как маркера кишечной проницаемости, а также активности LPS во время беременности. Другие взаимозависимости, подвергшиеся исследованию, включали влияние приема пробиотиков (Bifidobacterium animalis ssp. Lactis 420 и Lactobacillus rhamnosus HN001) и / или добавок длинноцепочечных полиненасыщенных жирных кислот (LC-PUFA) на снижение уровней зонулина в сыворотке и активность LPS. У беременных с ожирением по мере прогрессирования беременности была продемонстрирована корреляция между увеличением кишечной проницаемости, что также отражалось на активности LPS. В то же время не было показано, что добавление пробиотиков и / или LC-PUFA существенно влияет на уровни зонулина в сыворотке или активность LPS [142].

Группа пациентов с язвенным колитом в стадии ремиссии была изучена на предмет влияния многовидовых пробиотиков на проницаемость кишечного барьера. Во время исследования не было выявлено значительных групповых или временных эффектов на проницаемость кишечника, измеренных с помощью теста всасывания сахара, а также концентраций зонулина в сыворотке и кале. Аналогичным образом воспалительные маркеры C-реактивного белка (CRP), кальпротектина и цитокинов IFN, TNFα, IL-6 и IL-10 существенно не изменились. Экскреция сахарозы с мочой достоверно коррелировала с сывороточным зонулином и фекальным кальпротектином. Зонулин в фекалиях достоверно не коррелировал с другими маркерами. Авторы делают вывод, что сывороточный зонулин может быть более значимым маркером кишечной проницаемости, чем фекальный зонулин, из-за его корреляции с другими показателями кишечной проницаемости. Пациенты с язвенным колитом в стадии ремиссии не показали лечебного эффекта или изменения кишечной проницаемости при приеме пробиотиков. Это не должно препятствовать дальнейшим исследованиям, поскольку эффекты могут присутствовать во время активной фазы заболевания или при обострении заболевания [143].

Исследования эффектов приема Bifidobacterium animalis ssp. lactis 420 без и с присутствием клетчатки показали, что уровни зонулина в крови, по-видимому, последовательно снижались на протяжении всего исследования в этих группах по сравнению с группами, принимавшими плацебо или только клетчатку. Кроме того, наблюдалось уменьшение жира в брюшной полости и hsCRP [144]. Напротив, у пациентов с мигренью после приема пробиотиков не наблюдалось существенного влияния на уровень зонулина [145]. Двухнедельный прием синбиотических добавок не изменял проницаемость кишечника у здоровых людей [146]. Вариабельность результатов также может быть обусловлена продолжительностью исследования и состоянием здоровья исследуемой группы.

5. Выводы

Плотные соединения (TJs) между энтероцитами, состоящие из белковых комплексов, играют важную роль в контроле проницаемости кишечной стенки. Правильно функционирующие TJs и иммунная система контролируют поток пищи, а также бактериальные антигены и токсические вещества в межклеточное пространство кишечника (lamina propria). В то же время правильный качественный и количественный состав микробиоты желудочно-кишечного тракта играет важную роль в поддержании этого баланса. Дисбиоз, вызванный употреблением обработанных пищевых продуктов, злоупотреблением некоторыми лекарствами (включая антибиотики, ингибиторы протонной помпы, нестероидные противовоспалительные препараты) или недостатком питательных веществ, может привести к воспалению, что приводит к повышенной проницаемости кишечного барьера. Это приводит к перегрузке слизистой оболочки кишечника антигенами, усилению воспаления, нарушению всасывания и перемещению молекул к другим отдаленным органам, таким как печень.

Открытие белка зонулина, который является человеческим эквивалентом токсина Zot, продуцируемого холерным вибрионом, внесло важный вклад в выяснение связи между нарушением проницаемости кишечного барьера и патомеханизмом заболевания. Многочисленные исследования указывают на изменения секреции зонулина, вызванные присутствием микроорганизмов. Было замечено, что сдвиг в балансе состава кишечной микробиоты в сторону условно-патогенных микроорганизмов приводит к увеличению уровней зонулина в сыворотке. Исследования влияния пробиотических микроорганизмов на уровни зонулина дали неоднозначные результаты, но похоже, что одновременный прием Bifidobacterium sp. в сочетании с пребиотиком в некоторых случаях может иметь положительный эффект на снижение уровней зонулина.

Роль зонулина в поддержании герметичности кишечного барьера неоднократно демонстрировалась в исследованиях. Он определяет селективность кишечного барьера, который участвует в контроле молекул, которые проникают в кровоток или задерживаются на поверхности кишечника. Повышенные уровни зонулина указывают на признаки разрушения этого барьера, а также на потерю контроля над прохождением частиц из просвета кишечника в кровоток. Оценка уровней зонулина в сыворотке, по-видимому, является хорошим маркером для оценки кишечной проницаемости. Многочисленные публикации также демонстрируют влияние присутствия патогенных микроорганизмов и / или дисбиоза на нарушения проницаемости кишечной стенки. Тем не менее, взаимосвязь между микробными взаимодействиями и уровнями зонулина требует дальнейших исследований для определения точной взаимосвязи между этими двумя факторами.

Дополнительная информация:

• Проницаемость кишечного барьера при аллергических заболеваниях
• Кишечный барьер, кишечная проницаемость, неспецифическое воспаление и их роль в формировании функциональных заболеваний желудочно-кишечного тракта (в конце страницы)

Тематическая информация:

• Воздействие микробиоты на иммунитет слизистой оболочки кишечника
• Дисбиотическое нарушение кишечной проницаемости
• Микробиом, проницаемость кишечника и тканевые бактерии
• Слизистый слой кишечника, микробиом и воспалительные заболевания кишечника
• Дырявый кишечник: влияние пищевых волокон и жиров на микробиом и кишечный барьер
• Чрезмерное потребление фруктозы ведет к НАЖБП через повышение проницаемости кишечника
• Влияние пробиотических штаммов на активность заболевания и проницаемость кишечника при псориатическом артрите
• Микробиота кишечника и хроническое системное воспаление низкой степени
• Пробиотики, проницаемость кишечника и активность псориатического артрита

Литература

1. Caviglia, G.P.; Rosso, C.; Ribaldone, D.G.; Dughera, F.; Fagoonee, S.; Astegiano, M.; Pellicano, R. Physiopathology of intestinal barrier and the role of zonulin. Minerva Biotecnol. 2019, 31, 83–92. https://doi.org/10.23736/S1120-4826.19.02554-0.
2. Marchiando, A.M.; Graham, W.V.; Turner, J.R. Epithelial Barriers in Homeostasis and Disease. Annu. Rev. Pathol. 2010, 5, 119– 144. https://doi.org/10.1146/annurev.pathol.4.110807.092135.
3. Camilleri, M.; Madsen, K.; Spiller, R.; Meerveld, B.G.V.A.N.; Verne, G.N. Intestinal barrier function in health and gastrointestinal disease. Neurogastroenterol. Motil. 2012, 24, 503. https://doi.org/10.1111/J.1365-2982.2012.01921.X.
4. Odenwald, M.A.; Turner, J.R. Intestinal permeability defects: Is it time to treat? Clin. Gastroenterol. Hepatol. 2013, 11, 1075. https://doi.org/10.1016/J.CGH.2013.07.001.
5. Turner, J.R. Intestinal mucosal barrier function in health and disease. Nat. Rev. Immunol. 2009, 9, 799–809. https://doi.org/10.1038/nri2653.
6. Keita, Å.V.; Söderholm, J.D. The intestinal barrier and its regulation by neuroimmune factors. Neurogastroenterol. Motil. 2010, 22, 718–733. https://doi.org/10.1111/J.1365-2982.2010.01498.X.
7. Buckley, A.; Turner, J.R. Cell Biology of Tight Junction Barrier Regulation and Mucosal Disease. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2018, 10, a029314. https://doi.org/10.1101/CSHPERSPECT.A029314.
8. Van der Flier, L.G.; Clevers, H. Stem Cells, Self-Renewal, and Differentiation in the Intestinal Epithelium. Annu. Rev. Physiol. 2009, 71, 241–260. https://doi.org/10.1146/annurev.physiol.010908.163145.
9. Suzuki, T. Regulation of intestinal epithelial permeability by tight junctions. Cell. Mol. Life Sci. 2012, 70, 631–659. https://doi.org/10.1007/S00018-012-1070-X.
10. Heyman, M.; Abed, J.; Lebreton, C.; Cerf-Bensussan, N. Intestinal permeability in coeliac disease: Insight into mechanisms and relevance to pathogenesis. Gut 2012, 61, 1355–1364. https://doi.org/10.1136/GUTJNL-2011-300327.
11. Raleigh, D.R.; Boe, D.M.; Yu, D.; Weber, C.R.; Marchiando, A.M.; Bradford, E.M.; Wang, Y.; Wu, L.; Schneeberger, E.E.; Shen, L.; et al. Occludin S408 phosphorylation regulates tight junction protein interactions and barrier function. J. Cell Biol. 2011, 193, 565. https://doi.org/10.1083/JCB.201010065.
12. Shen, L.; Weber, C.R.; Raleigh, D.R.; Yu, D.; Turner, J.R. Tight Junction Pore and Leak Pathways: A Dynamic Duo. Annu. Rev. Physiol. 2011, 73, 283. https://doi.org/10.1146/ANNUREV-PHYSIOL-012110-142150.
13. Van Itallie, C.M.; Fanning, A.S.; Bridges, A.; Anderson, J.M. ZO-1 Stabilizes the Tight Junction Solute Barrier through Coupling to the Perijunctional Cytoskeleton. Mol. Biol. Cell 2009, 20, 3930. https://doi.org/10.1091/MBC.E09-04-0320.
14. Bischoff, S.C.; Barbara, G.; Buurman, W.; Ockhuizen, T.; Schulzke, J.-D.; Serino, M.; Tilg, H.; Watson, A.; Wells, J.M. Intestinal permeability—A new target for disease prevention and therapy. BMC Gastroenterol. 2014, 14, 189. https://doi.org/10.1186/S12876-014-0189-7.
15. Van Spaendonk, H.; Ceuleers, H.; Witters, L.; Patteet, E.; Joossens, J.; Augustyns, K.; Lambeir, A.-M.; De Meester, I.; Man, J.G. De; Winter, B.Y. De Regulation of intestinal permeability: The role of proteases. World J. Gastroenterol. 2017, 23, 2106. https://doi.org/10.3748/WJG.V23.I12.2106.
16. Graziani, C.; Talocco, C.; De Sire, R.; Petito, V.; Lopetuso, L.R.; Gervasoni, J.; Persichilli, S.; Franceschi, F.; Ojetti, V.; Gasbarrini, A.; et al. Intestinal permeability in physiological and pathological conditions: Major determinants and assessment modalities. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 2019, 23, 795–810. https://doi.org/10.26355/EURREV_201901_16894.
17. Zeissig, S.; Bürgel, N.; Günzel, D.; Richter, J.; Mankertz, J.; Wahnschaffe, U.; Kroesen, A.J.; Zeitz, M.; Fromm, M.; Schulzke, J. Changes in expression and distribution of claudin 2, 5 and 8 lead to discontinuous tight junctions and barrier dysfunction in active Crohn’s disease. Gut 2007, 56, 61. https://doi.org/10.1136/GUT.2006.094375.
18. Prasad, S.; Mingrino, R.; Kaukinen, K.; Hayes, K.L.; Powell, R.M.; MacDonald, T.T.; Collins, J.E. Inflammatory processes have differential effects on claudins 2, 3 and 4 in colonic epithelial cells. Lab. Investig. 2005, 85, 1139–1162. https://doi.org/10.1038/la- binvest.3700316.
19. Heller, F.; Florian, P.; Bojarski, C.; Richter, J.; Christ, M.; Hillenbrand, B.; Mankertz, J.; Gitter, A.H.; Bürgel, N.; Fromm, M.; et al. Interleukin-13 Is the Key Effector Th2 Cytokine in Ulcerative Colitis That Affects Epithelial Tight Junctions, Apoptosis, and Cell Restitution. Gastroenterology 2005, 129, 550–564. https://doi.org/10.1053/J.GASTRO.2005.05.002.
20. Suzuki, T.; Yoshinaga, N.; Tanabe, S. Interleukin-6 (IL-6) Regulates Claudin-2 Expression and Tight Junction Permeability in Intestinal Epithelium. J. Biol. Chem. 2011, 286, 31263–31271. https://doi.org/10.1074/JBC.M111.238147.
21. Brose, N.; Rosenmund, C. Move over protein kinase C, you’ve got company: Alternative cellular effectors of diacylglycerol and phorbol esters. J. Cell Sci. 2002, 115, 4399–4411. https://doi.org/10.1242/JCS.00122.
22. Nakashima, S. Protein Kinase Cα (PKCα): Regulation and Biological Function. J. Biochem. 2002, 132, 669–675. https://doi.org/10.1093/OXFORDJOURNALS.JBCHEM.A003272.
23. Pelaseyed, T.; Bergström, J.H.; Gustafsson, J.K.; Ermund, A.; Birchenough, G.M.H.; Schütte, A.; van der Post, S.; Svensson, F.; Rodríguez-Piñeiro, A.M.; Nyström, E.E.L.; et al. The mucus and mucins of the goblet cells and enterocytes provide the first defense line of the gastrointestinal tract and interact with the immune system. Immunol. Rev. 2014, 260, 8. https://doi.org/10.1111/IMR.12182.
24. Velcich, A.; Yang, W.; Heyer, J.; Fragale, A.; Nicholas, C.; Viani, S.; Kucherlapati, R.; Lipkin, M.; Yang, K.; Augenlicht, L. Colorectal Cancer in Mice Genetically Deficient in the Mucin Muc2. Science 2002, 295, 1726–1729. https://doi.org/10.1126/SCI- ENCE.1069094.
25. Van der Sluis, M.; De Koning, B.A.E.; De Bruijn, A.C.J.M.; Velcich, A.; Meijerink, J.P.P.; Van Goudoever, J.B.; Büller, H.A.; Dekker, J.; Seuningen, I. Van; Renes, I.B.; et al. Muc2-Deficient Mice Spontaneously Develop Colitis, Indicating That MUC2 Is Crit- ical for Colonic Protection. Gastroenterology 2006, 131, 117–129. https://doi.org/10.1053/J.GASTRO.2006.04.020.
26. Johansson, M.E.V.; Hansson, G.C. Immunological aspects of intestinal mucus and mucins. Nat. Rev. Immunol. 2016, 16, 639–649. https://doi.org/10.1038/nri.2016.88.
27. Quigley, E.M.M. Leaky gut-concept or clinical entity? Curr. Opin. Gastroenterol. 2016, 32, 74–79. https://doi.org/10.1097/MOG.0000000000000243.
28. Cai, R.; Cheng, C.; Chen, J.; Xu, X.; Ding, C.; Gu, B. Interactions of commensal and pathogenic microorganisms with the mucus layer in the colon. Gut Microbes 2020, 11, 680–690. https://doi.org/10.1080/19490976.2020.1735606.
29. Zhang, S.; Chen, D.-C. Facing a new challenge: The adverse effects of antibiotics on gut microbiota and host immunity. Chin. Med. J. 2019, 132, 1135. https://doi.org/10.1097/CM9.0000000000000245.
30. Ley, R.E.; Peterson, D.A.; Gordon, J.I. Ecological and Evolutionary Forces Shaping Microbial Diversity in the Human Intestine. Cell 2006, 124, 837–848. https://doi.org/10.1016/J.CELL.2006.02.017.
31. Rinninella, E.; Raoul, P.; Cintoni, M.; Franceschi, F.; Miggiano, G.A.D.; Gasbarrini, A.; Mele, M.C. What is the Healthy Gut Microbiota Composition? A Changing Ecosystem across Age, Environment, Diet, and Diseases. Microorganisms 2019, 7, 14. https://doi.org/10.3390/MICROORGANISMS7010014.
32. Vieira-Silva, S.; Falony, G.; Darzi, Y.; Lima-Mendez, G.; Garcia Yunta, R.; Okuda, S.; Vandeputte, D.; Valles-Colomer, M.; Hildebrand, F.; Chaffron, S.; et al. Species–function relationships shape ecological properties of the human gut microbiome. Nat. Microbiol. 2016, 1, 1–8. https://doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.88.
33. Arumugam, M.; Raes, J.; Pelletier, E.; Le Paslier, D.; Yamada, T.; Mende, D.R.; Fernandes, G.R.; Tap, J.; Bruls, T.; Batto, J.-M.; et al. Enterotypes of the human gut microbiome. Nature 2011, 473, 174–180. https://doi.org/10.1038/nature09944.
34. Shah, T.; Baloch, Z.; Shah, Z.; Cui, X.; Xia, X. The Intestinal Microbiota: Impacts of Antibiotics Therapy, Colonization Resistance, and Diseases. Int. J. Mol. Sci. 2021, 22, 6597. https://doi.org/10.3390/IJMS22126597.
35. Faith, J.J.; Guruge, J.L.; Charbonneau, M.; Subramanian, S.; Seedorf, H.; Goodman, A.L.; Clemente, J.C.; Knight, R.; Heath, A.C.; Leibel, R.L.; et al. The Long-Term Stability of the Human Gut Microbiota. Science 2013, 341. https://doi.org/10.1126/SCI- ENCE.1237439.
36. Peng, L.; Li, Z.-R.; Green, R.S.; Holzman, I.R.; Lin, J. Butyrate Enhances the Intestinal Barrier by Facilitating Tight Junction Assembly via Activation of AMP-Activated Protein Kinase in Caco-2 Cell Monolayers. J. Nutr. 2009, 139, 1619. https://doi.org/10.3945/JN.109.104638.
37. Garcia-Gutierrez, E.; Mayer, M.J.; Cotter, P.D.; Narbad, A. Gut microbiota as a source of novel antimicrobials. Gut Microbes 2019, 10, 1. https://doi.org/10.1080/19490976.2018.1455790.
38. Sorg, J.A.; Sonenshein, A.L. Bile Salts and Glycine as Cogerminants for Clostridium difficile Spores. J. Bacteriol. 2008, 190, 2505. https://doi.org/10.1128/JB.01765-07.
39. Lozupone, C.A.; Stombaugh, J.I.; Gordon, J.I.; Jansson, J.K.; Knight, R. Diversity, stability and resilience of the human gut microbiota. Nature 2012, 489, 220. https://doi.org/10.1038/NATURE11550.
40. Desai, M.S.; Seekatz, A.M.; Koropatkin, N.M.; Kamada, N.; Hickey, C.A.; Wolter, M.; Pudlo, N.A.; Kitamoto, S.; Terrapon, N.; Muller, A.; et al. A dietary fiber-deprived gut microbiota degrades the colonic mucus barrier and enhances pathogen susceptibility. Cell 2016, 167, 1339. https://doi.org/10.1016/J.CELL.2016.10.043.
41. Johansson, M.E.V.; Jakobsson, H.E.; Holmén-Larsson, J.; Schütte, A.; Ermund, A.; Rodríguez-Piñeiro, A.M.; Arike, L.; Wising, C.; Svensson, F.; Bäckhed, F.; et al. Normalization of host intestinal mucus layers requires long-term microbial colonization. Cell Host Microbe 2015, 18, 582. https://doi.org/10.1016/J.CHOM.2015.10.007.
42. Wrzosek, L.; Miquel, S.; Noordine, M.-L.; Bouet, S.; Chevalier-Curt, M.J.; Robert, V.; Philippe, C.; Bridonneau, C.; Cherbuy, C.; Robbe-Masselot, C.; et al. Bacteroides thetaiotaomicron and Faecalibacterium prausnitzii influence the production of mucus glycans and the development of goblet cells in the colonic epithelium of a gnotobiotic model rodent. BMC Biol. 2013, 11, 61. https://doi.org/10.1186/1741-7007-11-61.
43. Petersson, J.; Schreiber, O.; Hansson, G.C.; Gendler, S.J.; Velcich, A.; Lundberg, J.O.; Roos, S.; Holm, L.; Phillipson, M. Importance and regulation of the colonic mucus barrier in a mouse model of colitis. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2011, 300, G327. https://doi.org/10.1152/AJPGI.00422.2010.
44. Johansson, M.E.V.; Gustafsson, J.K.; Sjöberg, K.E.; Petersson, J.; Holm, L.; Sjövall, H.; Hansson, G.C. Bacteria Penetrate the Inner Mucus Layer before Inflammation in the Dextran Sulfate Colitis Model. PLoS ONE 2010, 5, e12238. https://doi.org/10.1371/JOURNAL.PONE.0012238.
45. Everard, A.; Belzer, C.; Geurts, L.; Ouwerkerk, J.P.; Druart, C.; Bindels, L.B.; Guiot, Y.; Derrien, M.; Muccioli, G.G.; Delzenne, N.M.; et al. Cross-talk between Akkermansia muciniphila and intestinal epithelium controls diet-induced obesity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2013, 110, 9066–9071. https://doi.org/10.1073/PNAS.1219451110.
46. Yan, A.W.; Fouts, D.E.; Brandl, J.; Starkel, P.; Torralba, M.; Schott, E.; Tsukamoto, H.; Nelson, K.E.; Brenner, D.A.; Schnabl, B. Enteric Dysbiosis Associated with a Mouse Model of Alcoholic Liver Disease. Hepatology 2011, 53, 96. https://doi.org/10.1002/HEP.24018.
47. Vaishnava, S.; Yamamoto, M.; Severson, K.M.; Ruhn, K.A.; Yu, X.; Koren, O.; Ley, R.; Wakeland, E.K.; Hooper, L.V. The anti- bacterial lectin RegIIIγ promotes the spatial segregation of microbiota and host in the intestine. Science 2011, 334, 255. https://doi.org/10.1126/SCIENCE.1209791.
48. Hooper, L.V.; Stappenbeck, T.S.; Hong, C.V.; Gordon, J.I. Angiogenins: A new class of microbicidal proteins involved in innate immunity. Nat. Immunol. 2003, 4, 269–273. https://doi.org/10.1038/ni888.
49. Eliakim, R.; Mahmood, A.; Alpers, D.H. Rat intestinal alkaline phosphatase secretion into lumen and serum is coordinately regulated. Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Res. 1991, 1091, 1–8. https://doi.org/10.1016/0167-4889(91)90213-H.
50. Nakano, T.; Inoue, I.; Alpers, D.H.; Akiba, Y.; Katayama, S.; Shinozaki, R.; Kaunitz, J.D.; Ohshima, S.; Akita, M.; Takahashi, S.; et al. Role of lysophosphatidylcholine in brush-border intestinal alkaline phosphatase release and restoration. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2009, 297, G207. https://doi.org/10.1152/AJPGI.90590.2008.
51. Malo, M.S.; Alam, S.N.; Mostafa, G.; Zeller, S.J.; Johnson, P.V.; Mohammad, N.; Chen, K.T.; Moss, A.K.; Ramasamy, S.; Faruqui, A.; et al. Intestinal alkaline phosphatase preserves the normal homeostasis of gut microbiota. Gut 2010, 59, 1476–1484. https://doi.org/10.1136/GUT.2010.211706.
52. Manichanh, C.; Rigottier-Gois, L.; Bonnaud, E.; Gloux, K.; Pelletier, E.; Frangeul, L.; Nalin, R.; Jarrin, C.; Chardon, P.; Marteau, P.; et al. Reduced diversity of faecal microbiota in Crohn’s disease revealed by a metagenomic approach. Gut 2006, 55, 205. https://doi.org/10.1136/GUT.2005.073817.
53. Bates, J.M.; Akerlund, J.; Mittge, E.; Guillemin, K. Intestinal Alkaline Phosphatase Detoxifies Lipopolysaccharide and Prevents Inflammation in Response to the Gut Microbiota. Cell Host Microbe 2007, 2, 371. https://doi.org/10.1016/J.CHOM.2007.10.010.
54. Yang, Y.; Millán, J.L.; Mecsas, J.; Guillemin, K. Intestinal Alkaline Phosphatase Deficiency Leads to Lipopolysaccharide Desensitization and Faster Weight Gain. Infect. Immun. 2015, 83, 247. https://doi.org/10.1128/IAI.02520-14.
55. Kaliannan, K.; Wang, B.; Li, X.-Y.; Kim, K.-J.; Kang, J.X. A host-microbiome interaction mediates the opposing effects of omega- 6 and omega-3 fatty acids on metabolic endotoxemia. Sci. Rep. 2015, 5, 1–17. https://doi.org/10.1038/srep11276.
56. Liu, W.; Hu, D.; Huo, H.; Zhang, W.; Adiliaghdam, F.; Morrison, S.; Ramirez, J.M.; Gul, S.S.; Hamarneh, S.R.; Hodin, R.A. Intestinal Alkaline Phosphatase Regulates Tight Junction Protein Levels. J. Am. Coll. Surg. 2016, 222, 1009. https://doi.org/10.1016/J.JAMCOLLSURG.2015.12.006.
57. Donato, K.A.; Gareau, M.G.; Wang, Y.J.J.; Sherman, P.M. Lactobacillus rhamnosus GG attenuates interferon-γ and tumour ne- crosis factor-α-induced barrier dysfunction and pro-inflammatory signalling. Microbiology 2010, 156, 3288–3297. https://doi.org/10.1099/MIC.0.040139-0.
58. Johnson-Henry, K.C.; Donato, K.A.; Shen-Tu, G.; Gordanpour, M.; Sherman, P.M. Lactobacillus rhamnosus strain GG prevents enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7-induced changes in epithelial barrier function. Infect. Immun. 2008, 76, 1340–1348. https://doi.org/10.1128/IAI.00778-07.
59. Miyauchi, E.; Morita, H.; Tanabe, S. Lactobacillus rhamnosus alleviates intestinal barrier dysfunction in part by increasing expression of zonula occludens-1 and myosin light-chain kinase in vivo. J. Dairy Sci. 2009, 92, 2400–2408. https://doi.org/10.3168/JDS.2008-1698.
60. Resta-Lenert, S.; Barrett, K.E. Live probiotics protect intestinal epithelial cells from the effects of infection with enteroinvasive Escherichia coli (EIEC). Gut 2003, 52, 988–997. https://doi.org/10.1136/GUT.52.7.988.
61. Ewaschuk, J.B.; Diaz, H.; Meddings, L.; Diederichs, B.; Dmytrash, A.; Backer, J.; Langen, M.L.; Madsen, K.L. Secreted bioactive factors from Bifidobacterium infantis enhance epithelial cell barrier function. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2008, 295, 1025–1034. https://doi.org/10.1152/AJPGI.90227.2008.
62. Jandhyala, S.M.; Talukdar, R.; Subramanyam, C.; Vuyyuru, H.; Sasikala, M.; Reddy, D.N. Role of the normal gut microbiota. World J. Gastroenterol. 2015, 21, 8787–8803. https://doi.org/10.3748/WJG.V21.I29.8787.
63. Schroeder, B.O. Fight them or feed them: How the intestinal mucus layer manages the gut microbiota. Gastroenterol. Rep. 2019, 7, 3–12. https://doi.org/10.1093/GASTRO/GOY052.
64. Willing, B.P.; Russell, S.L.; Finlay, B.B. Shifting the balance: Antibiotic effects on host–microbiota mutualism. Nat. Rev. Microbiol. 2011, 9, 233–243. https://doi.org/10.1038/nrmicro2536.
65. Becattini, S.; Taur, Y.; Pamer, E.G. Antibiotic-Induced Changes in the Intestinal Microbiota and Disease. Trends Mol. Med. 2016, 22, 458. https://doi.org/10.1016/J.MOLMED.2016.04.003.
66. Kim, S.; Covington, A.; Pamer, E.G. The intestinal microbiota: Antibiotics, colonization resistance, and enteric pathogens. Im- munol. Rev. 2017, 279, 90. https://doi.org/10.1111/IMR.12563.
67. Palleja, A.; Mikkelsen, K.H.; Forslund, S.K.; Kashani, A.; Allin, K.H.; Nielsen, T.; Hansen, T.H.; Liang, S.; Feng, Q.; Zhang, C.; et al. Recovery of gut microbiota of healthy adults following antibiotic exposure. Nat. Microbiol. 2018, 3, 1255–1265. https://doi.org/10.1038/s41564-018-0257-9.
68. Shin, N.-R.; Whon, T.W.; Bae, J.-W. Proteobacteria: Microbial signature of dysbiosis in gut microbiota. Trends Biotechnol. 2015, 33, 496–503. https://doi.org/10.1016/J.TIBTECH.2015.06.011.
69. Chey, W.D.; Shah, E.D.; DuPont, H.L. Mechanism of action and therapeutic benefit of rifaximin in patients with irritable bowel syndrome: A narrative review. Therap. Adv. Gastroenterol. 2020, 13. https://doi.org/10.1177/1756284819897531.
70. Gatta, L.; Scarpignato, C. Systematic review with meta-analysis: Rifaximin is effective and safe for the treatment of small intestine bacterial overgrowth. Aliment. Pharmacol. Ther. 2017, 45, 604–616. https://doi.org/10.1111/APT.13928.
71. Berkell, M.; Mysara, M.; Xavier, B.B.; Van Werkhoven, C.H.; Monsieurs, P.; Lammens, C.; Ducher, A.; Vehreschild, M.J.; Goossens, H.; De Gunzburg, J.; et al. Microbiota-based markers predictive of development of Clostridioides difficile infection. Nat. Commun. 2021, 12, 2241. https://doi.org/10.1038/s41467-021-22302-0.
72. Kintses, B.; Méhi, O.; Ari, E.; Számel, M.; Györkei, Á.; Jangir, P.K.; Nagy, I.; Pál, F.; Fekete, G.; Tengölics, R.; et al. Phylogenetic barriers to horizontal transfer of antimicrobial peptide resistance genes in the human gut microbiota. Nat. Microbiol. 2019, 4, 447. https://doi.org/10.1038/S41564-018-0313-5.
73. Sturgeon, C.; Fasano, A. Zonulin, a regulator of epithelial and endothelial barrier functions, and its involvement in chronic inflammatory diseases. Tissue Barriers 2016, 4, e1251384. https://doi.org/10.1080/21688370.2016.1251384.
74. Roxas, J.L.; Koutsouris, A.; Bellmeyer, A.; Tesfay, S.; Royan, S.; Falzari, K.; Harris, A.; Cheng, H.; Rhee, K.-J.; Hecht, G. Enterohemorrhagic E. coli alters murine intestinal epithelial tight junction protein expression and barrier function in Shiga toxin inde- pendent manner. Lab. Investig. 2010, 90, 1152. https://doi.org/10.1038/LABINVEST.2010.91.
75. Philpott, D.J.; McKay, D.M.; Mak, W.; Perdue, M.H.; Sherman, P.M. Signal Transduction Pathways Involved in Enterohemorrhagic Escherichia coli-Induced Alterations in T84 Epithelial Permeability. Infect. Immun. 1998, 66, 1680. https://doi.org/10.1128/IAI.66.4.1680-1687.1998.
76. Foster, D.B. Modulation of the enterohemorrhagic E. coli virulence program through the human gastrointestinal tract. Virulence 2013, 4, 315. https://doi.org/10.4161/VIRU.24318.
77. Hazen, T.H.; Donnenberg, M.S.; Panchalingam, S.; Antonio, M.; Hossain, A.; Mandomando, I.; Ochieng, J.B.; Ramamurthy, T.; Tamboura, B.; Qureshi, S.; et al. Genomic diversity of EPEC associated with clinical presentations of differing severity. Nat. Microbiol. 2016, 1, 15014. https://doi.org/10.1038/NMICROBIOL.2015.14.
78. Gomes, T.A.T.; Elias, W.P.; Scaletsky, I.C.A.; Guth, B.E.C.; Rodrigues, J.F.; Piazza, R.M.F.; Ferreira, L.C.S.; Martinez, M.B. Diarrheagenic Escherichia coli. Braz. J. Microbiol. 2016, 47, 3. https://doi.org/10.1016/J.BJM.2016.10.015.
79. Croxen, M.A.; Law, R.J.; Scholz, R.; Keeney, K.M.; Wlodarska, M.; Finlay, B.B. Recent Advances in Understanding Enteric Path- ogenic Escherichia coli. Clin. Microbiol. Rev. 2013, 26, 822. https://doi.org/10.1128/CMR.00022-13.
80. Gannon, J.; Staunton, L.; O’Connell, K.; Doran, P.; Ohlendieck, K. Phosphoproteomic analysis of aged skeletal muscle. Int. J. Mol. Med. 2008, 22, 33–42.
81. Yuhan, R.; Koutsouris, A.; Hecht, G. Enteropathogenic Escherichia coli-induced myosin light chain phosphorylation alters intestinal epithelial permeability. Gastroenterology 1997, 113, 1873–1882. https://doi.org/10.1016/S0016-5085(97)70006-4.
82. Simonovic, I.; Rosenberg, J.; Koutsouris, A.; Hecht, G. Enteropathogenic Escherichia coli dephosphorylates and dissociates occludin from intestinal epithelial tight junctions. Cell. Microbiol. 2000, 2, 305–315. https://doi.org/10.1046/J.1462-5822.2000.00055.X.
83. Dean, P.; Kenny, B. The effector repertoire of enteropathogenic E. coli: Ganging up on the host cell. Curr. Opin. Microbiol. 2009, 12, 101. https://doi.org/10.1016/J.MIB.2008.11.006.
84. Zhang, Q.; Li, Q.; Wang, C.; Liu, X.; Li, N.; Li, J. Enteropathogenic Escherichia coli changes distribution of occludin and ZO-1 in tight junction membrane microdomains in vivo. Microb. Pathog. 2010, 48, 28–34. https://doi.org/10.1016/J.MICPATH.2009.10.002.
85. Dubreuil, J.D. STb and AIDA-I: The missing link? Crit. Rev. Microbiol. 2010, 36, 212–220. https://doi.org/10.3109/10408411003720191.
86. Mukiza, C.N.; Dubreuil, J.D. Escherichia coli Heat-Stable Toxin b Impairs Intestinal Epithelial Barrier Function by Altering Tight Junction Proteins. Infect. Immun. 2013, 81, 2819. https://doi.org/10.1128/IAI.00455-13.
87. Turner, S.M.; Scott-Tucker, A.; Cooper, L.M.; Henderson, I.R. Weapons of mass destruction: Virulence factors of the global killer Enterotoxigenic Escherichia coli. FEMS Microbiol. Lett. 2006, 263, 10–20. https://doi.org/10.1111/J.1574-6968.2006.00401.X.
88. Strauman, M.C.; Harper, J.M.; Harrington, S.M.; Boll, E.J.; Nataro, J.P. Enteroaggregative Escherichia coli Disrupts Epithelial Cell Tight Junctions. Infect. Immun. 2010, 78, 4958. https://doi.org/10.1128/IAI.00580-10.
89. Bielaszewska, M.; Mellmann, A.; Zhang, W.; Köck, R.; Fruth, A.; Bauwens, A.; Peters, G.; Karch, H. Characterisation of the Escherichia coli strain associated with an outbreak of haemolytic uraemic syndrome in Germany, 2011: A microbiological study. Lancet Infect. Dis. 2011, 11, 671–676. https://doi.org/10.1016/S1473-3099(11)70165-7.
90. Ellis, S.J.; Crossman, L.C.; McGrath, C.J.; Chattaway, M.A.; Hölken, J.M.; Brett, B.; Bundy, L.; Kay, G.L.; Wain, J.; Schüller, S. Identification and characterisation of enteroaggregative Escherichia coli subtypes associated with human disease. Sci. Rep. 2020, 10, 1–12. https://doi.org/10.1038/s41598-020-64424-3.
91. Abdelhalim, K.A.; Uzel, A.; Ünal, N.G. The role of major virulence factors and pathogenicity of adherent-invasive Escherichia coli in patients with Crohn’s disease. Przegla̜d Gastroenterol. 2020, 15, 279. https://doi.org/10.5114/PG.2020.93235.
92. Fasano, A.; Uzzau, S.; Fiore, C.; Margaretten, K. The enterotoxic effect of zonula occludens toxin on rabbit small intestine involves the paracellular pathway. Gastroenterology 1997, 112, 839–846. https://doi.org/10.1053/GAST.1997.V112.PM9041245.
93. Bando, S.Y.; Moreno, A.C.; Albuquerque, J.A.; Amhaz, J.M.; Moreira-Filho, C.A.; Martinez, M.B. Expression of bacterial viru- lence factors and cytokines during in vitro macrophage infection by enteroinvasive Escherichia coli and Shigella flexneri: A comparative study. Mem. Inst. Oswaldo Cruz 2010, 105, 786–791. https://doi.org/10.1590/S0074-02762010000600009.
94. Nusrat, A.; von Eichel-Streiber, C.; Turner, J.R.; Verkade, P.; Madara, J.L.; Parkos, C.A. Clostridium difficile Toxins Disrupt Epithelial Barrier Function by Altering Membrane Microdomain Localization of Tight Junction Proteins. Infect. Immun. 2001, 69, 1329. https://doi.org/10.1128/IAI.69.3.1329-1336.2001.
95. Ciesla, W.P.; Bobak, D.A. Clostridium difficile Toxins A and B Are Cation-dependent UDP-glucose Hydrolases with Differing Catalytic Activities. J. Biol. Chem. 1998, 273, 16021–16026. https://doi.org/10.1074/JBC.273.26.16021.
96. Nava, P.; Vidal, J.E. The CpAL system regulates changes of the trans-epithelial resistance of human enterocytes during Clostridium perfringens type C infection. Anaerobe 2016, 39, 143–149. https://doi.org/10.1016/J.ANAEROBE.2016.04.002.
97. Seike, S.; Takehara, M.; Takagishi, T.; Miyamoto, K.; Kobayashi, K.; Nagahama, M. Delta-toxin from Clostridium perfringens perturbs intestinal epithelial barrier function in Caco-2 cell monolayers. Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 2018, 1860, 428–433. https://doi.org/10.1016/J.BBAMEM.2017.10.003.
98. Eichner, M.; Augustin, C.; Fromm, A.; Piontek, A.; Walther, W.; Bücker, R.; Fromm, M.; Krause, G.; Schulzke, J.-D.; Günzel, D.; et al. In Colon Epithelia, Clostridium perfringens Enterotoxin Causes Focal Leaks by Targeting Claudins Which are Apically Accessible Due to Tight Junction Derangement. J. Infect. Dis. 2018, 217, 147–157. https://doi.org/10.1093/INFDIS/JIX485.
99. El-sify, A. A review on Clostridium perfringens toxins with special reference to Beta 2 toxin. J. Curr. Vet. Res. 2015, 9, 85–100. https://doi.org/10.21608/JCVR.2015.37191.
100. Sharma, L.; Riva, A. Intestinal Barrier Function in Health and Disease—Any Role of SARS-CoV-2? Microorganisms 2020, 8, 1744. https://doi.org/10.3390/MICROORGANISMS8111744.
101. Jin, X.; Lian, J.-S.; Hu, J.-H.; Gao, J.; Zheng, L.; Zhang, Y.-M.; Hao, S.-R.; Jia, H.-Y.; Cai, H.; Zhang, X.-L.; et al. Epidemiological, clinical and virological characteristics of 74 cases of coronavirus-infected disease 2019 (COVID-19) with gastrointestinal symptoms. Gut 2020, 69, 1002. https://doi.org/10.1136/GUTJNL-2020-320926.
102. Assimakopoulos, S.F.; Mastronikolis, S.; Lastic, A.-L.D.E.; Aretha, D.; Papageorgiou, D.; Chalkidi, T.; Oikonomou, I.; Triantos, C.; Mouzaki, A.; Marangos, M. Intestinal Barrier Biomarker ZO1 and Endotoxin Are Increased in Blood of Patients with COVID-19-associated Pneumonia. In Vivo 2021, 35, 2483. https://doi.org/10.21873/INVIVO.12528.
103. Prasad, R.; Patton, M.J.; Floyd, J.L.; Vieira, C.P.; Fortmann, S.; DuPont, M.; Harbour, A.; Jeremy, C.S.; Wright, J.; Lamendella, R.; et al. Plasma microbiome in COVID-19 subjects: An indicator of gut barrier defects and dysbiosis. bioRxiv 2021. https://doi.org/10.1101/2021.04.06.438634.
104. Chen, Z.; Lv, Y.; Xu, H.; Deng, L. Herbal Medicine, Gut Microbiota, and COVID-19. Front. Pharmacol. 2021, 12. https://doi.org/10.3389/FPHAR.2021.646560.
105. Yu, W.; Ou, X.; Liu, X.; Zhang, S.; Gao, X.; Cheng, H.; Zhu, B.; Yan, J. ACE2 contributes to the maintenance of mouse epithelial barrier function. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2020, 533, 1276. https://doi.org/10.1016/J.BBRC.2020.10.002.
106. Uzzan, M.; Corcos, O.; Martin, J.C.; Treton, X.; Bouhnik, Y. Why is SARS-CoV-2 infection more severe in obese men? The gut lymphatics—Lung axis hypothesis. Med. Hypotheses 2020, 144, 110023. https://doi.org/10.1016/J.MEHY.2020.110023.
107. Guo, Y.; Luo, R.; Wang, Y.; Deng, P.; Song, T.; Zhang, M.; Wang, P.; Zhang, X.; Cui, K.; Tao, T.; et al. SARS-CoV-2 induced intestinal responses with a biomimetic human gut-on-chip. Sci. Bull. 2021, 66, 783. https://doi.org/10.1016/J.SCIB.2020.11.015.
108. Coperchini, F.; Chiovato, L.; Croce, L.; Magri, F.; Rotondi, M. The cytokine storm in COVID-19: An overview of the involvement of the chemokine/chemokine-receptor system. Cytokine Growth Factor Rev. 2020, 53, 25. https://doi.org/10.1016/J.CY- TOGFR.2020.05.003.
109. Huang, C.; Wang, Y.; Li, X.; Ren, L.; Zhao, J.; Hu, Y.; Zhang, L.; Fan, G.; Xu, J.; Gu, X.; et al. Clinical features of patients infected with 2019 novel coronavirus in Wuhan, China. Lancet 2020, 395, 497. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30183-5.
110. Yeoh, Y.K.; Zuo, T.; Lui, G.C.-Y.; Zhang, F.; Liu, Q.; Li, A.Y.; Chung, A.C.; Cheung, C.P.; Tso, E.Y.; Fung, K.S.; et al. Original research: Gut microbiota composition reflects disease severity and dysfunctional immune responses in patients with COVID- 19. Gut 2021, 70, 698. https://doi.org/10.1136/GUTJNL-2020-323020.
111. Yang, M.; Yang, Y.; He, Q.; Zhu, P.; Liu, M.; Xu, J.; Zhao, M. Intestinal Microbiota—A Promising Target for Antiviral Therapy? Front. Immunol. 2021, 12, 1771. https://doi.org/10.3389/FIMMU.2021.676232.
112. Fasano, A. Intestinal Permeability and Its Regulation by Zonulin: Diagnostic and Therapeutic Implications. Clin. Gastroenterol. Hepatol. 2012, 10, 1096–1100. https://doi.org/10.1016/J.CGH.2012.08.012.
113. El Asmar, R.; Panigrahi, P.; Bamford, P.; Berti, I.; Not, T.; Coppa, G.V.; Catassi, C.; Fasano, A. Host-dependent zonulin secretion causes the impairment of the small intestine barrier function after bacterial exposure. Gastroenterology 2002, 123, 1607–1615. https://doi.org/10.1053/GAST.2002.36578.
114. Valitutti, F.; Fasano, A. Breaking Down Barriers: How Understanding Celiac Disease Pathogenesis Informed the Development of Novel Treatments. Dig. Dis. Sci. 2019, 64, 1748. https://doi.org/10.1007/S10620-019-05646-Y.
115. Drago, S.; El Asmar, R.; Di Pierro, M.; Clemente, M.G.; Sapone, A.T.A.; Thakar, M.; Iacono, G.; Carroccio, A.; D’Agate, C.; Not, T.; et al. Gliadin, zonulin and gut permeability: Effects on celiac and non-celiac intestinal mucosa and intestinal cell lines. Scand. J. Gastroenterol. 2009, 41, 408–419. https://doi.org/10.1080/00365520500235334.
116. Clemente, M.G.; De Virgiliis, S.; Kang, J.S.; Macatagney, R.; Musu, M.P.; Di Pierro, M.R.; Drago, S.; Congia, M.; Fasano, A. Early effects of gliadin on enterocyte intracellular signalling involved in intestinal barrier function. Gut 2003, 52, 218–223. https://doi.org/10.1136/GUT.52.2.218.
117. Lammers, K.M.; Lu, R.; Brownley, J.; Lu, B.; Gerard, C.; Thomas, K.; Rallabhandi, P.; Shea-Donohue, T.; Tamiz, A.; Alkan, S.; et al. Gliadin Induces an Increase in Intestinal Permeability and Zonulin Release by Binding to the Chemokine Receptor CXCR3. Gastroenterology 2008, 135, 194–204.e3. https://doi.org/10.1053/J.GASTRO.2008.03.023.
118. Khaleghi, S.; Ju, J.M.; Lamba, A.; Murray, J.A. The potential utility of tight junction regulation in celiac disease: Focus on larazo- tide acetate. Therap. Adv. Gastroenterol. 2016, 9, 37. https://doi.org/10.1177/1756283X15616576.
119. Hałasa, M.; Maciejewska, D.; Baśkiewicz-Hałasa, M.; Machaliński, B.; Safranow, K.; Stachowska, E. Oral Supplementation with Bovine Colostrum Decreases Intestinal Permeability and Stool Concentrations of Zonulin in Athletes. Nutrients 2017, 9, 370. https://doi.org/10.3390/NU9040370.
120. Jiang, T.; Gao, X.; Wu, C.; Tian, F.; Lei, Q.; Bi, J.; Xie, B.; Wang, H.Y.; Chen, S.; Wang, X. Apple-Derived Pectin Modulates Gut Microbiota, Improves Gut Barrier Function, and Attenuates Metabolic Endotoxemia in Rats with Diet-Induced Obesity. Nutri- ents 2016, 8, 126. https://doi.org/10.3390/NU8030126.
121. Xiao, L.; Cui, T.; Liu, S.; Chen, B.; Wang, Y.; Yang, T.; Li, T.; Chen, J. Vitamin A supplementation improves the intestinal mucosal barrier and facilitates the expression of tight junction proteins in rats with diarrhea. Nutrition 2019, 57, 97–108. https://doi.org/10.1016/J.NUT.2018.06.007.
122. Su, L.; Shen, L.; Clayburgh, D.R.; Nalle, S.C.; Sullivan, E.A.; Meddings, J.B.; Abraham, C.; Turner, J.R. Targeted Epithelial Tight Junction Dysfunction Causes Immune Activation and Contributes to Development of Experimental Colitis. Gastroenterology 2009, 136, 551–563. https://doi.org/10.1053/J.GASTRO.2008.10.081.
123. Laukoetter, M.G.; Nava, P.; Lee, W.Y.; Severson, E.A.; Capaldo, C.T.; Babbin, B.A.; Williams, I.R.; Koval, M.; Peatman, E.; Camp- bell, J.A.; et al. JAM-A regulates permeability and inflammation in the intestine in vivo. J. Exp. Med. 2007, 204, 3067–3076. https://doi.org/10.1084/JEM.20071416.
124. Naydenov, N.G.; Feygin, A.; Wang, D.; Kuemmerle, J.F.; Harris, G.; Conti, M.A.; Adelstein, R.S.; Ivanov, A.I. Nonmuscle Myosin IIA Regulates Intestinal Epithelial Barrier in vivo and Plays a Protective Role during Experimental Colitis. Sci. Rep. 2016, 6, 1– 13. https://doi.org/10.1038/srep24161.
125. Sapone, A.; de Magistris, L.; Pietzak, M.; Clemente, M.G.; Tripathi, A.; Cucca, F.; Lampis, R.; Kryszak, D.; Cartenì, M.; Generoso, M.; et al. Zonulin Upregulation Is Associated with Increased Gut Permeability in Subjects with Type 1 Diabetes and Their Relatives. Diabetes 2006, 55, 1443–1449. https://doi.org/10.2337/DB05-1593.
126. Pavón, E.J.; Muñoz, P.; Lario, A.; Longobardo, V.; Carrascal, M.; Abián, J.; Martin, A.B.; Arias, S.A.; Callejas-Rubio, J.-L.; Sola, R.; et al. Proteomic analysis of plasma from patients with systemic lupus erythematosus: Increased presence of haptoglobin α2 polypeptide chains over the α1 isoforms. Proteomics 2006, 6, S282–S292. https://doi.org/10.1002/PMIC.200500404.
127. Liu, J.; Zhu, P.; Peng, J.; Li, K.; Du, J.; Gu, J.; Ou, Y. Identification of disease-associated proteins by proteomic approach in ankylosing spondylitis. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007, 357, 531–536. https://doi.org/10.1016/J.BBRC.2007.03.179.
128. Watts, T.; Berti, I.; Sapone, A.; Gerarduzzi, T.; Not, T.; Zielke, R.; Fasano, A. Role of the intestinal tight junction modulator zonulin in the pathogenesis of type I diabetes in BB diabetic-prone rats. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2005, 102, 2916. https://doi.org/10.1073/PNAS.0500178102.
129. Li, C.; Gao, M.; Zhang, W.; Chen, C.; Zhou, F.; Hu, Z.; Zeng, C. Zonulin Regulates Intestinal Permeability and Facilitates Enteric Bacteria Permeation in Coronary Artery Disease. Sci. Rep. 2016, 6, 29142. https://doi.org/10.1038/SREP29142.
130. Yoseph, B.P.; Klingensmith, N.J.; Liang, Z.; Breed, E.R.; Burd, E.M.; Mittal, R.; Dominguez, J.A.; Petrie, B.; Ford, M.L.; Coopersmith, C.M. Mechanisms of intestinal barrier dysfunction in sepsis. Shock 2016, 46, 52. https://doi.org/10.1097/SHK.0000000000000565.
131. Klaus, D.A.; Motal, M.C.; Burger-Klepp, U.; Marschalek, C.; Schmidt, E.M.; Lebherz-Eichinger, D.; Krenn, C.G.; Roth, G.A. In- creased plasma zonulin in patients with sepsis. Biochem. Med. 2013, 23, 107. https://doi.org/10.11613/BM.2013.013.
132. Liu, Z.; Li, C.; Huang, M.; Tong, C.; Zhang, X.; Wang, L.; Peng, H.; Lan, P.; Zhang, P.; Huang, N.; et al. Positive regulatory effects of perioperative probiotic treatment on postoperative liver complications after colorectal liver metastases surgery: A double- center and double-blind randomized clinical trial. BMC Gastroenterol. 2015, 15, 34. https://doi.org/10.1186/S12876-015-0260-Z.
133. 1Fasano, A. Physiological, Pathological, and Therapeutic Implications of Zonulin-Mediated Intestinal Barrier Modulation: Liv- ing Life on the Edge of the Wall. Am. J. Pathol. 2008, 173, 1243. https://doi.org/10.2353/AJPATH.2008.080192.
134. Swanson, K.S.; Gibson, G.R.; Hutkins, R.; Reimer, R.A.; Reid, G.; Verbeke, K.; Scott, K.P.; Holscher, H.D.; Azad, M.B.; Delzenne, N.M.; et al. The International Scientific Association for Probiotics and Prebiotics (ISAPP) consensus statement on the definition and scope of synbiotics. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2020, 17, 687. https://doi.org/10.1038/S41575-020-0344-2.
135. Gomes, A.C.; Bueno, A.A.; de Souza, R.G.M.; Mota, J.F. Gut microbiota, probiotics and diabetes. Nutr. J. 2014, 13, 60. https://doi.org/10.1186/1475-2891-13-60.
136. Sáez-Lara, M.J.; Robles-Sanchez, C.; Ruiz-Ojeda, F.J.; Plaza-Diaz, J.; Gil, A. Effects of Probiotics and Synbiotics on Obesity, Insulin Resistance Syndrome, Type 2 Diabetes and Non-Alcoholic Fatty Liver Disease: A Review of Human Clinical Trials. Int. J. Mol. Sci. 2016, 17, 928. https://doi.org/10.3390/IJMS17060928.
137. Ali, R.A.R.; Zaharuddin, L.; Chan, S.-N.; Wong, Z.; Ngiu, C.S.; Mokhtar, N.M. Sa1838—The Clinical and Circulating Inflammatory Cytokines Effects of Probiotic Containing Lactobacillus and Bifidobacterium Strains in Patients with Colorectal Cancer: A Randomized Double Blind Controlled Trial. Gastroenterology 2018, 154, S-414. https://doi.org/10.1016/S0016-5085(18)31661-5.
138. Zaharuddin, L.; Mokhtar, N.M.; Nawawi, K.N.M.; Ali, R.A.R. A randomized double-blind placebo-controlled trial of probiotics in post-surgical colorectal cancer. BMC Gastroenterol. 2019, 19, 131. https://doi.org/10.1186/S12876-019-1047-4.
139. Ramezani Ahmadi, A.; Sadeghian, M.; Alipour, M.; Ahmadi Taheri, S.; Rahmani, S.; Abbasnezhad, A. The effects of probiotic/synbiotic on serum level of zonulin as a biomarker of intestinal permeability: A systematic review and meta-analysis. Iran. J. Public Health 2020, 49, 1222–1231.
140. Sánchez-Alcoholado, L.; Ordóñez, R.; Otero, A.; Plaza-Andrade, I.; Laborda-Illanes, A.; Medina, J.A.; Ramos-Molina, B.; Gómez- Millán, J.; Queipo-Ortuño, M.I. Gut Microbiota-Mediated Inflammation and Gut Permeability in Patients with Obesity and Colorectal Cancer. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 6782. https://doi.org/10.3390/IJMS21186782.
141. Su, T.; Liu, R.; Lee, A.; Long, Y.; Du, L.; Lai, S.; Chen, X.; Wang, L.; Si, J.; Owyang, C.; et al. Altered Intestinal Microbiota with Increased Abundance of Prevotella Is Associated with High Risk of Diarrhea-Predominant Irritable Bowel Syndrome. Gastro- enterol. Res. Pract. 2018, 2018, 6961783. https://doi.org/10.1155/2018/6961783.
142. Mokkala, K.; Pussinen, P.; Houttu, N.; Koivuniemi, E.; Vahlberg, T.; Laitinen, K. The impact of probiotics and n-3 long-chain polyunsaturated fatty acids on intestinal permeability in pregnancy: A randomised clinical trial. Benef. Microbes 2018, 9, 199– 208. https://doi.org/10.3920/BM2017.0072.
143. Wegh, C.A.M.; de Roos, N.M.; Hovenier, R.; Meijerink, J.; der Vaart, I.B.; van Hemert, S.; Witteman, B.J.M. Intestinal Permea- bility Measured by Urinary Sucrose Excretion Correlates with Serum Zonulin and Faecal Calprotectin Concentrations in UC Patients in Remission. J. Nutr. Metab. 2019, 2019, 2472754. https://doi.org/10.1155/2019/2472754.
144. Stenman, L.K.; Lehtinen, M.J.; Meland, N.; Christensen, J.E.; Yeung, N.; Saarinen, M.T.; Courtney, M.; Burcelin, R.; Lähdeaho, M.-L.; Linros, J.; et al. Probiotic with or Without Fiber Controls Body Fat Mass, Associated with Serum Zonulin, in Overweight and Obese Adults—Randomized Controlled Trial. EBioMedicine 2016, 13, 190. https://doi.org/10.1016/J.EBIOM.2016.10.036.
145. De Roos, N.M.; van Hemert, S.; Rovers, J.M.P.; Smits, M.G.; Witteman, B.J.M. The effects of a multispecies probiotic on migraine and markers of intestinal permeability–results of a randomized placebo-controlled study. Eur. J. Clin. Nutr. 2017, 71, 1455–1462. https://doi.org/10.1038/ejcn.2017.57.
146. Wilms, E.; Gerritsen, J.; Smidt, H.; der Vaart, I.B.; Rijkers, G.T.; Fuentes, A.R.G.; Masclee, A.A.M.; Troost, F.J. Effects of Supplementation of the Synbiotic Ecologic® 825/FOS P6 on Intestinal Barrier Function in Healthy Humans: A Randomized Controlled Trial. PLoS ONE 2016, 11, e0167775. https://doi.org/10.1371/JOURNAL.PONE.0167775.

Кишечный барьер, кишечная проницаемость, неспецифическое воспаление и их роль в формировании функциональных заболеваний желудочно-кишечного тракта

Основные положения. Слизисто-эпителиальный барьер ЖКТ включает в себя несколько компонентов: преэпителиальная защита — слой слизи, покрывающей эпителий; эпителиальная защита, к которой относится высокая регенерация эпителия и плотные межклеточные контакты; постэпителиальная защита — клетки иммунной системы и кровеносные сосуды. Состав кишечной микробиоты также может рассматриваться как часть слизисто-эпителиального барьера. У пациентов с функциональной диспепсией (ФД) и синдромом раздраженного кишечника (СРК) определяется ряд морфологических изменений. Так, у пациентов с ФД выявлено изменение экспрессии белков, образующих межэпителиальные контакты (клаудин-1, zonula occludens, окклюдин, Е-кадгерин, β-катенин и десмоглин-2), а у пациентов с СРК — повышенная экспрессия клаудина-2. Нарушение проницаемости приводит к развитию воспалительных изменений в кишечной стенке, в результате которых формируются висцеральная и центральная сенситизация, а также нарушение моторики кишечника, что, в свою очередь, приводит к развитию симптомов СРК и ФД.

Заключение: нарушение барьерной функции слизисто-эпителиального слоя ЖКТ может рассматриваться как один из патогенетических факторов развития ФД и СРК.

Функциональные заболевания желудочно-кишечного тракта (ЖКТ) развиваются вследствие взаимодействия между биологическими (нарушение кишечной проницаемости, изменение состава микробиоты), психологическими (эмоциональные нарушения) и социальными (психотравмирующие ситуации в детстве, дефицит социальной поддержки) факторами [1].

К наиболее часто встречающимся функциональным заболеваниям ЖКТ относятся синдром раздраженного кишечника (СРК) и функциональная диспепсия  (ФД)  [2]. Распространенность   СРК  в популяции колеблется от 10 до 25 % [3]. В России распространенность заболевания составляет 19 % [4]. Распространенность ФД, согласно данным литературы, колеблется от 11 до 29,2 % [5]. При этом у большинства пациентов (27–82,6 %) отмечается сочетание СРК и ФД [6, 7].

СРК определяется как функциональное заболевание ЖКТ, основным проявлением которого служит рецидивирующая боль в животе, возникающая по меньшей мере 1 раз в неделю, которая характеризуется следующими признаками (двумя или более): связана с дефекацией, сочетается с изменением ее частоты и/или формы кала. В зависимости от формы стула по Бристольской шкале стула [8] выделяют три основных варианта заболевания: с преобладанием диареи (СРК-Д), с преобладанием запоров (СРК-З) и смешанный (СРК-М). Четвертый вариант СРК — неклассифицируемый, диагностируемый в том случае, если жалобы пациента соответствуют критериям СРК, однако недостаточно данных для того, чтобы диагностировать один из перечисленных выше трех вариантов заболевания [9]. СРК значительно ухудшает качество жизни пациентов, кроме того, заболевание возлагает как на больных, так и на систему здравоохранения существенное материальное бремя [10].

ФД, согласно Римским критериям IV, определяется как комплекс следующих симптомов: боль  и чувство жжения в эпигастральной области, ощущение переполнения в эпигастрии после еды и раннего насыщения, причиняющие беспокойство пациенту [11]. Как и у пациентов, страдающих СРК, качество жизни больных с ФД существенно снижено, а затраты на обследование и лечение пациентов весьма существенны [12].

В настоящее время как этиология, так и патофизиология функциональных заболеваний ЖКТ изучены недостаточно. В качестве одного из предполагаемых звеньев патогенеза рассматривается нарушение строения и функции слизисто-эпителиального барьера ЖКТ, причиной которых служит полиморфизм генов, ответственных за синтез его различных компонентов, перенесенные острые кишечные инфекции, антибиотикотерапия, изменения в составе микробиоты, психоэмоциональный стресс и особенности рациона [13–17]. Нарушение проницаемости опосредованно приводит к развитию неспецифического воспаления в кишечной стенке, в результате которого развиваются висцеральная гиперчувствительность и нарушение моторики кишечника [18], обусловливающие, в свою очередь, развитие симптомов СРК и ФД.

Лучшее понимание роли нарушенной проницаемости и неспецифического воспаления необходимо для совершенствования методов лечения и поддержания ремиссии функциональных заболеваний,  в связи с чем необходимость дальнейшего изучения данных факторов актуальна.

Слизисто-эпителиальный барьер и проницаемость желудочно-кишечного тракта

Слизисто-эпителиальный барьер представляет собой функциональную единицу, отделяющую просвет кишки от внутренней среды организма. Его основная функция — регуляция проницаемости, которая является измеряемой способностью данного барьера [19]. За барьерную функцию отвечают формирующие его компоненты, образующие несколько послойных уровней: микробиота, слой слизи, эпителиальные клетки с межэпителиальными контактами, клетки иммунной системы и кровеносные сосуды [7].

Часть перечисленных выше компонентов, например слой слизи и комплекс, состоящий из эпителиальных клеток, скрепленных тремя видами контактов,— образуют физический барьер, механически препятствующий адгезии патогенных бактерий. Другая часть — антимикробные пептиды, цитокины, секреторный иммуноглобулин IgA, медиаторы воспаления — представляет собой химический барьер.

Первый уровень, преэпителиальный, представлен слоем слизи, в котором содержатся компоненты химического барьера: антимикробные пептиды, гликопротеины, секреторный иммуноглобулин IgA [20].

Расположенный под ним эпителиальный уровень состоит из эпителиальных клеток кишечника, плотно связанных многокомпонентным соединительным комплексом, состоящим из плотных контактов, адгезионных контактов и десмосом [21]. Плотные контакты расположены апикально и регулируют транспорт ионов, в том числе натрия,  калия и воды [22, 23]. Расположенные под ними адгезионные соединения и десмосомы обеспечивают плотное соединение между клетками и помогают поддерживать целостность барьера.

Самый глубокий слой — субэпителиальный, представлен собственной пластинкой слизистой оболочки. В собственной пластинке содержатся клетки иммунной системы (Т-лимфоциты, В-лимфоциты, тучные клетки), вовлеченные в иммунологические защитные механизмы организма [21].

В результате проведенных исследований были получены данные о повышении проницаемости слизисто-эпителиального барьера у пациентов с функциональными заболеваниями ЖКТ [24–28]. Однако остается не до конца ясным, за счет каких компонентов  нарушается  проницаемость и служит ли этот процесс причиной развития симптомов или является вторичным изменением при данном заболевании.

В данной публикации рассматривается состояние двух компонентов слизисто-эпителиального барьера: слизистого и эпителиального.

Преэпителиальный слой

Преэпителиальный барьер представлен слоем слизи — гелем, образованным гликозилированными белками, которые экскретируются бокаловидными клетками, расположенными на каемчатых ворсинках эпителиоцитов [29]. Слой слизи покрывает слизистую оболочку на всем протяжении ЖКТ, толщина слоя слизи зависит от его локализации — от минимальной толщины в желудке до максимальной в толстой кишке. Например, согласно данным C. Atuma et al., толщина слоя слизи в теле желудка у грызунов составляет в среднем 189 мкм, в подвздошной — 480 мкм, и в толстой кишке — до 830 мкм [30].

Структура слоя слизи также различается в зависимости от отделов ЖКТ — в  желудке  и  толстой кишке он представлен плотно прикрепленным  к поверхности эпителиоцитов внутренним и более рыхлым внешним слоем, в то время как в тонкой кишке определяется только один  плотный  слой  [31]. В толстой кишке на долю рыхлого внешнего слоя приходится более 80 % толщины [30].

Во всех отделах ЖКТ в слое слизи находятся как связанные с мембранами муцины — MUC1, MUC3, MUC4, MUC12, MUC13 и MUC17, так и гелеобразующие муцины — MUC2, MUC5AC, MUC5B и MUC6. Экспрессия муцинов отличается на протяжении ЖКТ. В составе желудочной слизи в наибольшем количестве представлен муцин MUC5AC [32], в то время как основным компонентом слизи в тонкой и толстой кишке является муцин MUC2. MUC5AC служит диффузионным барьером для соляной кислоты и пепсина [33], MUC2 обеспечивает транспорт питательных веществ и содержит сайты прикрепления для компонентов бактериальных клеток [34]. Причина разной экспрессии определенных  видов  муцинов в настоящий момент неизвестна. Преобладание MUC2 в составе кишечной слизи позволяет предположить, что выработка данного мукопротеина, содержащего большое количество участков связывания для комменсальных и патогенных бактерий, обусловлена его защитными свойствами, направленными на снижение адгезии бактерий к кишечному эпителию, и косвенно сопряжена с увеличением количества бактериальных клеток в толстой кишке [35, 36].

Слизь играет ключевую роль в удержании кишечных микробов на расстоянии от поверхности эпителиальных клеток, тем самым выполняя свою барьерную  функцию. Обладая слабой тропностью к поверхности эпителия, она постоянно продвигается с перистальтическими волнами в  дистальном направлении, по ходу смешиваясь с секретом клеток Панета, содержащими антибактериальные пептиды, в том числе бета-дефензин, лизоцим, гликопротеины. Вместе со слизью они образуют плотный слой, препятствующий проникновению бактериальных агентов [29]. Экскретируемая бокаловидными клетками слизь постоянно обновляется и под действием эндогенных протеаз в желудке и толстой кишке из плотно прикрепленного внутреннего слоя превращается в менее плотный наружный слой.

В норме внутренний слой кишечной слизи непроницаем или минимально проницаем для бактерий. Увеличение проницаемости данного слоя способствуют более легкому перемещению бактерий к эпителиальным клеткам. Подобные нарушения были выявлены при органических заболеваниях ЖКТ [34–40], но ранее не  оценивались у больных с функциональными заболеваниями. Тем не менее возможно, что нарушение  состава  и строения клеточной слизи, приводящее к повышению ее проницаемости, способствует достижению компонентами бактериальных клеток эпителиального слоя, это может служить одной из причин развития неспецифического воспаления [33].

Эпителиальный слой

Под слизистым слоем находится сплошной  слой клеток, представленных пятью различными видами: энтероцитами, бокаловидными клетками, энтероэндокринными клетками, клетками Панета и недифференцированными эпителиоцитами [41]. Вместе они образуют непрерывный монослой, отделяющий просвет кишки от собственной пластинки слизистой оболочки. Поскольку в норме клеточные мембраны непроницаемы для патогенов, их прохождение через эпителиальный барьер существенно ограничено. Транспорт молекул регулируется специфическим апикальным соединительным комплексом, который состоит из плотных контактов (tight junctions), адгезионных контактов и десмосом [42].

Плотные контакты образованы более чем 40 видами различных белков. Данные белки подразделяются на два вида: трансмембранные белки, к которым относятся клаудины, окклюдин, молекулы соединительной  адгезии  (JAMs) и  трицеллюлин; и белки периферических мембран (zonula occludens 1 и 2) [43, 44]. Плотные контакты представляют собой белковые комплексы, которые соединяют соседние эпителиальные клетки и играют ключевую роль в регуляции параклеточной проницаемости, придавая селективность потоку ионов, малых молекул и растворенных веществ между клетками [45]. Разные виды белков имеют избирательную селективность к определенным молекулам — так, CLDN-2 и CLDN-10b являются селективными для катионов, а CLDN-7, CLDN-10a, CLDN-13, CLDN-15, CLDN-16 и  CLDN-17  —  селективными для анионов [46]. Кроме того, CLDN-2 и CLDN-15 ответственны за транспорт воды [47]. В свою очередь, трицеллюлин обеспечивает транспорт макромолекул, а белок окклюдин регулирует целостность плотных контактов [48]. Белки плотных контактов могут повреждаться бактериальными и вирусными патогенами, в результате их воздействия происходит увеличение проницаемости эпителия и облегчение бактериальной транслокации [49].

Адгезионные контакты через внеклеточные области обеспечивают адгезию между соседними клетками и через внутриклеточные участки моделируют связи с цитоскелетом, обеспечивая комплексу плотное соединение. Адгезионные контакты представлены двумя основными семействами белков: катенинами (в большей степени Е-кадгерин) и нектинами.

Третий слой эпителиального уровня защиты состоит из десмосом — белков трех семейств, образующими межклеточные соединения, которые также механически связывают клетки между собой и стабилизируют архитектуру ткани [50]. Основной функцией как адгезионных контактов, так и десмосом является поддержание структурной целостности барьера.

У пациентов, страдающих функциональными заболеваниями ЖКТ, наиболее изучены изменения экспрессии белков плотных контактов. Так, у пациентов с ФД отмечается увеличение экспрессии клаудина-1 в слизистой оболочке двенадцатиперстной кишки [51], в то же время отмечается снижение экспрессии белков ZO-1 и окклюдина, а также белков адгезионных контактов Е-кадгерина и β-катенина, и десмоглина-2 — белка, образующего слой десмосом [52]. Клаудин-1, расположенный в наиболее поверхностном слое контактов, обладает барьерообразующими свойствами, и его повышение, сопровождающееся снижением уровня белков, участвующих в механическом формировании барьера, может являться компенсаторной реакцией на нарушение формирования каркаса на нижележащих уровнях [47].

У пациентов с СРК-Д было зафиксировано повышение экспрессии клаудина-2, обеспечивающего парацеллюлярный  транспорт  малых  молекул  и воды [53] в подвздошной кишке [45], сопряженное с повышением кишечной проницаемости, что было зафиксировано как уменьшение транс-эпителиального сопротивления [54].

Снижение экспрессии белков, составляющих эпителиальный уровень защиты, является значимым компонентом механизма, лежащего в основе дефектов эпителиальных соединений. Равновесие в экспрессии белков, формирующих соединительные структуры между эпителиоцитами, способствует правильной сборке и функционированию контактов, в то время как несбалансированная экспрессия приводит к нарушению функции соединения [55]. Нарушение функционирования межклеточных соединений, как и изменения описанного выше слоя слизи, приводит к повышению мигра- ции патогенных молекул из просвета в собственную пластинку, что в конечном счете вызывает развитие неспецифического воспаления.

Одним из доказательств данной теории может служить тот факт, что у пациентов в результате перенесенного острого гастроэнтерита с вероятностью до 32 % развивается  СРК, преимущественно с преобладанием диареи [14], причем риск развития заболевания после перенесенного бактериального гастроэнтерита выше, чем после вирусного [56].

Многие бактериальные штаммы выступают в качестве регуляторов проницаемости ЖКТ, и изменение их содержания может приводить к нарушению функции слизисто-эпителиального барьера [57]. Регуляция проницаемости обусловлена главным образом способностью бактериальных клеток к продукции КЦЖК, синтезу антимикробных пептидов и регуляции иммунного ответа [58].

Согласно результатам целого ряда исследований [59–61], определяется взаимосвязь между увеличением содержания патогенных и условно-патогенных бактерий в просвете кишки с активностью воспаления в слизистой оболочке. Например, инвазия Shigella spp. сопровождается увеличением количества тучных клеток в биоптатах и активацией интерлейкинов, а наличие в составе микробиоты патогенных штаммов Salmonella приводит к увеличению экспрессии Тh2-лимфоцитов в кишке, участвующих в иммунном ответе [62].

В целом состав кишечной микробиоты у пациентов, страдающих СРК, характеризуется уменьшением содержания бактериальных клеток, относящихся к типу Bacteroidetes, а также других типов бактерий, продуцирующих КЦЖК, которые обеспечивают адекватную проницаемость слизисто-эпителиального барьера за счет увеличения экспрессии белков плотных контактов и регуляции продукции Т-лимфоцитов и цитокинов [63]. Также при СРК определяется уменьшение количества бактерий рода Lactobacillus типа Firmicutes, продуцирующих бактериоцины, и представителей рода Bifidobacterium, относящихся к типу Actinobacteria, которые синтезируют органические кислоты, обладающие бактерицидным действием [64–67]. В то же время у пациентов с СРК определяется увеличение количества условно-патогенных и патогенных бактерий, в том числе представителей семейства Enterobacteriaceae типа Proteobacteria, к которым относится E. coli, метаболиты которых способствуют повышению проницаемости эпителиального барьера [68, 69].

Неспецифическое воспаление

Хотя у пациентов, страдающих СРК и ФД, не обнаруживаются видимые изменения слизистой оболочки при проведении эндоскопического исследования, гистологическое исследование биоптатов доказывает наличие признаков неспецифического воспаления — лимфоцитарную и эозинофильную инфильтрацию, увеличение содержания тучных клеток в слизистой оболочке [18].

Наличие неспецифического воспаления у пациентов, страдающих функциональными заболеваниями, доказано экспериментальным путем. Так, у пациентов с ФД определяется увеличение количества эозинофилов [70–72], тучных клеток [52, 73] и лимфоцитов [74] в биоптатах слизистой оболочки двенадцатиперстной кишки. Аналогичные данные об увеличении количества тучных клеток в слизистой оболочке кишки были получены у пациентов с СРК. Например, в исследовании G. Barbara et al. отмечалось достоверное увеличение площади слизистой оболочки, занимаемой тучными клетками, по сравнению с группой контроля, при этом большая часть тучных клеток находилась в стадии дегрануляции. Также было  установлено, что увеличение количества клеток в ободочной кишке коррелировало с тяжестью симптомов функционального расстройства [75].

Неспецифическое воспаление при функциональных заболеваниях ЖКТ, вызываемое нарушениями кишечного барьера и ассоциированное c повышением количества тучных клеток, изменяет структуру и функции периферической нервной системы [76]. Активированные тучные клетки высвобождают медиаторы воспаления, что приводит к повышению уровня провоспалительных цитокинов, которые оказывают влияние на висцеральные чувствительные нервные окончания. Пролонгированное во времени влияние цитокинов приводит к активации рецепторов в миоэнтеральных сплетениях и подавлению опиоидных и антиноцицептивных каннабиноиндых рецепторов слизистой оболочки ЖКТ [77]. Следствием активации служит увеличение интенсивности болевого сигнала нейрональных путей, следующих в дорсальные рога спинного мозга через задние корешки и передающихся в структуры головного мозга — переднюю поясную кору, соматосенсорную и префронтальную кору [78–80]. Формирование центральной сенситизации обусловливает [81–83] нарушение моторики, что проявляется симптомами СРК и ФД [84–87].

Представленные данные показывают, что нарушенная барьерная функция слизисто-эпителиального слоя ЖКТ вследствие уменьшения экспрессии белков плотных контактов и адгезионных молекул, ассоциированное с ней нарушение состава кишечной микробиоты приводит к формированию воспалительных изменений в кишечной стенке, центральной и периферической гиперчувствительности, нарушению моторики ЖКТ и возникновению симптомов ФД и СРК.

Выводы

Измененная функция слизисто-эпителиального барьера ЖКТ служит основой для формирования наиболее часто встречающихся функциональных заболеваний ЖКТ — ФД и СРК. Наиболее частой причиной формирования нарушения проницаемости у данной категории больных  служит генетическая предрасположенность и изменение состава микробиоты. Представляется патогенетически обоснованным включение в схему лечения таких  пациентов препаратов, восстанавливающих  нарушенную функцию слизисто-эпителиального барьера, а также препаратов, нормализующих микробный состав кишки.

См. доп.: Проницаемость кишечного барьера при аллергических заболеваниях

Литература

1. Drossman D.A. Functional  Gastrointestinal  Disorders: History, Pathophysiology, Clinical Features and Rome IV. Gastroenterology. 2016;S0016-5085(16)00223-7. DOI: 10.1053/j.gastro.2016.02.032
2. Aziz I., Palsson O.S., Törnblom H., Sperber A.D., Whitehead W.E., Simrén M. The Prevalence and Impact of Overlapping Rome IV-Diagnosed Functional Gastrointestinal Disorders on Somatization, Quality of Life, and Healthcare Utilization: A Cross-Sectional General Population Study in Three Countries. Amer J Gastroenterol. 2017;113(1): 86–96. DOI: 10.1038/ajg.2017.421
3. Canavan C., West J., Card T. The epidemiology of irritable bowel syndrome. Clin Epidemiol. 2014;6:71–80. DOI: 10.2147/CLEP.S40245
4. Lovell R.M., Ford A.C. Global prevalence of and risk factors for irritable bowel syndrome: a meta-analysis. Clin Gastroenterol Hepatol. 2012;10(7):712–21. e4. DOI: 10.1016/j.cgh.2012.02.029
5. Mahadeva S., Goh K.L. Epidemiology of functional dyspepsia: a global perspective. World J Gastroenterol. 2006; 12(17):2661–6. DOI: 10.3748/wjg.v12.i17.2661
6. Vakil N., Stelwagon M., Shea E.P., Miller S. Symptom burden and consulting behavior in patients with overlapping functional disorders in the US population. United European Gastroenterol J. 2016;4(3):413–22. DOI: 10.1177/2050640615600114
7. Perveen I., Rahman M.M., Saha M., Rahman M.M., Hasan M.Q. Prevalence of irritable bowel syndrome and functional dyspepsia, overlapping symptoms, and associated factors in a general population of Bangladesh. Indian J Gastroenterol. 2014; 33(3):265–73. DOI: 10.1007/s12664-014-0447-
8. Lewis S.J., Heaton K.W. Stool form scale as a useful guide to intestinal transit time. Scand J Gastroenterol. 1997;32:920–4. DOI: 10.3109/0036552970901120
9. Lacy  B.,  Mearin  F.,  Chang  L.,  Chey  W.D.,  Lembo A.J, Simren M., Spiller R. Bowel disorders. Gastroenterology. 2016;150:1393–1407.e5. DOI: 10.1053/j.gastro.2016.02.03
10. Koloski N.A., Talley N.J., Boyce P.M. Epidemiology and health care seeking in the functional GI disorders: a population-based study. Am J Gastroenterol. 2002;97:2290–9. DOI: 10.1111/j.1572-0241.2002.05783.
11. Stanghellini V., Chan F.C.L., Hasler W.L., Malagelada J.R., Suzuki H., Tack J., et al. Gastroduodenal disorders. Gastroenterology. 2016;150(6):1380–92. DOI: 10.1053/j. gastro.2016.02.01
12. Talley N.J. Functional Dyspepsia: Advances in Diagnosis and Therapy. Gut Liver. 2017;11(3):349–57. DOI: 10.5009/gnl1605
13. Wouters M.M., Lambrechts D., Knapp M., Cleynen I., Whorwell P., Agréus L., et al. Genetic variants in CDC42 and NXPH1 as susceptibility factors for constipation and diarrhoea predominant irritable bowel syndrome. Gut. 2013;63:1103–11. DOI: 10.1136/gutjnl-2013-304570
14. Ghoshal  U.C.,  Ranjan  P.J.  Post-infectious   irritable bowel syndrome: the past, the present and the future. Gastroenterol Hepatol. 2011;26 (Suppl 3):94–101. DOI: 10.1111/j.1440-1746.2011.06643.x
15. Sassone-Corsi M., Raffatellu M. No vacancy: how beneficial microbes cooperate with immunity to provide colonization resistance to pathogens. J Immunol. 2015;194:4081–7. DOI: 10.4049/jimmunol.1403169
16. Feng Y., Huang Y., Wang  Y.,  Wang  P.,  Song  H., Wang F. Antibiotics induced intestinal tight junction bar- rier dysfunction is associated with microbiota dysbiosis, activated NLRP3 inflammasome and autophagy. PLoS One. 2019;14(6):e0218384. DOI: 10.1371/journal.pone.0218384
17. Creekmore A.L., Hong S., Zhu S., Xue J., Wiley J.W. Chronic stress-associated visceral hyperalgesia correlates with severity  of  intestinal  barrier  dysfunction. Pain. 2018;159(9):1777–89. DOI: 10.1097/j. pain.0000000000001271
18. Ng Q.X., Soh A.Y.S., Loke W., Lim D.Y., Yeo W-S. The role of inflammation in irritable bowel syndrome (IBS). J Inflamm Res. 2018;11:345–9. DOI: 10.2147/JIR.S174982
19. Scaldaferri F., Pizzoferrato M., Gerardi V., Lopetuso L., Gasbarrini A. The gut barrier: new acquisitions and therapeutic approaches. J Clin Gastroenterol. 2012;46(Suppl):S12–7. DOI: 10.1097/ MCG.0b013e31826ae849
20. Muniz L.R., Knosp C., Yeretssian G.  Intestinal antimicrobial peptides during homeostasis, infection, and disease. Front Immunol. 2012;3:310. DOI: 10.3389/fimmu.2012.00310
21. Vancamelbeke M., Vermeire S. The intestinal barrier: a fundamental role in health and disease. Expert Rev Gas- troenterol Hepatol. 2017;26:1–14. DOI: 10.1080/1747412 4.2017.1343143
22. Amasheh S., Meiri N., Gitter A.H., Schöneberg T., Mankertz J., Schilzke J.D., et al. Claudin-2 expression induces cation-selective channels in tight junctions of epi- thelial cells. J Cell Sci. 2002;115:4969–76. DOI: 10.1242/ jcs.00165
23. Zihni C., Mills C., Matter K., Balda M.S. Tight junctions: from simple barriers to multifunctional molecular gates. Nat Rev Mol Cell Biol. 2016;17(9):564–80. DOI: 10.1038/nrm.2016.80
24. Zhou Q., Zhang B., Verne G.N. Intestinal membrane permeability and hypersensitivity in the irritable bowel syndrome. Pain. 2009;146(1–2):41–6. DOI: 10.1016/j. pain.2009.06.017
25. Shulman R.J., Jarrett M.E., Cain K.C., Broussard E.K., Heitkemper M.M. Associations among gut permeability, inflammatory markers, and symptoms in patients with irritable bowel syndrome. J Gastroenterol. 2014;49:1467–76. DOI: 10.1007/s00535-013-0919-6
26. Ishigami H., Matsumura T., Kasamatsu  S.,  Hamanaka  S., Taida T., Okimoto K., et al. Endoscopy-guided evaluation of duodenal mucosal permeability in functional dyspepsia. Clin Transl Gastroenterol. 2017;8(4):e83. DOI: 10.1038/ctg.2017.12
27. McOmber M., Rafati  D.,  Cain  K.,  Devaraj  S.,  Weidler E.M., Heitkemper M., et al. Increased Gut Permeability in First-degree Relatives of Children with Irritable Bowel Syndrome or Functional Abdominal Pain. Clin Gastroenterol Hepatol. 2020;18(2):375–384.e1. DOI: 10.1016/j.cgh.2019.05.011
28. Ji R., Wang P., Kou G.J., Zuo X.L., Wang X., Li Y.Q. Impaired gastric mucosal integrity identified by confocal endomicroscopy in Helicobacter pylori-negative functional dyspepsia. Neurogastroenterol Motil. 2019;1:e13719. DOI: 10.1111/nmo.13719
29. Pelaseyed T., Bergström J.H., Gustafsson J.K., Ermund A., Birchenough G.M.H., Schütte A., et al. The mucus and mucins of the goblet cells and enterocytes provide the first defense line of the gastrointestinal tract and interact with the immune system. Immunol Rev. 2014;260(1):8–20. DOI: 10.1111/imr.12182
30. Atuma C., Strugala V., Allen A., Holm  L.  The  adherent  gastrointestinal  mucus  gel  layer:  thickness  and physical state in vivo. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2001;280(5):G922–9. DOI: 10.1152/ ajpgi.2001.280.5.g922
31. Schroeder B. Fight them or feed them:  how  the  intestinal mucus layer manages the gut microbiota. Gastroenterol Rep (Oxf). 2019;7(1):3–12. DOI: 10.1093/gastro/goy052
32. Linden S.K., Sutton P., Karlsson N.G., Korolik V., McGuckin M.A. Mucins in the mucosal barrier to infection. Mucosal Immunol. 2008;1:183–97. DOI: 10.1038/ mi.2008.5
33. Johansson M.E.V., Sjövall H., Hansson, G.C. The gas- trointestinal mucus system in health and disease. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 2013;10(6):352–61. DOI: 10.1038/nrgastro.2013.35
34. Kim Y.S., Ho S.B. Intestinal Goblet Cells and Mucins in Health and Disease: Recent Insights and Progress. Curr Gastroenterol Rep. 2010;12(5):319–30. DOI: 10.1007/ s11894-010-0131-2
35. Jakobsson H.E., Rodríguez-Piñeiro A.M., Schütte A., Ermund A., Boysen P., Bemark M., et al. The composi- tion of the gut microbiota shapes the colon mucus barrier. EMBO Rep. 2015;16(2):164–77. DOI: 10.15252/ embr.201439263
36. Sung N.H., Poong-Lyul R. Unraveling the ties between irritable bowel syndrome and intestinal microbiota. World J Gastroenterol. 2014;20(10):2470–81. DOI: 10.3748/ wjg.v20.i10.2470
37. Swidsinski A., Loening-Baucke V., Theissig F., Engelhardt H., Bengmark S., Koch S.,  et  al.  Comparative  study of the intestinal mucus barrier in normal and inflamed colon. Gut. 2007;56:343–50. DOI: 10.1136/ gut.2006.098160
38. Derrien M., van Passel M.W., van de Bovenkamp J.H., Schipper R.G., de Vos W.M.,  Dekker  J.  Mucin-bacterial interactions in the human oral cavity and digestive tract. Gut Microbes. 2010;1:254268. DOI: 10.4161/ gmic.1.4.12778
39. Raouf A.H., Tsai H.H.,  Parker  N.,  Hoffman  J.,  Walker R.J., Rhodes J.M. Sulphation of colonic and rectal mucin in inflammatory bowel disease: reduced sulphation of rectal mucus in ulcerative colitis. Clin Sci (Lond.). 1992;83:623–6. DOI: 10.1042/cs0830623
40. Cornick S.,  Tawiah  A.,  Chadee  K.  Roles  and  regulation of the mucus barrier in the gut. Tissue Barriers. 2015;3(1-2):e982426. DOI: 10.4161/21688370.2014.982426
41. Salim S.Y., Söderholm J.D. Importance of disrupted intestinal barrier in inflammatory bowel diseases. Inflamm Bowel Dis. 2011;17(1):362–81. DOI: 10.1002/ ibd.21403
42. Groschwitz K.R., Hogan S.P. Intestinal barrier function: molecular regulation and disease pathogenesis. J Allergy Clin Immunol. 2009;124:3–20. DOI: 10.1016/j. jaci.2009.05.038
43. Yamazaki Y.,  Okawa  K.,  Yano  T.,  Tsukita  S.,  Tsuki- ta S. Optimized proteomic analysis on gels of cell-cell adhering junctional membrane proteins. Biochemistry. 2008;47:5378–86. DOI: 10.1021/bi8002567
44. Schneeberger E.E., Lynch R.D. The tight junction: a multifunctional complex. Am J Physiol Cell Physiol. 2004; 286:C1213–28. DOI: 10.1152/ajpcell.00558.2003
45. König J., Wells J., Can P.D., García-Ródenas C.L., MacDonald T., Mercenier A., et al. Human Intestinal Barrier Function in Health and Disease. Clin Transl Gastroenterol. 2016;7(10):e196. DOI: 10.1038/ctg.2016.54
46. Farré R., Vicario M. Abnormal Barrier Function in Gastrointestinal Disorders. In: Greenwood-Van Meerveld B., eds. Gastrointestinal Pharmacology. Handbook of Experimental Pharmacology, vol 239. Springer, Cham. 2016. DOI: 10.1007/164_2016_107
47. Garcia-Hernandez V., Quiros M., Nusrat A. Intestinal epithelial claudins: expression and regulation in homeostasis and inflammation. Ann N Y Acad Sci. 2017;1397(1):66- 79. DOI: 10.1111\nyas.13360
48. Krug S.M., Amasheh S., Richter J.F., Milatz S., Gunzel D., Westphal J.K., et al. Tricellulin forms a barrier to macromolecules in tricellular tight junctions without affecting ion permeability. Mol Biol Cell. 2009;20:3713–24. DOI: 10.1091/mbc.E09-01-0080
49. Roxas J.L., Koutsouris A., Bellmeyer A., Tesfay S., Royan S., Falzari K., et al. Enterohemorrhagic E. coli alters murine intestinal epithelial tight junction protein expression and barrier function in a Shiga toxin independent manner. Lab Invest. 2010;90(8):1152–68. DOI: 10.1038/ labinvest.2010.91
50. Holthofer B., Windoffer R., Troyanovsky S., Leube R.E. Structure and function of desmosomes. Int Rev Cytol. 2007;264:65–163. DOI: 10.1016/S0074-7696(07)64003-0
51. Du L., Shen J., Kim J.J., He H., Chen B., Dai N. Impact of gluten consumption in patients with functional dyspepsia: A case-control study. J Gastroenterol Hepatol. 2018;33(1):128–33. DOI: 10.1111/jgh.13813
52. Vanheel H., Vicario M.,  Vanuytsel  T.,  Van  Ouden- hove L., Martinez C., Keita A.V., et al. Impaired duodenal mucosal integrity and low-grade inflammation in functional dyspepsia. Gut. 2014;63:262–71. DOI: 10.1136/ gutjnl-2012-303857
53. Luettig, J., Rosenthal R., Barmeyer C., Schulzke J.D. Claudin-2 as a mediator of leaky gut barrier during intestinal inflammation. Tissue Barriers. 2015;3:e977176. DOI: 10.4161/21688370.2014.977176
54. Yu Y., Liu  Z.Q.,  Liu  X.Y.,  Yang  L.,  Geng  X.-R., Liu Z.-G., et al. Stress-derived corticotropin releasing factor breaches epithelial endotoxin tolerance. PLoS One. 2013;8:e65760. DOI: 10.1371/journal.pone.0065760
55. Lechuga S., Ivanov A.I. Disruption of the epithelial barrier during intestinal inflammation: quest for new molecules and mechanisms. Biochim Biophys Acta. 2017;1864(7):1183–94. DOI: 10.1016/j.bbamcr.2017.03.007
56. Mearin F., Pérez-Oliveras M., Perelló A., Vinyet J.,  Ibañez A., Coderch J., et al. Dyspepsia and irritable  bowel syndrome after a Salmonella gastroenteritis out-break: one-year follow-up cohort study. Gastroenterology. 2005;129(1):98–104. DOI: 10.1053/j.gastro.2005.04.012
57. Fan W.-T., Ding C., Xu N.-N., Zong S., Ma P., Gu B. Close association between intestinal microbiota and irritable bowel syndrome. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2017;36(12):2303–17. DOI: 10.1007/s10096-017-3060-2
58. Bischoff S.C., Barbara G., Buurman W., Ockhuizen T., Schulzke J.-D., Serino M., et  al.  M.  Intestinal  permeability — a new target for disease prevention and therapy. BMC Gastroenterol. 2014;14:189. DOI: 10.1186/s12876-014-0189-7
59. Sundin J., Rangel I., Repsilber D., Brummer R.-J. Cytokine Response after Stimulation with Key Commensal Bacteria Differ in Post-Infectious Irritable Bowel Syndrome (PI-IBS) Patients Compared to Healthy Controls. PLoS One. 2015;10(9):e0134836. DOI: 10.1371/journal. pone.0134836
60. Jalanka-Tuovinen J., Salojärvi J., Salonen A., Immonen O., Garsed K., Kelly F.M., de Vos W.M. Faecal microbiota composition and host-microbe cross-talk following gastroenteritis and in postinfectious irritable bowel syndrome. Gut. 2013;63(11):1737–45. DOI: 10.1136/gutjnl-2013-305994
61. Schmulson M., Bielsa M.V., Carmona-Sánchez R., Hernández A., López-Colombo  A.,  López  Vidal Y.,  et al. Microbiota, gastrointestinal infections, low-grade inflammation, and antibiotic therapy in irritable bowel syn- drome: an evidence-based review. Rev Gastroenterol Mex. 2014;79:96–134. DOI: 10.1016/j.rgmx.2014.01.004
62. Grover M. Role of gut pathogens in development of irritable bowel syndrome. Indian J Med Res. 2014;139:11–8.
63. Morrison D.J., Preston T. Formation of short chain fatty acids by the gut microbiota and their impact on human metabolism. Gut Microbes. 2016;7:189– 200. DOI: 10.108 0/19490976.2015.1134082
64. Angelakis E., Merhej V., Raoult D. Related actions of probiotics and antibiotics on gut microbiota and weight modification. Lancet Infect Dis. 2013;13:889–99. DOI: 10.1016/S1473-3099(13)70179-8
65. Ołdak A., Zielińska D., Rzepkowska  A.,  Kołożyn-Krajewska D. Comparison of Antibacterial Activity of Lactobacillus plantarum Strains Isolated from Two Different Kinds of Regional Cheeses from Poland: Oscypek and Korycinski Cheese. Biomed Res Int. 2017;2017:6820369. DOI: 10.1155/2017/6820369
66. Nes I.F., Kjos M., Diep D.B. Antimicrobial Components of Lactic Acid Bacteria. In: Lahtinen S., Ouwehand A.C., Salminen S, von Wright A., eds. Lactic Acid Bacteria, Microbiological and Functional Aspects. 4th ed. CRC Press, 2012:285–330.
67. Monteiro C., do Carmo M., Melo B., Alves  M.,  dos Santos C., Monteiro S., et al. In Vitro Antimicrobial Activity and Probiotic Potential of Bifidobacterium and Lactobacillus against Species of Clostridium. Nutrients. 2019;11(2):448. DOI: 10.3390/nu11020448
68. Duan R., Zhu S.,  Wang  B.,  Duan  L.  Alterations  of  Gut Microbiota in Patients With Irritable Bowel Syndrome Based on 16S rRNA-Targeted Sequencing. Clin Transl Gastroenterol. 2019;10(2):e00012. DOI: 10.14309/ ctg.0000000000000012
69. Bhat M.I., Sowmya K., Kapila S.,  Kapila  R.  Escherichia coli K12: An evolving opportunistic commensal gut microbe distorts barrier integrity in human intestinal cells. Microb Pathog. 2019;133:103545. DOI: 10.1016/j.micpath.2019.103545
70. Talley N.J., Walker M.M., Aro P., et al. Non-ulcer dyspepsia and duodenal eosinophilia: an adult endoscopic population-based case-control study. Clin Gastroenterol Hepatol. 2007;5:1175–83. DOI: 10.1016/j.cgh.2007.05.015
71. Walker M.M., Talley N.J., Prabhakar M., Aro P., Ronkainen J., et al. Duodenal mastocytosis, eosinophilia and intraepithelial lymphocytosis as possible disease markers in the irritable bowel syndrome and functional dyspepsia. Aliment Pharmacol Ther. 2009;29:765–73. DOI: 10.1111/j.1365-2036.2009.03937.x
72. Walker M.M., Salehian S.S., Murray C.E., Rajendran A., Hoare J.M., Negus R., et al. Implications of eosinophilia in the normal duodenal biopsy — an association with allergy and functional dyspepsia. Aliment Pharmacol Ther. 2010;31:1229–36. DOI: 10.1111/j.1365- 2036.2010.04282.x
73. Vanheel H., Vicario M., Vanuytsel T., Tack J.F., Farre R. Eosinophils and mast cells infunctional dyspepsia: ultrastructural evaluation of activation. Gastroenterology. 2015;148:S49.
74. Martinez C., Lobo B., Pigrau M., Ramos L., Gonzalez-Castro A.M., Alonso C., et al. Diarrhoea-predominant irritable bowel syndrome: an organic disorder with structural abnormalities in the jejunal epithelial barrier. Gut. 2013;62:1160–8. DOI: 10.1136/gutjnl-2012-302093
75. Barbara G., Stanghellini V., DeGiorgio R.,   Cremon  C., Cottrell G.S., Santini D., et al. Activated  mast  cells  in proximity to colonic nerves correlate with abdominal pain in irritable bowel syndrome. Gastroenterology. 2004;126:693–702. DOI: 10.1053/j.gastro.2003.11.055
76. Barbara G., Wang B., Stanghellini V., de Giorgio R., Cremon C., Di Nardo G., et al. Mast cell-dependent excitation of visceral-nociceptive sensory neurons in irritable bowel syndrome. Gastroenterology. 2007;132(1):26–37. DOI: 10.1053/j.gastro.2006.11.039
77. Ивашкин В.Т., Ивашкин К.В. Кишечный микробиом  как фактор регуляции деятельности энтеральной и центральной нервной системы. Рос журн гастроэнтерол гепатол колопроктол. 2017;27(5):11–9. [Ivashkin V.T., Ivashkin K.V. Intestinal microbiome as effective  regulator of enteral  and  central  nervous  system  activity.  Rus  J Gastroenterol  Hepatol  Coloproctol.  2017;27(5):11–9 (In Russ.)]. DOI: 10.22416/1382-4376-2017-27-5-11-19
78. Lee  K.N.,  Lee  O.Y.  The  Role  of  Mast  Cells  in  Irritable Bowel Syndrome. Gastroenterol Res Pract. 2016;2016:2031480. DOI: 10.1155/2016/2031480
79. Mertz H. Altered CNS Processing of visceral pain in IBS. Edited by In: Camilleri M., Spiller R.C., eds. Irritable Bowel Syndrome. Diagnosos and treatment. 1st ed. London: Sounders, 2002:55–68.
80. Coss-Adame E., Rao S.S. Brain and gut interactions in irritable bowel syndrome: new paradigms and new understandings. Curr Gastroenterol Rep. 2014;16(4):379. DOI: 10.1007/s11894-014-0379-z
81. Greenwood-van Meerveld B. Importance of 5-hydroxytryptamine receptors on intestinal afferents in the regulation of visceral sensitivity. Neurogastroenterol Motil. 2007;19 (Suppl 2):13–8. DOI: 10.1111/j.1365- 2982.2007.00964.x
82. Ludidi S.,  Conchillo  J.M.,  Keszthelyi  D.,  Van  Avesaat M., Kruimel J.W., Jonkers D.M., et al. Rectal hypersensitivity as hallmark for irritable bowel syndrome: defining the optimal cutoff. Neurogastroenterol Motil. 2012;24:729–33. DOI: 10.1111/j.1365-2982.2012.01926.x
83. Ludidi S., Mujagic Z., Jonkers D., Keszthelyi D., Hesselink M., Kruimel J., et al. Markers for visceral hypersensitivity in patients with irritable bowel syndrome. Neurogastroenterol Motil. 2014;26(8):1104–11. DOI: 10.1111/nmo.12365
84. Tran K., Brun R., Kuo B. Evaluation  of  regional  and  whole gut motility using the wireless motility capsule: relevance in clinical practice. Therap Adv Gastroenterol. 2012;5:249–60. DOI: 10.1177/1756283X12437874
85. Agrawal A., Houghton L.A., Lea R., Morris J., Reilly B., Whorwell P.J. Bloating and distention in irritable bowel syndrome: the role of visceral sensation. Gastroenterology. 2008;134:1882–9. DOI: 10.1053/j.gastro.2008.02.096
86. Kanazawa M., Palsson O.S.,   Thiwan   S.I.M.,   Turner M.J., van Tilburg, M.A.L., et  al.  Contributions  of  Pain Sensitivity and Colonic Motility to IBS Symptom Severity and Predominant Bowel Habits. Amer J Gastroenterol. 2018;103(10):2550–61. DOI: 10.1111/j.1572- 0241.2008.02066.x
87. Farré R., Vanheel H., Vanuytsel T., Masaoka T., Törnblom H., Simrén M., et al. In Functional Dyspepsia, Hypersensitivity to Postprandial Distention Correlates With Meal-Related Symptom Severity. Gastroenterology. 2013;145(3):566–73. DOI:10.1053/j.gastro.2013.05.018

Будьте здоровы!