Главная \ 2. Пробиотики (биодобавки) \ Микробиом человека \ Микробиом, иммунитет и пробиотики \ Врожденный и адаптивный иммунитет \ Т-клетки (Т-лимфоциты). Определение, понятие \ Регуляторные Т-клетки - миротворцы иммунной системы \ Развитие и поддержание регуляторных Т-клеток кишечника

Регуляторные Т-клетки = гомеостаз кишечной микробиоты + подавление воспаления

Развитие и поддержание регуляторных Т-клеток кишечника

Случайный рисунок. Кишечные бактерии взаимодействуют с дендритными клетками, повышая выработку интерферона-β, который, в свою очередь, стимулирует регуляторную продукцию Т-клеток. Апоптотические эпителиальные клетки также могут взаимодействовать с дендритными клетками, уменьшая количество вырабатываемого интерферона-β, контролируя регуляторную продукцию Т-клеток.

Важность обеспечения нормального развития регуляторных Т клеток заключена в их способности поддерживать гомеостаз кишечной микробиоты и снижать воспаление

Takeshi Tanoue, Koji Atarashi & Kenya Honda.

Development and maintenance of intestinal regulatory T cells.

Nature Reviews Immunology volume16, pages295-309 (2016)

СОДЕРЖАНИЕ:

Ключевые моменты раздела
Резюме
Введение
Уникальные особенности клеток Treg кишечника
Клетки tTreg и клетки pTreg в кишечнике.
Рисунок 1. Ступенчатая индукция клеток tTreg и клеток pTreg.
Рисунок 2. Предлагаемые механизмы накопления Treg-клеток толстой кишки.
Стабильность кишечных Treg-клеток.
Уникальные субпопуляции кишечных клеток Treg
RORγt⁺ и GATA3⁺ Treg-клетки.
Рисунок 3. Три субпопуляции в клетках Treg кишечника.
Эффекторные Treg-клетки и IL-10⁺ Treg-клетки.
Рисунок 4. Клеточные и молекулярные механизмы индукции кишечных клеток pTreg.
Механизмы накопления клеток Treg
Микробиота-опосредованное накопление клеток Treg.
Таблица 1. Представители микробиоты, приводящие к накоплению клеток Treg в кишечнике
Аббревиатуры
Диетические сигналы.
Клеточные сигналы.
Будущие перспективы для клинической трансляции
Дополнительная информация и литература

Ключевые моменты раздела:

Кишечные регуляторные T (Treg) клетки состоят по меньшей мере из трех субпопуляций: IL-10⁺ RORγt⁺ микробиота-стимулированных периферически полученных Treg (pTreg) клеток, RORγt⁻NRP1⁻ диетические антиген-стимулированных pT-клеток и GATA3⁺ тимусных Treg (tTreg) клеток.
Субпопуляции Treg-клеток выполняют взаимодополняющие функции, включая поддержание гомеостаза в отношении микробиоты и пищевых компонентов в устойчивом состоянии и подавление воспалительных реакций.
Микробиота кишечника влияет на дифференцировку, накопление, функцию и репертуар Т-клеточных рецепторов (TCR) клеток Treg толстой кишки. В свою очередь, симбиотические взаимоотношения между хозяином и микробиотой в кишечнике основаны на клетках Treg, которые контролируют антигенспецифические ответы, направленные на кишечные микроорганизмы.
Микробные и пищевые метаболиты, такие как короткоцепочечные жирные кислоты, витамины и аминокислоты, влияют на дифференцировку и выживание клеток Treg.
Генерирование клеток Treg включает несколько механизмов, которые функционируют внутренне и внешне. Макрофаги, врожденные лимфоидные клетки и дендритные клетки стратегически расположены под эпителиальными клетками кишечника, чтобы определять типы и особенности внутрипросветных микроорганизмов и пищевых компонентов и координировать Т-клеточный гомеостаз в кишечнике.

Резюме. Кишечно-резидентные (FOXP3)⁺CD4⁺ регуляторные Т-клетки (Treg-клетки) отличаются от таковых в других органах и имеют специфичные для кишечника фенотипы и функции. В то время как Treg-клетки в других органах имеют Т-клеточные рецепторы (TCRs), специфичные для собственных антигенов, кишечные Treg-клетки имеют отдельный набор TCRs, специфичных для кишечных антигенов, и эти клетки играют ключевую роль в подавлении иммунных реакций против безвредных диетических антигенов и комменсальных микроорганизмов. Дифференцировка, миграция и поддержание кишечных Treg-клеток контролируются специфическими сигналами из местной среды. В частности, некоторые члены микробиоты непрерывно обеспечивают антигены и иммунорегуляторные малые молекулы, которые модулируют кишечные Treg-клетки. Понимание развития и поддержания кишечных Treg-клеток позволяет получить важные сведения о взаимодействии хозяина и микроорганизмов, имеющих отношение к заболеванию.

Введение

Слизистые оболочки находятся под постоянной угрозой инвазии всеми видами микроорганизмов. Следовательно, эти ткани снабжены прочной иммунной системой слизистой оболочки, состоящей из различных иммунных клеток с мощной активностью. В слизистой оболочке собственной пластинки (lamina propria) имеется много уникальных популяций лимфоцитов, таких как IgA-секретирующие плазматические клетки, γδ-Т-клетки, врожденные лимфоидные клетки (ILCs) и Т-хелперные 17-клетки (T_H17-клетки). Они совместно играют важную роль в защите от инфекции патогенами и в поддержании системы барьера слизистой оболочки. Напротив, необходимо подавлять ненужные реакции на безвредные антигены окружающей среды. Действительно, необузданные воспалительные реакции на проглоченную пищу и резидентную комменсальную микробиоту эффекторных Т-клеток, илк и миелоидных клеток являются основной причиной воспаления кишечника и повреждения тканей у пациентов с воспалительными заболеваниями кишечника (ВЗК)^1,2. Таким образом, иммунная система в слизистой оболочке кишечника должна быть жестко регламентирована. Эта важная задача опосредуется несколькими механизмами, среди которых главную роль играют «forkhead box P3» (FOXP3)-экспрессирующие CD4⁺регуляторные Т-клетки (Treg).

Семенные исследования Шимона Сакагути и его коллег показали, что истощение белка CD25 (также известного как IL-2Ra)⁺ субпопуляции CD4⁺ Т-клеток приводит к развитию спонтанного мультиорганного аутоиммунитета, включая желудочно-кишечное воспаление³. Фиона Паури и ее коллеги разработали модель переноса CD4⁺CD45RB^hi Т-клеток ВЗК и впоследствии обнаружили, что симптомы этой модели могут быть подавлены с помощью совместного переноса CD4⁺CD25⁺ Т-клеток⁴. Затем было обнаружено, что FOXP3 является решающим фактором транскрипции для истинных Treg-клеток среди популяции CD4⁺CD25⁺ Т-клеток ^5,6,7, и мутация Foxp3 у так называемых мышей Scurfy была обнаружена причиной их многоорганного воспалительного состояния, которое также включало кишечное воспаление⁸ (у Scurfy мышей есть делеция в гене Foxp3, что приводит к неспособности генерировать FOXP3⁺ регуляторные Т-клетки, и они впоследствии развивают тяжелое CD4⁺ T-клеточное аутоиммунное воспаление – ред.). Более поздние эксперименты по острому истощению клеток FOXP3⁺ Treg с использованием взрослых мышей линии DEREG (истощение регуляторных Т-клеток)⁹, скрещенных с мышами Foxp3GFP ¹⁰, показали, что конститутивное присутствие Treg-клеток необходимо для профилактики аутоиммунного воспаления и колитов¹¹ (Foxp3GFP - репортерная мышь, которая экспрессирует усиленный зеленый флуоресцентный белок (GFP), слитый с аминоконцевой областью транскрипционного фактора Foxp3, широко используется для отслеживания регуляторных Т-клеток (Treg) in vivo – ред.). У человека мутации в FOXP3 приводят к иммунодизрегуляции, полиэндокринопатии, энтеропатии IPEX^12,13,14. Кроме того, клиническое введение антитела против цитотоксического Т-лимфоцитарного антигена 4 (CTLA4), который является важнейшей супрессивной молекулой, экспрессируемой Treg-клетками, для лечения больных раком индуцирует колит как побочный эффект¹⁵. Таким образом, в настоящее время хорошо установлено, что FOXP3⁺CD4⁺ Treg-клетки играют центральную роль в поддержании иммунного гомеостаза и толерантности во всем организме и, в частности, в кишечнике.

У пациентов, не имеющих функционального рецептора интерлейкина-10 (IL-10), развивается колит с более ранним началом и более высокой пенетрантностью, чем у пациентов с дефицитом клеток FOXP3⁺ Treg¹⁶, что позволяет предположить, что компенсаторные механизмы толерантности к клеткам FOXP3⁺ Treg могут действовать в кишечнике человека. Действительно, в кишечнике можно обнаружить несколько супрессивных подмножеств FOXP3⁻ Т-клеток, таких как IL-10-экспрессирующий¹⁷ и трансформирующий фактор роста-β (TGFß)-экспрессирующий CD4⁺CD25⁻LAG3⁺ Т-клетки¹⁸. Таким образом, FOXP3⁺ Treg-клетки, вероятно, функционируют совместно с FOXP3-супрессивными Т-клетками для поддержания тканевого гомеостаза в кишечнике.

FOXP3⁺CD4⁺ Treg-клетки присутствуют в каждом органе организма и составляют примерно 10% от общей популяции CD4⁺ Т-клеток. Однако в кишечной пластинке propria они составляют гораздо более высокую долю: более 30% CD4⁺ Т-клеток в ободочной пластинке propria и около 20% в тонкой кишечной пластинке propria^{19,20,21,22,23}. Кишечные клетки FOXP3⁺ Treg регулируют иммунные реакции слизистой оболочки на нескольких клеточных уровнях с помощью различных молекулярных механизмов. Они конститутивно экспрессируют CTLA4, индуцибельный Т-клеточный ко-стимулятор (ICOS), IL-10, TGFß и IL-35, а также ингибируют сторонние Т-клетки для поддержания иммунной толерантности к пищевым компонентам и кишечной микробиоте^{24,25,26,27,28,29}. Подмножество Treg-клеток играет важную роль в продукции IgA слизистой оболочки, контролируя экспансию популяций Т-фолликулярных хелперов (T_FH-клеток) и реакцию зародышевого центра^30,31. Treg-клетки подавляют иммунопатологию, опосредованную эффекторными Т-клетками, и мыши с меньшим числом или меньшей супрессивной активностью Treg-клеток толстой кишки более восприимчивы к инфекции и повреждению слизистой оболочки патогенами, такими как Citrobacter rodentium и Helicobacter hepaticus^32,33.

Количество Treg-клеток в толстокишечной пластинке propria снижается, а остальные клетки имеют выраженное снижение экспрессии CTLA4, IL-10 и ICOS у мышей без микробов и мышей, получавших антибиотики, по сравнению с мышами дикого типа ^{20,21,22,23,34}. Поэтому на накопление и функциональное созревание клеток Treg толстой кишки оказывает влияние кишечная микробиота. Напротив, количество клеток FOXP3⁺ Treg в тонком кишечнике не изменяется или увеличивается у мышей без микробов по сравнению со специфическими мышами без патогенов (SPF-мышами)^20,21. Очень недавнее исследование показало, что количество Treg-клеток тонкой кишки, но не Treg-клеток толстой кишки, было значительно снижено, когда мышей без микробов кормили диетой без антигенов (так называемых мышей без антигенов)³⁵, что говорит о том, что значительная часть популяции Treg-клеток в тонком кишечнике, но не в толстой кишке, индуцируется диетическими антигенами.

Недавние исследования прояснили роль, которую играют отдельные члены кишечной микробиоты в индукции клеток Treg толстой кишки. В свою очередь, симбиотические отношения хозяина и микробиоты в кишечнике зависят от Treg-клеток, которые контролируют антигенспецифические иммунные реакции, направленные на кишечные микроорганизмы. В этом обзоре мы обсуждаем уникальные особенности кишечных Treg- клеток и лежащие в их основе регуляторные механизмы, контролирующие их развитие и функциональное созревание, на которые влияют пищевые и микробные стимулы.

Уникальные особенности клеток Treg кишечника

Клетки tTreg и клетки pTreg в кишечнике

Несколько линий доказательств предполагают, что FOXP3⁺ Treg-клетки включают в себя два различных по развитию подмножества: тимус-производные (tTreg) Treg-клетки и Treg-клетки (pTreg) периферического происхождения, которые развиваются как обычные наивные CD4⁺ T-клетки в тимусе, но становятся FOXP3-экспрессирующими клетками периферические ткани³⁶.

Микроокружение кишечника благоприятствует образованию клеток pTreg. Действительно, адоптивный перенос Т-клеточного рецептора (TCR)-трансгенных наивных FOXP3⁻CD4⁺ Т-клеток и последующее пероральное воздействие родственного антигена приводит к преимущественному накоплению донорских FOXP3⁺ pTreg-клеток в тонком кишечнике^37,38,39. Кроме того, адоптивный перенос одних только клеток FOXP3⁺ tTreg недостаточен для полного восполнения дефицита FOXP3, и требуется совместный перенос FOXP3^-CD4⁺ Т-клеток, что указывает на избыточную иммунорегуляторную роль клеток ptreg⁴⁰.

Было показано, что ядерный белок Helios и белок клеточной поверхности neuropilin 1 (NRP1) конститутивно экспрессируются клетками tTreg, но не индуцированными in vitro Treg-клетками, что делает их потенциально ценными маркерами, с помощью которых можно различать клетки tTreg и клетки pTreg^22,41,42. Клетки Helios^-NRP1^-FOXP3⁺ Treg обильно присутствуют в кишечной пластинке propria, но не в других органах^20,22,42. Кроме того, частоты клеток Helios⁻NRP1⁻FOXP3⁺ Treg в толстой кишке мышей без микробов и в тонком кишечнике мышей без антигенов значительно снижены по сравнению с мышами дикого типа^22,35, что позволяет предположить, что Treg-клетки с этим фенотипом, скорее всего, являются клетками pTreg, индуцированными комменсальными микроорганизмами и/или диетическими антигенами. Однако следует отметить, что эти молекулы могут быть повышены в воспалительной среде, и поэтому клетки tTreg и клетки pTreg пока не могут быть однозначно отличены друг от друга.

Молекулярные исследования также пролили свет на различные факторы, способствующие развитию подгрупп клеток tTreg и pTreg. Экспрессия FOXP3 регулируется интронными энхансерами (усилителями) Foxp3, называемыми консервативной некодирующей последовательностью 1 (CNS1) - CNS3 (консервативные районы - conserved non-coding sequence) (Рис. 1). Было показано, что CNS3 участвует в начальной индукции FOXP3 в клетках tTreg путем рекрутирования фактора транскрипции REL в локус Foxp3; следовательно, у мышей с дефицитом CNS3 наблюдается заметное снижение количества клеток tTreg, тогда как компартмент клеток pTreg, по-видимому, интактен⁴⁴. В отличие от этого, CNS1 служит элементом ответа для сигнального пути TGFβ-SMAD⁴⁵ (Рис. 1). CNS1 также содержит сайт связывания для рецептора ретиноевой кислоты (RAR) и гетеродимера ретиноидного х-рецептора (RXR), который активируется ретиноевой кислотой⁴⁶. Абляция CNS1 ухудшает индукцию клеток pTreg, особенно в кишечнике и легких, в то время как дифференцировка клеток tTreg остается нормальной⁴⁷. Хотя у мышей с дефицитом CNS1 не наблюдается полиорганного аутоиммунитета, у них спонтанно развиваются патологии T_H2-типа в кишечнике и легких⁴⁷, что свидетельствует о важном участии клеток pTreg в конститутивной регуляции T_H2-смещенных иммунных реакций в тканях слизистой оболочки.

Рисунок 1. Ступенчатая индукция клеток tTreg и клеток pTreg.

Программа дифференцировки регуляторных Т-клеток тимуса (tTreg) инициируется сильными сигналами Т-клеточного рецептора (TCR), индуцируемыми собственными антигенами в тимусе, что приводит к ядерному проникновению REL. У мышей REL вместе с несколькими другими транскрипционными факторами (не изображенными) связывается с консервативной некодирующей последовательностью 3 (CNS3) и промотором Foxp3 для индуцирования экспрессии гена Foxp3. Эти клетки становятся стабильной линией Treg-клеток, когда CNS2 деметилируется, а сигнальный преобразователь и активатор транскрипции 5 (STAT5), активируемый сигнализацией рецептора интерлейкина-2 (IL-2), способствует этому деметилированию. Деметилированный CNS2 позволяет связывать FOXP3 и связанный с Runt-родственным фактором транскрипции 1 (RUNX1), что приводит к стабильной экспрессии Foxp3. Клетки tTreg мигрируют в кишечник и далее претерпевают функциональное созревание в ответ на внешние раздражители. Дифференцировка клеток Treg (pTreg), полученных из периферических клеток от незафиксированных наивных CD4⁺ T-клеток, происходит в кишечнике, но прогрессирует постепенно, подобно клеткам tTreg. Дифференцировка инициируется сигнализацией TCR, индуцированной микробными антигенами вместе с трансформирующим фактором роста-β (TGFß) и сигналами, опосредованными ретиноевой кислотой. Эти сигналы способствуют связыванию REL с CNS3, а также связыванию SMAD3 и рецептора ретиноевой кислоты (RAR)–ретиноидного X-рецептора (RXR) с CNS1 Foxp3. Подобно клеткам tTreg, клетки pTreg устанавливают свой Treg-клеточный характер и приверженность линии происхождения путем деметилирования CNS2, которое индуцируется сигнализацией IL-2 и STAT5. Полученный из микробиоты бутират вносит вклад в ремоделирование хроматина и передачу его линии благодаря своей ингибирующей активности по отношению к гистондеацетилазе (HDAC). Клетки pTreg дополнительно приобретают функционально специализированные особенности, такие как экспрессия RAR-родственного орфанного рецептора yt (RORyt; кодируется Rorc), IL-10 и цитотоксического Т-лимфоцитарного антигена 4 (CTLA4), чтобы адаптироваться к кишечной среде.

Использование TCR клеток толстой кишки FOXP3⁺ Treg значительно отличается от такового в других органах, о чем свидетельствует секвенирование репертуаров TCR клеток толстой кишки Treg⁴⁸. Линии Т-клеточной гибридомы, экспрессирующие TCRs из клеток Treg толстой кишки, распознают бактериальные антигены, полученные из видов Clostridium и Parabacteroides⁴⁸. Кроме того, эксперименты по отслеживанию судьбы клеток с использованием незрелых Т-клеток, экспрессирующих трансгенный TCR, клонированный из клеток Treg толстой кишки, показали, что пролиферация и дифференцировка трансгенных T-клеток в клетки Treg происходят в толстой кишке в присутствии родственных кишечных комменсальных бактерий, а не в тимусе⁴⁸. Таким образом, подмножество Treg-клеток в толстой кишке, вероятно, будет дифференцироваться экстратимически в результате столкновения с бактериальными и пищевыми антигенами (рис. 2).

Рисунок 2. Предлагаемые механизмы накопления Treg-клеток толстой кишки.

В первом механизме (слева) среда толстой кишки, богатая трансформирующим фактором роста-β (TGFß), ретиноевой кислотой, микробными антигенами и микробными метаболитами, способствует de novo дифференцировке и расширению периферически производной регуляторной популяции Т-клеток (pTreg) из наивных CD4⁺ Т-клеток. Во втором механизме (средний) тимус-производные регуляторные Т-клетки (tTreg), которые отбираются собственными антигенами в тимусе, повышают регуляцию гуморальных рецепторов, таких как α4β7-интегрин, CC - хемокин-рецептор 9 (CCR9) и G-белок-связанный рецептор 15 (GPR15), когда они сталкиваются с кишечной средой, обогащенной ретиноевой кислотой и микробными метаболитами. Ретиноевая кислота усиливает экспрессию интегрина α4β7 и CCR9, в то время как короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs) индуцируют экспрессию GPR15 на Treg-клетках. Накопленные клетки tTreg подвергаются пролиферации благодаря распознаванию антигенов микробиоты. В третьем механизме (справа) стимулы микробиоты создают и поддерживают уникальную нишу клеток Treg в кишечнике, куда клетки tTreg мигрируют в молодости и непрерывно пополняются пролиферацией in situ посредством механизма, который не зависит от интерлейкина-2 (IL-2) и презентации МНС класса II-зависимого антигена.

Однако было сообщено, что подавляющее большинство TCRs из клеток Treg толстой кишки были разделены с Treg-клетками в тимусе⁴⁹, что позволяет предположить, что клетки Treg толстой кишки в основном состоят из клеток tTreg, а не pTreg. Таким образом, возможно, что клетки tTreg отбираются путем распознавания собственных антигенов в тимусе с последующим расширением популяции за счет распознавания кросс-реактивных микробных антигенов в кишечнике (Рис.2). Другое исследование⁵⁰ показало, что накопление Treg-клеток в кишечнике было нормальным у кератиновых 14-трансгенных мышей (K14-трансгенных мышей), у которых трансген, кодирующий MHC класса II (I-A^b), экспрессируется только корковыми эпителиальными клетками тимуса, что свидетельствует о том, что накопление Treg-клеток кишечника может происходить независимо от периферического взаимодействия МНС класса II с TCR. В этом сообщении также высказано предположение, что в тонкой кишке и толстой кишке может быть уникальная ниша клеток Treg, куда клетки tTreg мигрируют в раннем возрасте и после этого поддерживаются без стимуляции TCR⁵⁰. Поскольку количество клеток Treg в тонком кишечнике и ободочной кишке у трансгенных по K14 мышей уменьшалось при лечении антибиотиками, нишу клеток Treg можно поддерживать постоянными стимулами микробиоты⁵⁰(Рис.2).

Относительный вклад каждого из вышеперечисленных путей развития в общий пул кишечных Treg-клеток все еще остается спорным. Эти пути не могут быть взаимоисключающими и могут иметь различный вклад в зависимости от обстоятельств. Важно отметить, что независимо от их происхождения, все сообщения обычно показывают, что репертуар TCR клеток Treg толстой кишки сильно зависит от состава микробиоты. Таким образом, представляется очевидным, что клетки Treg толстой кишки распознают и подавляют иммунные реакции против антигенов, полученных из комменсальных микроорганизмов. Действительно, было показано, что чрезмерно ограниченный репертуар TCR приводит к нехватке клеток Helios^-Treg, что сопровождается потерей толерантности к микробиоте и спонтанным развитием T_H17- клеточного колита⁵¹.

Стабильность кишечных Treg-клеток.

Хотя FOXP3 является наиболее важным фактором транскрипции, который отличает Treg-клетки от других CD4⁺ Т-клеток, одной экспрессии FOXP3 недостаточно для придания регуляторного фенотипа. Сравнение паттернов экспрессии целых генов выявило существенные различия между in vivo Treg-клетками и in vitro FOXP3-трансфецированными CD4⁺ Т-клетками⁵². Субпопуляция FOXP3⁺ Т-клеток (клетки CD45RA^-FOXP3^med) в периферической крови человека не обладает супрессивной активностью, но вместо этого способна продуцировать провоспалительные цитокины⁵³. Кроме того, при адоптивном переносе в лимфопенических хозяев подмножество FOXP3⁺ Т-клеток теряет экспрессию FOXP3 и становится так называемыми "экс-Treg" - клетками, особенно в кишечнике⁵⁴. Экс-Treg клетки не просто становятся анергическими Т-клетками, но вместо этого развиваются в эффекторные Т-клетки. В кишечнике они могут играть уникальную роль, например, стимулируя выработку IgA путем дифференцировки в T_FH-клетки⁵⁵. Поэтому считается, что подмножество кишечных FOXP3⁺ Т-клеток, особенно подмножество клеток pTreg, не полностью привержено стабильной линии Treg-клеток.

Накопленные данные свидетельствуют о том, что, помимо экспрессии FOXP3, для уточнения линии происхождения и полной супрессивной активности Treg-клеток требуется сопутствующая индукция специфических для Treg-клеток эпигенетических изменений. Локус гена Foxp3 (в частности, область CNS2) и несколько локусов специфичных для клеток Treg генов, таких как Ctla4 и член 18-го суперсемейства рецепторов фактора некроза опухоли (Tnfrsf18; который кодирует супрессивную молекулу GITR), должны быть полностью деметилированы, чтобы клетки стали стабильными Treg-клетками^56. Деметилирование этих локусов генов происходит независимо от экспрессии FOXP3⁵⁶.

Деметилирование CNS2 в локусе Гена Foxp3 позволяет связывать сам FOXP3 с CNS2 с помощью транскрипционного фактора RUNX1, что приводит к стабильной экспрессии FOXP3^56,58 (рис. 1). Сигнальный преобразователь и активатор транскрипции 5 (STAT5), активируемый IL-2, связывается с CNS2 и существенно способствует его деметилированию⁵⁹. СТАТ5-опосредованное деметилирование CNS2 приводит к устойчивой экспрессии FOXP3 даже после деления клетки⁵⁹. Соответственно, CNS2-дефицитные Treg-клетки чувствительны к недостаточности окружающего IL-2 и склонны к потере экспрессии FOXP3 в ответ на сильную активацию TCR или стимуляцию провоспалительными цитокинами^59,60. Действительно, CNS2-дефицитные Treg-клетки особенно плохо поддерживают экспрессию FOXP3 в тонком кишечнике, печени и легких, где Treg-клетки конститутивно стимулируются провоспалительными цитокинами и обильными чужеродными антигенами⁵⁹.

Важно отметить, что недавние сообщения показали, что, в отличие от in vitro-индуцированных Treg-клеток, область CNS2 клеток толстой кишки NRP1-pTreg деметилирована почти до тех же уровней, что и в клетках tTreg^22,61 (рис. 1), поддерживая идею о том, что кишечные Treg-клетки в основном стабильны как регуляторные клетки. Точно неизвестно, какой сигнал индуцирует деметилирование CNS2 во время развития клеток pTreg и являются ли сигнальные пути одинаковыми для клеток tTreg и клеток pTreg, но клетки кишечного Treg, вероятно, конститутивно стимулируются IL-2 и антигенами и факторами, полученными из микроорганизмов и диеты, которые могут поддерживать деметилирование CNS2.

Вместе взятые, хотя до сих пор ведутся споры о стабильности фенотипа и экспрессии FOXP3 кишечных Treg-клеток⁶², накопленные данные свидетельствуют о том, что кишечные pTreg-клетки более стабильны, чем предполагалось ранее. Однако также возможно, что кишечная популяция FOXP3⁺ Т-клеток содержит небольшое подмножество незафиксированных FOXP3⁺ Т-клеток, которые демонстрируют неполное деметилирование CNS2. Эти клетки могут потерять экспрессию FOXP3 и изменить свои функции, особенно при воспалительных состояниях⁶³. Дальнейшие исследования необходимы для получения более полного представления о развитии, судьбе и стабильности кишечных Treg-клеток.

Уникальные субпопуляции кишечных клеток Treg

Хотя клетки Treg сохраняют стабильность своей линии, они могут позволить себе определенную степень функциональной пластичности, чтобы адаптироваться к конкретной микроокружению. Недавние исследования выявили субпопуляции FOXP3⁺ Treg-клеток, которые экспрессируют различные транскрипционные факторы и иммуносупрессивные молекулы, связанные с эффекторными Т-клеточными линиями. Например, T-bet⁺ FOXP3⁺Treg-клетки, которые индуцируются воспалительными состояниями типа 1, экспрессируют CXC-хемокиновый рецептор 3 (CXCR3) и накапливаются в местах воспаления клеток T_H1, таких как легкие, во время инфекции Mycobacterium tuberculosis⁶⁴. Аналогично, характерный для T_H2 транскрипционный фактор GATA-связывающий белок 3 (GATA3) активируется и образует комплекс с FOXP3 в клетках Treg при стимуляции TCR^65,66. GATA3 повышает стабильность FOXP3 и способствует накоплению клеток Treg в воспаленном кишечнике, например, после трансплантации костного мозга⁶⁵. Хотя абляция только T-bet или GATA3 в клетках Treg не оказывает существенного влияния на функциональность Treg-клеток в стационарном состоянии, абляция как T-bet, так и GATA3 в клетках Treg приводит к спонтанному воспалению в печени, легких и кишечнике, которое предполагает, что T-bet⁺ Treg-клетки и GATA3⁺ Treg-клетки функционируют совместно для поддержания иммунного гомеостаза в этих тканях⁶⁷.

Было показано, что экспрессия интерферон-регуляторного фактора 4 (IRF4) в Treg-клетках необходима для экспрессии молекул, ассоциированных с ответами типа 2, таких как ICOS и CC-хемокиновый рецептор 8 (CCR8), а также для последующего подавления T_H2-клеточных ответов²⁸. В-клеточная лимфома 6 (BCL-6)-экспрессирующие Treg клетки, которые называются Т-фолликулярными регуляторными клетками (T_FR), повышают уровень CXCR5 и мигрируют в лимфоидные фолликулы лимфатических узлов и патчей Пейера, где они контролируют экспансию клеток T_FH и реакцию зародышевого центра^30,68. Таким образом, приобретая разнообразные миграционные и супрессивные механизмы, Treg-клетки могут влиять на широкий спектр клеточных популяций и оказывать соответствующую супрессивную активность в различных анатомических местах и контекстах заболевания.

RORγt⁺ и GATA3⁺ Treg-клетки.

Значительная доля клеток Treg в толстой кишке (∼65% популяции клеток Treg) и в тонком кишечнике (∼35%) экспрессирует RAR-связанный орфанный рецептор γt (RORγt)^61,69,70,71 (рис. 3). Клетки RORγt⁺ Treg исчезают в условиях отсутствия микробов и в основном отрицательны в отношении экспрессии NRP1 и Helios^61,69,70,71, что позволяет предположить, что они являются клетками pTreg, индуцированными микробными стимулами. Было показано, что FOXP3⁺ клеточно-специфический дефицит STAT3 приводит к заметному снижению количества RORγt⁺ Treg-клеток⁷⁰, что говорит о том, что STAT3-регулируемый RORγt необходим для спецификации этой линии клеток Treg. Хотя IL-6 и IL-23 были вовлечены в активацию STAT3 и в последующую индукцию RORγt⁷⁰, точный путь передачи сигналов все еще не очень ясен.

Рисунок 3. Три субпопуляции в клетках Treg кишечника.

Кишечный FOXP3⁺ регуляторный пул Treg-клеток можно разделить по меньшей мере на три подгруппы на основе экспрессии RAR-связанного орфанного рецептора γt (RORγt) и GATA-связывающего белка 3 (GATA3). Более 65% клеток Treg толстой кишки и около 35% клеток Treg тонкой кишки экспрессируют RORyt и отрицательны для Helios и NRP1. Они считаются периферически производными Treg (pTreg) клетками, которые развиваются из наивных Т-клеток в ответ на производные от микробиоты антигены и метаболиты, включая короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs). Экспрессия RORyt опосредуется сигнальным преобразователем и активатором транскрипции 3 (STAT3), который активируется интерлейкином-6 (IL-6) и, возможно, IL-23. Интерлейкин IL-2, полученный из эффекторных Т-клеток, вероятно, способствует стабилизации дифференцировки Treg-клеток. Клетки RORyt⁺ Treg экспрессируют интерферон-регуляторный фактор 4 (IRF4) и высокие уровни IL-10 и цитотоксического антигена Т-лимфоцитов 4 (CTLA4), а также способствуют подавлению спонтанных Т-хелперных 2 (T_H2) клеточных реакций и контролю иммунного гомеостаза с комменсальными микроорганизмами. Клетки RORyt^-NRP1^-Treg составляют более 40% клеток Treg в тонком кишечнике и около 10% в толстой кишке. Они считаются клетками pTreg, которые индуцируются диетическими антигенами и играют решающую роль в подавлении иммунного ответа на диетические антигены. Третье подмножество - это GATA-связывающий белок 3 (GATA3)⁺ Treg-клетки, которые составляют около 15-20% кишечных Treg-клеток как в тонком кишечнике, так и в толстой кишке и которые экспрессируют Helios и NRP1; поэтому считается, что они являются тимусными Treg-клетками (tTreg). Клетки GATA3⁺ Treg экспрессируют ST2 (компонент рецепторного комплекса IL-33), что позволяет им быстро реагировать на IL-33. Интерлейкин IL-33 высвобождается из эпителиальных клеток кишечника (IEC) в установившемся состоянии, и его экспрессия значительно повышается при воспалительных состояниях. Интерлейкин IL-33 функционирует вместе с IL-2 для индуцирования экспрессии GATA3 в Treg-клетках. GATA3 повышает экспрессию FOXP3 и способствует пролиферации и поддержанию Treg-клеток. Клетки GATA3⁺ Treg экспрессируют высокие уровни OX40 и подавляют чрезмерное воспаление.

Специфическая роль клеток RORγt⁺ Treg также остается неясной, поскольку в различных исследованиях приводятся разные выводы. Одно сообщение показало, что чрезмерные опосредованные T_H2 клетками ответы были вызваны у мышей, лишенных этой специфической клеточной популяции (то есть мышей Foxp3^-Cre Rorcflox / flox)⁷⁰. Клетки RORγt⁺ Treg экспрессируют высокие уровни IRF4 и CTLA4, которые подавляют экспрессию CD80 и CD86 на дендритных клетках кишечника (DCs) и ингибируют избыточные ответы клеток T_H2⁷⁰. Это наблюдение согласуется с сообщениями, показывающими важную роль клеток pTreg, управляемых CNS1, в подавлении опосредованных T_H2 клетками ответов в кишечнике⁴⁷. Другое сообщение показало, что клетки RORγt⁺ Treg экспрессируют CCR6 и играют роль в подавлении клеток T_H17 в кишечнике⁷¹. Этот отчет также показал, что клетки RORγt⁺ Treg толстой кишки экспрессируют T-bet и CXCR3, тем самым подавляя опосредованные T_H1 клетками ответы. Хотя дальнейшие исследования оправданы, кишечные RORγt⁺ Treg-клетки могут выполнять различные функции в зависимости от воспалительных состояний.

Значительная часть клеток FOXP3⁺ Treg экспрессирует GATA3 в толстой кишке (∼15%) и в тонкой кишке (∼20%) 65 (рис. 3). Клетки GATA3⁺ Treg отличаются от клеток RORγt⁺ Treg, и большинство клеток GATA3⁺ Treg являются Helios⁺ и не подвержены влиянию отсутствия кишечной микробиоты, что позволяет предположить, что они в основном происходят из клеток tTreg⁷¹. Поскольку экспрессия GATA3 активируется за счет вовлечения TCR и поддерживается воздействием IL-2 (ссылка 65), вполне вероятно, что обилие антигенов и IL-2 в кишечнике способствует образованию клеток GATA3⁺Treg. GATA3-дефицитные Treg-клетки обладают нарушенной способностью накапливаться в кишечнике и поддерживать высокие уровни экспрессии FOXP3 в условиях воспаления⁶⁵. Клетки GATA3⁺ Treg в толстой кишке совместно экспрессируют IL-33 рецептор ST2 (также известный как IL-1RL1)⁷² (Рис. 3). IL-33 продуцируется эпителиальными клетками кишечника (IECs) на высоких уровнях в условиях воспаления и, вероятно, также на более низких уровнях в устойчивом состоянии. Стимуляция Treg-клеток с IL-33 вместе с вовлечением IL-2 и TCR индуцирует серин-фосфорилирование GATA3 (ссылка 72). Активированный GATA3 дополнительно усиливает экспрессию ST2 и FOXP3 и способствует пролиферации и поддержанию клеток Treg⁷². Клетки ST2⁺ Treg имеют активированный фенотип и экспрессируют высокие уровни OX40 (ссылка 72). OX40 необходим для накопления Treg-клеток в толстой кишке и для опосредованного Treg-клетками подавления эффекторных Т-клеток путем переноса CD4⁺CD45RB^hi Т-клеток в модели ВЗК⁷³. Таким образом, путь IL-33^-ST2^-GATA3 особенно функционирует в условиях воспаления, активируя клетки Treg и предотвращая чрезмерное воспаление.

RORγt^-NRP1^-FOXP3⁺ Treg-клетки представляют собой третью субпопуляцию Treg-клеток, которая в изобилии присутствует в собственныхз пластинках тонкой кишки (около 40%), но реже толстой кишки (около 10%)³⁵ (Рис. 3). На эту популяцию не влияет отсутствие кишечной микробиоты, но она исчезает у мышей без антигенов³⁵. Следовательно, эта популяция клеток, по-видимому, является клетками pTreg, индуцированными диетическими антигенами, и представляет собой субпопуляцию, которая отличается от клеток RORγt⁺ pTreg, индуцированных микробиотой, и отобранных самим антигеном клеток GATA3⁺ tTreg. Без этой популяции мыши демонстрируют повышенную восприимчивость к пищевой аллергии³⁵. Эти три субпопуляции Treg-клеток могут иметь комплементарные функции: RORγt⁺NRP1⁻ Treg-клетки опосредуют иммунную регуляцию против микробиоты в устойчивом состоянии, RORγt⁻NRP1⁻ Treg-клетки поддерживают гомеостаз для компонентов питания и GATA3⁺NRP1⁺ Treg-клетки функционируют в условиях воспаления.

Эффекторные Treg-клетки и IL-10⁺ Treg-клетки.

У людей популяция FOXP3^lowCD45RA⁺ включает в себя наивные клетки Treg, тогда как FOXP3^hiCD45RA⁻ популяция, как было показано, представляет собой активированные, окончательно дифференцированные и сильно супрессивные Treg-клетки и поэтому была названа эффекторными Treg-клетками^53,74. Мышиным аналогом человеческих эффекторных Treg-клеток было предложено считать CD44^hiCD62L^lowKLRG1⁺FOXP3⁺ клетки⁷⁴. В собственной пластинке толстой кишки почти все клетки Treg обнаруживают фенотип, подобный Treg-клеточному фенотипу CD44^hi эффекторных клеток⁷⁵. Было показано, что непрерывная передача сигналов через TCR и последующую экспрессию IRF4 необходима для поддержания клеток, подобных эффекторным клеткам Treg толстой кишки⁷⁵. Действительно, было показано, что индуцированная тамоксифеном Treg - специфическая делеция TCRa или IRF4 приводит к значительному снижению числа эффекторных Treg-клеток толстой кишки, в то время как наивные Treg-клетки CD44^lowCD62L^hi не были затронуты⁷⁵. Хотя первоначально было показано, что экспрессия IRF4 в Treg-клетках имеет решающее значение для ингибирования T_H2-клеточных реакций, как описано выше, в настоящее время считается, что IRF4 играет более широкую роль в контроле дифференцировки и функции эффекторных Treg-клеток^75,76.

Чтобы быть адаптированным к кишечной среде, высокая доля кишечных FOXP3⁺ эффекторных Treg-клеток конститутивно экспрессирует IL-10 (см. 20,77,78). Анализ IL-10-репортерных мышей показал, что клетки Helios⁻RORyt⁺FOXP3⁺ pTreg являются основными продуцентами этого цитокина в толстой кишке (рис. 3,4). IL-10, продуцируемый Treg-клетками, необходим для поддержания кишечного гомеостаза, поскольку Treg-специфическое нарушение Il10 приводит к развитию спонтанного колита²⁶.

IL-10 из Treg-клеток действует на миелоидные клетки для подавления ненужного воспаления через активацию STAT3, как показал анализ лизоцима M (LysM)-Cre Stat3^flox/flox мышей, который фенокопирует Il10−/− мышей и развивает спонтанный колит⁷⁹. В дополнение к миелоидным клеткам клетки T_H17 экспрессируют высокий уровень IL-10Rα. Сверхэкспрессия доминантно-негативной формы IL-10Rα специфически на Т-клетках приводит к аномальному увеличению клеток T_H17 в кишечнике после внутрибрюшинного введения CD3-специфического антитела для стимулирования пролиферации Т-клеток⁸⁰, что указывает на роль IL-10 в подавлении клеток T_H17. Напротив, делеция гена 3-фосфоинозитидзависимой протеинкиназы 1 (Pdk1) в Т-клетках ухудшает продукцию IL-10 Treg-клетками, что сопровождается резким увеличением числа CD8⁺γδТ-клеток⁸¹. Следовательно, IL-10 из клеток Treg необходим для подавления миелоидных клеток, γδ T-клеток и T_H17-клеток (рис. 4).

Рисунок 4. Клеточные и молекулярные механизмы индукции кишечных клеток pTreg.

Индукция периферически происходящих регуляторных T (pTreg) клеток в кишечнике зависит от передачи сигналов от кишечных эпителиальных клеток (IECs), макрофагов, CD103⁺ дендритных клеток (DCs) и врожденных лимфоидных клеток (ILCs). Эти клетки активируются в кишечной среде, в частности, кишечной микробиотой. Микробиота активирует IECs для индукции экспрессии индоламиновой 2,3-диоксигеназы (IDO), тимусного стромального лимфопоэтина (TSLP) и лигандов WNT, которые обусловливают DCs для экспрессии альдегиддегидрогеназы (ALDH), которая необходима для превращения витамина А в ретиноевую кислоту. Микробиота также активирует макрофаги через Toll-подобные рецепторы (TLR), чтобы продуцировать IL-1β, который индуцирует выработку колониестимулирующего фактора 2 (CSF2) с помощью RAR-связанных орфанных рецепторов γt (RORγt)⁺ группы 3 (ILC3s). CSF2 заставляет DCs продуцировать ALDH, интерлейкин-10 (IL-10) и трансформирующий фактор роста-β (TGFβ). Микробиота, особенно виды Clostridia, продуцирует короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs) путем ферментации пищевых волокон, которые поглощаются эпителиальными клетками толстой кишки, но также диффундируют через эпителий в собственную пластинку слизистой оболочки, где они могут опосредовать свое воздействие непосредственно на DCs и Т-клетки. SCFAs связывают GPR109A на DCs и индуцируют экспрессию ALDH. SCFAs также непосредственно воздействуют на Т-клетки через GPR43 или могут проникать в Т-клетки, где они функционируют в качестве ингибитора гистондеацетилазы (HDAC) для индуцирования дифференцировки и/или накопления Treg-клеток. Полисахарид A (PSA)-содержащие наружные мембранные везикулы (OMVs), высвобождаемые из Bacteroides fragilis, сигнализируют через Toll-подобный рецептор 2 (TLR2) на DCs, что приводит к экспрессии IL-10 через остановку роста и индуцируемую повреждением ДНК-активацию 45α (GADD45a). IL-10 действует на клетки Treg через рецептор IL-10 (IL-10R), который индуцирует преобразователь сигнала и активатор транскрипции 3 (STAT3) и экспрессии большего количества IL-10. Затем IL-10 подавляет клетки T-хелперные клетки 17 (T_H17), γδ T-клетки и активированные миелоидные клетки.

Экспрессия IL-10 в клетках Treg регулируется STAT3, а не FOXP3 (ссылка 82). Фактически, FOXP3 положительно регулирует только ограниченное количество генов, таких как Foxp3, Ctla4 и субъединица рецептора IL-2-α (Il2ra), и основная функция FOXP3 заключается в подавлении экспрессии многих других генов83. Специфический для Treg дефицит Stat3 приводит к снижению экспрессии IL-10, а также к ослабленной экспрессии CCR6, гранзима B и вируса Эпштейна-Барра 3 (EBI3; также известен как IL-27β), который является компонентом противовоспалительного цитокина IL-35 (ссылка 82). Поскольку передача сигналов IL-10R активирует STAT3, вполне вероятно, что петля прямой связи IL-10 функционирует в клетках Treg (рис. 4). Действительно, мыши с клетками Treg, лишенными Il10ra, демонстрируют фенотип, сходный с мышами с клетками Treg, дефицитными по STAT3; оба показывают значительно уменьшенную продукцию IL-10 из клеток Treg и развивают колит, опосредованный клетками T_H17, управляемыми комменсальной микробиотой^82,84. Важно отметить, что количество IL-10⁺ клеток Treg в собственной пластинке толстой кишки у мышей без микробов заметно снижается²⁰. Следовательно, вероятно, что регулируемая кишечной микробиотой сигнализация инициирует активацию STAT3 в клетках Treg для продукции IL-10, которая усиливает продукцию IL-10 клетками Treg, и что клетки IL-10⁺ Treg, в свою очередь, функционируют для подавления иммунных ответов на комменсальную микрофлору. Сообщалось, что в дополнение к STAT3 скоординированная активность IRF4 и B-лимфоцита, индуцирующего созревание белка 1 (BLIMP1; также известного как PRDM1), имеет решающее значение для регуляции продукции IL-10 клетками Treg⁷⁶. Следовательно, множественные сигнальные пути приводят к активации Il10 в клетках Treg.

Следует отметить, что у пациентов без функционального IL10R развивается тяжелый колит с более ранним началом и более высокой пенетрантностью, чем у пациентов с дефицитом FOXP3¹⁶. Абляция IL-10 в клетках Treg²⁶ приводит к спонтанному колиту, хотя и менее тяжелому, чем у мышей с клетками Treg, лишенными IL-10RA⁸⁴ или STAT3 (ссылка 82). Поэтому весьма вероятно, что IL-10 из клеток, не являющихся Treg, таких как макрофаги, регуляторные B-клетки или T-регуляторные клетки типа 1 (клетки T_R1), играет компенсаторную роль в поддержании кишечного иммунного гомеостаза.

Механизмы накопления клеток Treg

Как описано выше, в настоящее время имеются убедительные доказательства гетерогенности кишечных клеток Treg. В частности, кишечные Treg-клетки содержат популяцию pTreg-клеток, роль которой заключается в предотвращении воспалительных реакций против комменсальной микробиоты, диеты и других безвредных антигенов. Однако клеточные и молекулярные механизмы, лежащие в основе развития и функционального созревания клеток pTreg, подходящих для кишечной среды, до конца не изучены. Различные исследования показывают, что множественные механизмы задействованы для индукции кишечных pTreg-клеток.

Микробиота-опосредованное накопление клеток Treg.

Существует множество доказательств того, что кишечная микробиота влияет на количество, функцию и репертуар TCR клеток Treg толстой кишки. Было показано, что среди кишечной микробиоты чувствительные к ванкомицину и устойчивые к хлороформу спорообразующие элементы сильно индуцируют накопление клеток Treg толстой кишки20. Преобладающие виды в микробиоте, обладающие такими особенностями, относятся к классу Clostridia. На самом деле пероральное введение мышам без микробов смеси из 46 штаммов клостридий, которые первоначально были выделены из обработанного хлороформом фекального материала обычных мышей на основе их способности нормализовать размер увеличенной слепой кишки безмикробных мышей при переносе⁸⁵, приводит к сильной индукции клеток Treg толстой кишки²⁰ (табл.1). Аналогично мышино-ассоциированной смеси из 46 штаммов, 17 штаммов клостридий, выделенных из обработанного хлороформом образца стула здорового взрослого японского добровольца, обладают сильной способностью индуцировать Treg-клетки в толстой кишке мышей и крыс³⁴. Смесь 17 штаммов клостридий человеческого происхождения предпочтительно усиливает накопление Клостридийных антигенспецифичных клеток RORyt⁺Helios^- pTreg, а не клеток GATA3⁺ tTreg^34,70. Штаммы клостридий также могут способствовать экспрессии IL-10, CTLA4 и ICOS клетками Treg толстой кишки^20,34, а мыши с обильными штаммами клостридий в их кишечнике проявляют устойчивость к колиту, индуцированному декстраном сульфатом натрия (DSS) или обработкой оксазолоном^20,34. В дополнение к Treg-клеткам виды клостридий индуцируют IL-22-продуцирующие ILCs, которые помогают укрепить эпителиальный барьер для снижения проницаемости кишечника для пищевых белков²³. Таким образом, мыши, колонизированные устойчивой к хлороформу микробиотой, содержащей клостридий, демонстрируют подавленную реакцию IgE и IgG1 в модели пищевой аллергии²³. Клостридия-индуцированные Treg-клетки также способствуют выработке IgA в кишечнике, что способствует снижению поглощения слизистой оболочкой антигенов микробиоты, тем самым предотвращая системную активацию Т- клеток³¹. Кроме того, индуцированный IgA увеличивает разнообразие микробиоты, особенно среди видов Клостридий³⁰. Таким образом, виды клостридий индуцируют Treg-клетки, ILCs и IgA-продуцирующие клетки, которые, в свою очередь, поддерживают разнообразие микробиоты.

Таблица 1. Представители микробиоты, приводящие к накоплению клеток Treg в кишечнике

Бактериальные виды	Бактериальные факторы	Механизмы и вовлеченные клетки	Влияние на клетки Treg	Последствия, связанные с болезнью	Ref
Clostridia clusters VI, XIVa и XVIII (46 штаммов мышиных клостридий; 17 штаммов клостридий человеческого происхождения)	SCFAs	Экспрессия TGFβ и IDO с помощью IECs	Дифференциация, пролиферация и рекрутирование клеток Helios^-RORγt⁺ CTLA4^hiICOS^hi IL-10⁺ FOXP3⁺ CD4⁺ Treg в толстой кишке	Предотвращает: • TNBS-индуцированный колит • OVA-индуцированная диарея (модель пищевой аллергии) • CD4⁺ CD45RB^hi Т-клеточная модель колита • DSS-индуцированный колит • Оксазолон-индуцированный колит • Системный ответ IgE	20, 34, 70, 88
Устойчивые к хлороформу бактерии (в основном виды Clostridia)	SCFAs (в частности бутират)	Ингибирование HDAC в дифференцировке Treg клеток для повышения регуляции и стабилизации экспрессии Foxp3	Дифференциация клеток Helios^-NRP1^-RORγt⁺ FOXP3⁺ CD4⁺ Treg в толстой кишке	Предотвращает CD⁺CD45RB^hiТ-клеточный колит	70, 90
Виды клостридий и бифидобактерий неуточненные	SCFAs (в частности пропионат)	• Опосредованная GPR43 пролиферация и повышение супрессивной способности (включая продукцию IL-10) Treg- клеток • Усиление регуляции GPR15 на Treg-клетках • HDAC ингибирование на Treg-клетках	Пролиферация, усиление супрессивной способности и возвращение клеток Helios^-IL-10⁺ FOXP3⁺ CD4⁺ Treg в ободочную кишку	Предотвращает CD⁺CD45RB^hiТ-клеточный колит	89
Неопределенные	SCFAs (в частности бутират и пропионат)	Ингибирование HDAC и подавление провоспалительных цитокинов и экспрессии RELB в DC	Увеличение CNS1-зависимой дифференцировки клеток FOXP3⁺ CD4⁺ pTreg в толстой кишке	Не исследовано	91
Неопределенные	• Бутират • Ниацин	GPR109A-опосредованная экспрессия IL-10 и ALDH в DCs и макрофагах толстой кишки	Накопление клеток FOXP3⁺ CD4⁺ Treg и клеток T_R1 в толстой кишке	Предотвращает DSS-индуцированный колит	108
Clostridium butyricum	TLR2 лиганды	• Продукция IL-10 из макрофагов собственной пластинки через активацию TLR2 • Производство TGFβ1 из CD103⁺ DCs собственной пластинки	Дифференциация клеток IL-10⁺FOXP3⁺ CD4⁺ Treg в толстой кишке	Предотвращает DSS-индуцированный колит	130, 131
Faecalibacterium prausnitzii	Неопред.	Неопред.	Накопление клеток CD4⁺ CD8αα⁺ FOXP3^- T_R1 (в толстой кишке и периферической крови человека)	Предотвращает TNBS-индуцированный колит	86, 87
Bacteroides distasonis (ASF519), Lactobacillus murinus (ASF361), Lactobacillus acidophilus (ASF360), Mucispirillum schaedleri (ASF457) и Clostridium clostridioforme	TLR лиганды	Неопред.	Расширение популяции клеток толстой кишки CD103⁺Helios^-CD4⁺ CD25⁺FOXP3⁺ Treg	Предотвращает DSS-индуцированный колит	21
Clostridium ramosum	Неопред.	Неопред.	Накопление клеток Helios^-RORyt⁺FOXP3⁺CD4⁺ Treg в толстой кишке	Предотвращает TNBS-индуцированный колит	71
VSL#3 (B. breve, B. longum, B. infantis, L. acidophilus, L. plantarum, L. casei, L. bulgaricus и Streptococcus thermophiles)	Неопред.	Неопред.	Увеличение IL-10- и TGFβ-экспрессирующих Т-клеток	Предотвращает TNBS-индуцированный колит и аутоиммунный диабет (модель мыши NOD)	92, 132
Clostridium leptum	Неопред.	Неопред.	Увеличение CD4⁺ CD25⁺ FOXP3⁺ Treg клеток в селезенке и MLNs	Подавление аллергической реакции дыхательных путей на метахолин	133
Bacteroides fragilis	PSA	• Связанный с OMV PSA связывает TLR2 и индуцирует выработку IL-10 через GADD45α в DCs. • PSA активирует ICOSL на pDCs	IL-10⁺FOXP3⁺CD4⁺Treg клетки	Подавление TNBS-индуцированного колита	95, 134, 135
Неопределенные	Неопред.		Увеличение количества CD103⁺NRP^-Helios^-RORyt⁺FOXP3⁺CD4⁺ Tregклеток в толстой кишке	Подавление TNBS-индуцированного колита	71, 96
Bacteroides caccae	Неопред.	Неопред.	Увеличение клеток CD103⁺ NRP1^-FOXP3⁺ CD4⁺ Treg в толстой кишке	Не исследовано	96
L. reuteri	Неопред.	Неопред.	Увеличение FOXP3⁺CD4⁺Tregклеток в селезенке	Подавление гиперреактивности дыхательных путей	93
L. murinus	Неопред.	Продукция IL-10 и TGFβ в DCs	Увеличение IL-10-продуцирующих клеток FOXP3⁺ CD4⁺ Treg в толстой кишке	Подавление DSS колита и CD4⁺CD45RB^hi Т-клеточного индуцированного колита	94
L. rhamnosus	Неопред.	Неопред.	Увеличение клеток CD4⁺ CD25⁺ FOXP3⁺ Treg в селезенке	Подавление гиперреактивности дыхательных путей	136
Смесь 3-х штаммов Lactobacillus (L. paracasei, L. plantarum DSM15312 и DSM15313)	Неопред.	Неопред.	Увеличение CD4⁺ FOXP3⁺ Treg клеток в MLNs	Подавление EAE	137
Неопред.	TLR лиганды	Продукция IL-1β в макрофагах в ответ на лиганды TLR, что приводит к продукции CSF2 ILC3s	Увеличение клеток FOXP3⁺ CD4⁺ Treg в толстой кишке	Индукция оральной толерантности	122
Неопред.	TLR лиганды	TLR-лиганды непосредственно действуют на клетки Treg, а MYD88-зависимая передача сигналов в клетках Treg вызывает деметилирование CNS2 и стабильную экспрессию FOXP3	Поддержка FOXP3⁺ CD4⁺Treg клеток в толстой кишке	Подавление DSS колита	138
Неопред.	Витамин B9	Действует на клетки Treg через рецептор 4 фолиевой кислоты и индуцирует BCL-2.	Увеличение и поддержание клеток FOXP3⁺ CD4⁺ Treg в тонкой кишке	Подавление TNBS-индуцированного колита	103, 139
Helicobacter hepaticus (вместе с введением антитела, блокирующего IL-10R)	повреждение IEC	Производство IL-33 поврежденными IECs	ST2⁺GATA3⁺ Treg клеточное накопление	Подавление чрезмерного воспаления	72

Аббревиатуры: ALDH, альдегиддегидрогеназа; BCL-2, В-клеточная лимфома 2; CNS, консервативные некодирующие последовательности; CSF2, колониестимулирующий фактор 2; CTLA4, цитотоксический Т-лимфоцитарный антиген 4; DC, дендритная клетка; FOXP3, (forkhead box P3), также известный как скурфин; DSS, декстран сульфат натрия; EAE, экспериментальный аутоиммунный энцефаломиелит; GADD45α, Остановка роста и индуцируемый повреждением ДНК белок GADD45 альфа; GATA3, GATA-связывающий белок 3; GPR, G-белок-связанный рецептор; HDAC, гистоновая деацетилаза; ICOS, индуцибельный костимулятор Т-клеток; ICOSL, ICOs лиганд; IDO, индоламин 2,3-диоксигеназы; ILC3, тип 3 врожденные лимфоидные клетки; IEC, кишечная эпителиальная клетка; IL, интерлейкин; IL-10R, рецептор интерлейкина 10; MLN, брыжеечный лимфатический узел; NOD, диабетик без ожирения; NRP1, нейропилин 1; OMV, везикула наружной мембраны; OVA, овальбумин; pDC, плазмоцитоидная дендритная клетка; pT_reg cell, регуляторные Т-клетки периферического происхождения; PSA, полисахарид А; RORγt, связанный с рецептором ретиноевой кислоты орфанный рецептор γt; SCFA, короткоцепочечная жирная кислота; TGFβ, трансформирующий фактор роста-β; TLR, Toll-подобный рецептор; TNBS, тринитробензолсульфоновая кислота; T_R1, Т-регуляторные клетки типа 1; T_reg cell, регуляторные Т-клетки.

Вышеописанные комменсальные штаммы Treg-индуцирующих клеток принадлежат к кластерам Clostridia IV, XIVa и XVIII. Также было показано, что колонизация Clostridium ramosum (кластер XVIII) вызывает увеличение RORγt⁺ Treg⁷¹ (таблица 1). Faecalibacterium prausnitzii (группа IV) - это бактерия, которая живет у людей и составляет значительно меньшую долю сообщества фекальных микробиот у пациентов с болезнью Крона, чем у здоровых людей⁸⁶. Показано, что F. prausnitzii способствует накоплению IL-10-экспрессирующих CD4⁺ CD8αα⁺ регуляторных Т-клеток в толстой кишке и крови человека⁸⁷. Небольшой консорциум микроорганизмов, в том числе Bacteroides distasonis (измененная Schaedler флора 519 (ASF519)), Lactobacillus murinus (ASF361), Lactobacillus acidophilus (ASF360), Mucispirillum schaedleri (ASF457) и Clostridium clostridioforme (кластер Clostridia XIVa), также способен увеличивать количество клеток Treg в собственной пластинке толстой кишки мыши²¹, хотя колонизация только C. clostridioforme не может индуцировать клетки Treg²¹.

Точный механизм, с помощью которого Clostridia стимулируют индукцию клеток Treg толстой кишки, еще предстоит выяснить. Хотя Clostridia не придерживаются IECs (эпителиальных клеток), они колонизируют слой слизи вблизи эпителия и оказывают сильное влияние на IECs²⁰. Фактически, колонизация Clostridia увеличивает экспрессию TGFβ и индолеаминовой 2,3-диоксигеназы (IDO; важный триптофан-катаболизирующий иммунорегуляторный фермент) с помощью IECs²⁰, что может способствовать индукции de novo Treg-клеток. Виды Clostridia, по-видимому, действуют синергетически или аддитивно, стимулируя IECs и помогая поляризованным Т-клеткам превращаться в Treg-клетки, потому что в большинстве случаев колонизация одним видом неэффективна³⁴. Одним из предлагаемых механизмов действия является совместное производство короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs) путем ферментации пищевых волокон^{34,88,89,90,91}, хотя имеется противоречивая литература о роли SCFAs в опосредовании эффектов микробиоты на Treg-клетки⁷¹. SCFAs поглощаются эпителиальными клетками толстой кишки, а также диффундируют через эпителий в собственную пластинку толстой кишки, где они опосредуют свое воздействие непосредственно на DCs и T-клетки (см. Ниже) (рис. 4; табл. 1).

Индукция Treg-клеток также может быть активирована неклостридийными членами микробиоты; в частности, в этой активности участвуют лактобациллы и бифидобактерии (табл.1). Обработка мышей VSL # 3 (смесь из 8 штаммов видов Bifidobacterium, Lactobacillus и Streptococcus), Lactobacillus reuteri или Lactobacillus murinus увеличивает процент клеток Treg в кишечнике^92,93,94. Однако масштабы и механизмы индукции клеток Treg этими лактобациллами и бифидобактериями не были хорошо охарактеризованы. Bacteroides fragilis является одним из наиболее замечательных примеров комменсальных видов Bacteroides человека, которые могут способствовать функциональному созреванию клеток Treg у мышей. Моноколонизация B. fragilis повышает выработку IL-10 клетками Treg толстой кишки, и эта активность опосредуется бактериальным полисахаридом A (PSA)¹⁹ (рис. 4; табл. 1). B. fragilis высвобождает везикулы наружной мембраны (OMVs), содержащие PSA, которые поглощаются DCs собственной мембраны lamina propria и которые вызывают передачу сигналов через Toll-подобный рецептор 2 (TLR2), чтобы индуцировать продукцию IL-10 через остановку роста и индуцируемое повреждение ДНК 45α (GADD45α)⁹⁵. Затем полученный из DCs IL-10 воздействует на клетки Treg, заставляя их продуцировать IL-10. В дополнение к B. fragilis было показано, что несколько видов Bacteroides, включая Bacteroides caccae и Bacteroides thetaiotaomicron, индуцируют накопление FOXP3⁺ клеток, в частности клеток NRP1^-RORγt⁺ pTreg, в толстой кишке при моноколонизации у мышей^71,96.

В совокупности существует значительное совпадение между ответами на Clostridia и на виды Bacteroides, что указывает на сходимость различных путей в регуляции клеток Treg в кишечнике. Учитывая, что виды Clostridia и Bacteroides являются двумя видными представителями кишечной микробиоты млекопитающих, индукция и поддержание клеток Treg толстой кишки является распространенным и решающим механизмом для поддержания гомеостатических и полезных отношений между микробиотой и хозяином.

Диетические сигналы.

На развитие кишечных Treg-клеток влияют антигены (см. Выше) и несколько метаболитов, полученных из рациона. Ретиноевая кислота, метаболизируемая из пищевого витамина А альдегиддегидрогеназой (ALDH) в DCs собственной пластинки, играет решающую роль в дифференцировке и накоплении клеток Treg^38,97 (Рис. 1, 4). Ретиноевая кислота индуцирует дифференцировку клеток pTreg в сочетании с TGFβ^38,39. Кроме того, ретиноевая кислота усиливает экспрессию маркеров самонаведения кишечника, включая CCR9 и α4β7 интегрин, на клетках pTreg^39,98. Однако в сочетании с IL-15 ретиноевая кислота активирует DCs, чтобы продуцировать провоспалительные цитокины и отменять толерантность к диетическим антигенам⁹⁹. Следовательно, действие ретиноевой кислоты зависит от контекста и обеспечивает как противовоспалительное, так и провоспалительное действие. Двойная функция ретиноевой кислоты очень напоминает действие TGFβ, который также является критическим индуктором дифференцировки клеток pTreg, но может приводить к образованию клеток T_H17 в присутствии IL-6 (ссылка 100).

Витамин D3, полученный из рациона питания, метаболизируется до 1,25-дигидроксивитамина D3, который связывает ядерный рецептор витамина D в CD4⁺ Т-клетках, способствуя экспрессии FOXP3¹⁰¹. Витамин В9 (также известный как фолиевая кислота) - это водорастворимый витамин, полученный как из диеты, так и из комменсальных бактерий. Рецептор витамина В9 (рецептор фолиевой кислоты 4) высоко экспрессируется на Treg-клетках¹⁰² и поддерживает выживаемость клеток Treg толстой кишки, повышая уровень антиапоптотического фактора BCL-2 (ссылка 103). У мышей, которых кормили рационом с дефицитом витамина B9, наблюдалось избирательное снижение Т-клеток толстой кишки и более высокая чувствительность к колиту, вызванному тринитробензолсульфоновой кислотой (TNBS)¹⁰³.

Триптофан является незаменимой аминокислотой, содержащейся в различных продуктах питания. Триптофан метаболизируется в кинуренин под действием IDO в IECs и DCs и способствует развитию клеток Treg через арилуглеводородный рецептор¹⁰⁴ и другие механизмы. Кинуренин далее метаболизируется до кинуреновой кислоты, которая может функционировать в качестве агониста рецептора 35, связанного с G-белком (GPR35)¹⁰⁵. Следует отметить, что однонуклеотидный полиморфизм (SNP) в GPR35 вовлечен в ВЗК¹⁰⁶ человека. Другое производное триптофана, ниацин (также известный как витамин B3) также обладает противовоспалительными свойствами¹⁰⁷. Ниацин связывает GPR109A (также известный как HCAR2; кодируется Niacr1) на макрофагах толстой кишки и DCs и позволяет им индуцировать дифференцировку клеток Treg и клеток T_R1 в толстой кишке¹⁰⁸. Соответственно, мыши Niacr1^-/- (Niacr1-дефицитные) демонстрируют повышенную восприимчивость к колиту¹⁰⁸.

Пищевые волокна представляют собой сложные углеводы, которые могут ферментироваться определенными видами кишечных бактерий, в частности Clostridia и Bacteroides (рис. 4; табл. 1). SCFAs, такие как ацетат, бутират и пропионат, являются основными продуктами ферментации в кишечнике, особенно в толстой кишке. Собранные геномы 17 штаммов Clostridia, индуцирующих клетки Treg, содержат многочисленные гены, которые, как предсказывают, участвуют в биосинтезе SCFAs⁸⁸. Эти 17 штаммов преимущественно колонизируют толстую кишку, продуцируют SCFAs и стимулируют эпителиальные клетки толстой кишки, DC и T-клетки, что приводит к накоплению Treg-клеток толстой кишки³⁴. SCFAs модулируют функции клеток-хозяев путем ингибирования активности гистондеацетилазы (HDAC)^90,91 или посредством активации рецепторов, связанных с G-белком, таких как GPR43 (также известный как FFAR2) и GPR109A^89,108. SCFAs подавляют экспрессию RELB компонента ядерного фактора NF-κB и провоспалительных цитокинов в DCs посредством ингибирования HDAC, что способствует индукции Treg-клеток⁹¹. Бутират активирует сигнальные пути через GPR109A, чтобы индуцировать противовоспалительные гены в DCs, что приводит к дифференцировке клеток Treg и IL-10-продуцирующих клеток T_R1¹⁰⁸. SCFAs также могут напрямую стимулировать пролиферацию Treg-клеток посредством активации GPR43 (ссылка 89) и дифференцировки наивных CD4⁺ T-клеток в pTreg-клетки посредством ацетилирования гистона H3 CNS1 Foxp3 путем ингибирования HDAC⁹⁰ (фиг. 1, 4). Кроме того, SCFAs усиливают экспрессию GPR15, что способствует накоплению клеток Treg в толстой кишке^33,89. Таким образом, SCFAs индуцируют накопление клеток Treg в толстой кишке посредством множества механизмов.

Клеточные сигналы.

Дендритные клетки DCs собственной пластинки кишечника (Intestinal lamina propria), экспрессирующие CD103 (также известный как αE интегрин), представляют собой мигрирующие, мощные антиген-презентирующие клетки, которые могут распространять свои дендриты через слой IEC и захватывать люминальные антигены, подобно CX3 C-хемокиновому рецептору 1 (CX3 CR1)⁺ lamina propria макрофагов¹⁰⁹. CD103⁺ DCs также получают люминальные антигены с помощью уникальной транспортной системы через бокаловидные клетки¹¹⁰. Кроме того, грамотрицательные микроорганизмы высвобождают бактериальный антиген, содержащий OMVs, который получает доступ к IECs и DCs¹¹¹. CD103⁺ DCs экспрессируют интегрин avß8, который преобразует латентный TGFß в его активную форму¹¹², а также ALDH, который метаболизирует витамин А в ретиноевую кислоту^38,97 (рис. 4). В результате CD103⁺ DCs преимущественно способствуют генерации и самонаведению Treg-клеток в слизистую оболочку кишечника^38,97. CD103⁺ DCs можно дополнительно разделить на два подмножества на основе экспрессии CD11b (интегрина альфа-M). Истощение либо подмножества CD103⁺ CD11b⁺ DCs (из-за дефицита Notch2¹¹³, дефицита IRF4^114,115, либо трансгенной экспрессии субъединицы A дифтерийного токсина A, вызываемой промотором человеческого ланжерина (huLangerin-DTA)¹¹⁶), или подмножества CD103⁺ CD11b^-DCs (из-за BATF3 или дефицита IRF8^117,118) не влияет на частоту клеток Treg в собственной пластинке кишечника. Однако мыши, лишенные всех CD103⁺ DCs (Batf3^−/− мыши, скрещенные с мышами HuLangerin-DTA (т.е. с LC-дефицитными)), имеют значительное снижение пластинки тонкой кишки propria T¹¹⁶ . Таким образом, CD103⁺ CD11b⁺ и CD103⁺CD11b^- DC_s по отдельности избыточны, но вместе необходимы для индуцирования и/или поддержания Treg-клетоктонкого кишечника.

На способность кишечных DCs индуцировать клетки Treg влияет целый ряд местных факторов (рис. 4). Было показано, что конститутивная активация β-катенина необходима для усиления регуляции экспрессии генов ALDH и TGFβ в DCs собственной пластинки тонкой кишки и толстой кишки и для последующей индукции клеток Treg. WNT-лиганды вырабатываются окружающими клетками в кишечнике, в частности IECs, и постоянно стимулируют DCs через сигнальный путь WNT-Frizzled для активации β- катенина¹¹⁹. Тимический стромальный лимфопоэтин (TSLP) вырабатывается эпителиальными клетками толстой кишки в стационарных условиях в результате стимуляции кишечной микробиотой¹²⁰. DCs и CD4⁺ Т-клетки экспрессируют рецептор TSLP (TSLPR) и TSLP обусловливает DCs или действует непосредственно на CD4⁺ Т-клетки, способствуя пролиферации клеток Helios^-pTreg в толстой кишке^120,121. Действительно, накопление клеток Helios^-Treg было дефектным в толстой кишке мышей Tslpr^−/− и сопровождалось накоплением T_H17-клеток; однако эти наблюдения были сделаны на ASF-колонизированных Tslpr^−/− мышах, но не на SPF-мышах, что позволяет предположить, что путь TSLP–TSLPR активируется подмножеством кишечной микробиоты¹²⁰.

ILCs RORγt⁺ группа 3 (ILCs3) также влияют на функциональные характеристики DCs и количество клеток Treg в толстой кишке¹²². Стимулы из кишечной микробиоты, включая лиганды TLR, индуцируют продукцию IL-1β из макрофагов lamina propria, и продуцируемый IL-1β действует на соседние ILC3s , чтобы произвести колониестимулирующий фактор 2 (CSF2; также известный как GM-CSF)¹²². CSF2, продуцируемый ILC3s, затем действует на DC103⁺ DCs толстой кишки, чтобы усиливать активность ALDH и продукцию TGFβ и IL-10, тем самым кондиционируя DCs для индукции клеток Treg в толстой кишке (рис. 4).

Следовательно, в отличие от ранее предпочитаемой простой детерминированной модели, в которой предварительно запрограммированные для развития подмножества DCs диктуют поляризацию Т-клеток в кишечнике, генерация Treg-клеток включает в себя многочисленные механизмы, которые функционируют как внутренне, так и внешне. Вероятно, что макрофаги, ILCs и DCs стратегически расположены под IECs для определения типов и свойств внутрипросветных микроорганизмов, а также пищевых компонентов, чтобы координировать регуляцию гомеостаза Т-клеток в кишечнике. Хотя неясно, происходит ли дифференцировка клеток Treg толстой кишки в брыжеечных лимфатических узлах (MLNs) или локально в собственной пластинке толстой кишке, было показано, что дифференцировка клеток Treg в тонком кишечнике инициируется в MLN миграционными CD103⁺ DCs, после чего следует их миграция клеток Treg в собственную пластинку тонкой кишки, где они получают пролиферативные сигналы от резидентных CX3CR1⁺ макрофагов¹²³. Следовательно, стимулы в собственной пластинке кишечника и / или MLNs создают сложную клеточную и молекулярную среду, которая приводит к дифференцировке, стабилизации клонов, миграции, пролиферации и функциональному созреванию клеток Treg для поддержания иммунного гомеостаза кишечника (рис. 4).

Будущие перспективы для клинической трансляции

1280x1200

Дисбактериоз, вероятно, поражает Treg-клетки, что приводит к нарушению слизистых барьеров и, следовательно, к хроническому воспалению¹²⁴. Лечение дисбактериоза имеет важное терапевтическое значение для таких заболеваний, как ВЗК. Высокая эффективность трансплантации фекальной микробиоты (FMT) при инфекции Clostridium difficile доказала принципиальную возможность манипулирования микробиомом человека¹²⁵. Тем не менее, FMT создает несколько проблем, таких как риск заражения патогенами и принятие пациента. Более того, до настоящего времени FMT не помогал при лечении ВЗК¹²⁶. Поэтому идентификация и выделение ключевых микроорганизмов и малых молекул, ответственных за благотворное воздействие микробиоты, было бы идеальным решением проблемы дисбактериоза (восстановления пула Treg-клеток). В этом контексте члены микрогбиоты, индуцирующие клетки Treg, описанные в этом обзоре, открывают новые терапевтические возможности (таблица 1). Сообщалось, что кластеры Clostridia IV и XIVa и виды Bacteroides составляют уменьшенную долю кишечной микробиоты у пациентов с ВЗК¹²⁷, астмой¹²⁸ и рассеянным склерозом¹²⁹. Эти результаты свидетельствуют о том, что Clostridia, индуцирующая Treg-клетки, и/или терапия биологически активными добавками могут быть эффективным средством лечения нескольких иммунных расстройств. Дальнейшее понимание клеточных и молекулярных механизмов, ответственных за тканеспецифичное и адаптированное к условиям развитие стабильных популяций Treg-клеток в кишечнике, может обеспечить новые терапевтические возможности для многих воспалительных заболеваний.

См. дополнительно: Регуляторные Т-клетки - миротворцы иммунной системы

См. также:

Литература:

1. Xavier, R. J. & Podolsky, D. K. Unravelling the pathogenesis of inflammatory bowel disease. Nature 448, 427–434 (2007).

2. Maloy, K. J. & Powrie, F. Intestinal homeostasis and its breakdown in inflammatory bowel disease. Nature 474, 298–306 (2011).

3. Sakaguchi, S., Sakaguchi, N., Asano, M., Itoh, M. & Toda, M. Immunologic self-tolerance maintained by activated T cells expressing IL-2 receptor α-chains (CD25). Breakdown of a single mechanism of selftolerance causes various autoimmune diseases. J. Immunol. 155, 1151–1164 (1995).

4. Mottet, C., Uhlig, H. H. & Powrie, F. Cutting edge: cure of colitis by CD4+CD25+ regulatory T cells. J. Immunol. 170, 3939–3943 (2003).

5. Fontenot, J. D., Gavin, M. A. & Rudensky, A. Y. Foxp3 programs the development and function of CD4+CD25+ regulatory T cells. Nat. Immunol. 4, 330–336 (2003).

6. Hori, S., Nomura, T. & Sakaguchi, S. Control of regulatory T cell development by the transcription factor Foxp3. Science 299, 1057–1061 (2003).

7. Khattri, R., Cox, T., Yasayko, S. A. & Ramsdell, F. An essential role for Scurfin in CD4+CD25+ T regulatory cells. Nat. Immunol. 4, 337–342 (2003).

8. Brunkow, M. E. et al. Disruption of a new forkhead/ winged-helix protein, scurfin, results in the fatal lymphoproliferative disorder of the scurfy mouse. Nat. Genet. 27, 68–73 (2001).

9. Lahl, K. et al. Selective depletion of Foxp3+ regulatory T cells induces a scurfy-like disease. J. Exp. Med. 204, 57–63 (2007).

10. Fontenot, J. D. et al. Regulatory T cell lineage specification by the forkhead transcription factor foxp3. Immunity 22, 329–341 (2005).

11. Mayer, C. T. et al. Few Foxp3+ regulatory T cells are sufficient to protect adult mice from lethal autoimmunity. Eur. J. Immunol. 44, 2990–3002 (2014).

12. Chatila, T. A. et al. JM2, encoding a fork head-related protein, is mutated in X-linked autoimmunity-allergic disregulation syndrome. J. Clin. Invest. 106, R75–R81 (2000).

13. Bennett, C. L. et al. The immune dysregulation, polyendocrinopathy, enteropathy, X-linked syndrome (IPEX) is caused by mutations of FOXP3. Nat. Genet. 27, 20–21 (2001).

14. Wildin, R. S. et al. X-linked neonatal diabetes mellitus, enteropathy and endocrinopathy syndrome is the human equivalent of mouse scurfy. Nat. Genet. 27, 18–20 (2001).

15. Langer, L. F., Clay, T. M. & Morse, M. A. Update on anti-CTLA-4 antibodies in clinical trials. Expert Opin. Biol. Ther. 7, 1245–1256 (2007).

16. Glocker, E. O. et al. Inflammatory bowel disease and mutations affecting the interleukin-10 receptor. N. Engl. J. Med. 361, 2033–2045 (2009).

17. Groux, H. et al. A CD4+ T-cell subset inhibits antigenspecific T-cell responses and prevents colitis. Nature 389, 737–742 (1997).

18. Okamura, T. et al. TGF-β3-expressing CD4+CD25– LAG3+ regulatory T cells control humoral immune responses. Nat. Commun. 6, 6329 (2015).

19. Round, J. L. & Mazmanian, S. K. Inducible Foxp3+ regulatory T-cell development by a commensal bacterium of the intestinal microbiota. Proc. Natl Acad. Sci. USA 107, 12204–12209 (2010).

20. Atarashi, K. et al. Induction of colonic regulatory T cells by indigenous Clostridium species. Science 331, 337–341 (2011).

21. Geuking, M. B. et al. Intestinal bacterial colonization induces mutualistic regulatory T cell responses. Immunity 34, 794–806 (2011).

22. Weiss, J. M. et al. Neuropilin 1 is expressed on thymus-derived natural regulatory T cells, but not mucosa-generated induced Foxp3+ T reg cells. J. Exp. Med. 209, 1723–42 (2012).

23. Stefka, A. T. et al. Commensal bacteria protect against food allergen sensitization. Proc. Natl Acad. Sci. USA 111, 13145–13150 (2014).

24. Collison, L. W. et al. The inhibitory cytokine IL-35 contributes to regulatory T-cell function. Nature 450, 566–569 (2007).

25. Li, M. O., Wan, Y. Y. & Flavell, R. A. T cell-produced transforming growth factor-β1 controls T cell tolerance and regulates Th1- and Th17-cell differentiation. Immunity 26, 579–591 (2007).

26. Rubtsov, Y. P. et al. Regulatory T cell-derived interleukin-10 limits inflammation at environmental interfaces. Immunity 28, 546–558 (2008).

27. Wing, K. et al. CTLA-4 control over Foxp3+ regulatory T cell function. Science 322, 271–275 (2008).

28. Zheng, Y. et al. Regulatory T-cell suppressor program co-opts transcription factor IRF4 to control TH2 responses. Nature 458, 351–356 (2009).

29. Herman, A. E., Freeman, G. J., Mathis, D. & Benoist, C. CD4+CD25+ T regulatory cells dependent on ICOS promote regulation of effector cells in the prediabetic lesion. J. Exp. Med. 199, 1479–1489 (2004).

30. Kawamoto, S. et al. Foxp3+ T cells regulate immunoglobulin a selection and facilitate diversification of bacterial species responsible for immune homeostasis. Immunity 41, 152–165 (2014).

31. Cong, Y., Feng, T., Fujihashi, K., Schoeb, T. R. & Elson, C. O. A dominant, coordinated T regulatory cellIgA response to the intestinal microbiota. Proc. Natl Acad. Sci. USA 106, 19256–19261 (2009).

32. Maloy, K. J. et al. CD4+CD25+ TR cells suppress innate immune pathology through cytokine-dependent mechanisms. J. Exp. Med. 197, 111–119 (2003).

33. Kim, S. V. et al. GPR15-mediated homing controls immune homeostasis in the large intestine mucosa. Science 340, 1456–1459 (2013).

34. Atarashi, K. et al. Treg induction by a rationally selected mixture of Clostridia strains from the human microbiota. Nature 500, 232–236 (2013). References 19–21 and 34 show that commensal Clostridia and Bacteroides species can promote the accumulation of colonic Treg cells.

35. Kim, K. S. et al. Dietary antigens limit mucosal immunity by inducing regulatory T cells in the small intestine. Science 351, 858–663 (2016). This paper shows that a substantial proportion of the Treg cell population in the small intestines is induced by dietary antigens.

36. Curotto de Lafaille, M. A. & Lafaille, J. J. Natural and adaptive foxp3+ regulatory T cells: more of the same or a division of labor? Immunity 30, 626–635 (2009).

37. Curotto de Lafaille, M. A. et al. Adaptive Foxp3+ regulatory T cell-dependent and -independent control of allergic inflammation. Immunity 29, 114–126 (2008).

38. Coombes, J. L. et al. A functionally specialized population of mucosal CD103+ DCs induces Foxp3+ regulatory T cells via a TGF-β and retinoic aciddependent mechanism. J. Exp. Med. 204, 1757–1764 (2007).

39. Sun, C. M. et al. Small intestine lamina propria dendritic cells promote de novo generation of Foxp3 T reg cells via retinoic acid. J. Exp. Med. 204, 1775–1785 (2007).

40. Haribhai, D. et al. A requisite role for induced regulatory T cells in tolerance based on expanding antigen receptor diversity. Immunity 35, 109–122 (2011).

41. Thornton, A. M. et al. Expression of Helios, an Ikaros transcription factor family member, differentiates thymic-derived from peripherally induced Foxp3+ T regulatory cells. J. Immunol. 184, 3433–3441 (2010). This paper was the first to define Helios as a potential marker to distinguish pTreg cells and tTreg cells.

42. Yadav, M. et al. Neuropilin-1 distinguishes natural and inducible regulatory T cells among regulatory T cell subsets in vivo. J. Exp. Med. 209, 1713–1722 (2012).

43. Gottschalk, R. A., Corse, E. & Allison, J. P. Expression of Helios in peripherally induced Foxp3+ regulatory T cells. J. Immunol. 188, 976–980 (2012).

44. Zheng, Y. et al. Role of conserved non-coding DNA elements in the Foxp3 gene in regulatory T-cell fate. Nature 463, 808–812 (2010).

45. Tone, Y. et al. Smad3 and NFAT cooperate to induce Foxp3 expression through its enhancer. Nat. Immunol. 9, 194–202 (2008).

46. Xu, L. et al. Positive and negative transcriptional regulation of the Foxp3 gene is mediated by access and binding of the Smad3 protein to enhancer I. Immunity 33, 313–325 (2010).

47. Josefowicz, S. Z. et al. Extrathymically generated regulatory T cells control mucosal TH2 inflammation. Nature 482, 395–399 (2012). This paper shows that pTreg cells function to actively suppress mucosal TH2‑type inflammation at mucosal sites.

48. Lathrop, S. K. et al. Peripheral education of the immune system by colonic commensal microbiota. Nature 478, 250–254 (2011).

49. Cebula, A. et al. Thymus-derived regulatory T cells contribute to tolerance to commensal microbiota. Nature 497, 258–262 (2013).

50. Korn, L. L. et al. Regulatory T cells occupy an isolated niche in the intestine that is antigen independent. Cell Rep. 9, 1567–1573 (2014).

51. Nishio, J. et al. Requirement of full TCR repertoire for regulatory T cells to maintain intestinal homeostasis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 112, 12770–12775 (2015).

52. Feuerer, M. et al. Genomic definition of multiple ex vivo regulatory T cell subphenotypes. Proc. Natl Acad. Sci. USA 107, 5919–5924 (2010).

53. Miyara, M. et al. Functional delineation and differentiation dynamics of human CD4+ T cells expressing the FoxP3 transcription factor. Immunity 30, 899–911 (2009).

54. Murai, M., Krause, P., Cheroutre, H. & Kronenberg, M. Regulatory T-cell stability and plasticity in mucosal and systemic immune systems. Mucosal Immunol. 3, 443–449 (2010).

55. Tsuji, M. et al. Preferential generation of follicular B helper T cells from Foxp3+ T cells in gut Peyer’s patches. Science 323, 1488–1492 (2009).

56. Ohkura, N. et al. T cell receptor stimulation-induced epigenetic changes and Foxp3 expression are independent and complementary events required for Treg cell development. Immunity 37, 785–799 (2012).

57. Morikawa, H. et al. Differential roles of epigenetic changes and Foxp3 expression in regulatory T cellspecific transcriptional regulation. Proc. Natl Acad. Sci. USA 111, 5289–5294 (2014).

58. Ono, M. et al. Foxp3 controls regulatory T-cell function by interacting with AML1/Runx1. Nature 446, 685–689 (2007).

59. Feng, Y. et al. Control of the inheritance of regulatory T cell identity by a cis element in the Foxp3 locus. Cell 158, 749–763 (2014).

60. Li, X., Liang, Y., LeBlanc, M., Benner, C. & Zheng, Y. Function of a Foxp3 cis-element in protecting regulatory T cell identity. Cell 158, 734–748 (2014).

61. Yang, B. H. et al. Foxp3 T cells expressing RORγt represent a stable regulatory T-cell effector lineage with enhanced suppressive capacity during intestinal inflammation. Mucosal Immunol. 9, 444–457 (2016).

62. Sakaguchi, S., Vignali, D. A., Rudensky, A. Y., Niec, R. E. & Waldmann, H. The plasticity and stability of regulatory T cells. Nat. Rev. Immunol. 13, 461–467 (2013).

63. Miyao, T. et al. Plasticity of Foxp3+ T cells reflects promiscuous Foxp3 expression in conventional T cells but not reprogramming of regulatory T cells. Immunity 36, 262–275 (2012).

64. Koch, M. A. et al. The transcription factor T-bet controls regulatory T cell homeostasis and function during type 1 inflammation. Nat. Immunol. 10, 595–602 (2009).

65. Wohlfert, E. A. et al. GATA3 controls Foxp3+ regulatory T cell fate during inflammation in mice. J. Clin. Invest. 121, 4503–4515 (2011).

66. Rudra, D. et al. Transcription factor Foxp3 and its protein partners form a complex regulatory network. Nat. Immunol. 13, 1010–1019 (2012).

67. Yu, F., Sharma, S., Edwards, J., Feigenbaum, L. & Zhu, J. Dynamic expression of transcription factors T-bet and GATA-3 by regulatory T cells maintains immunotolerance. Nat. Immunol. 16, 197–206 (2015).

68. Chung, Y. et al. Follicular regulatory T cells expressing Foxp3 and Bcl-6 suppress germinal center reactions. Nat. Med. 17, 983–988 (2011).

69. Lochner, M. et al. Restricted microbiota and absence of cognate TCR antigen leads to an unbalanced generation of Th17 cells. J. Immunol. 186, 1531–1537 (2011).

70. Ohnmacht, C. et al. The microbiota regulates type 2 immunity through RORγt+ T cells. Science 349, 989–993 (2015).

71. Sefik, E. et al. Individual intestinal symbionts induce a distinct population of RORγ+ regulatory T cells. Science 349, 993–997 (2015). References 61, 70 and 71 show that a subset of intestinal Treg cells express RORγt and that their development is modulated by the microbiota.

72. Schiering, C. et al. The alarmin IL-33 promotes regulatory T-cell function in the intestine. Nature 513, 564–568 (2014).

73. Griseri, T., Asquith, M., Thompson, C. & Powrie, F. OX40 is required for regulatory T cell-mediated control of colitis. J. Exp. Med. 207, 699–709 (2010).

74. Liston, A. & Gray, D. H. Homeostatic control of regulatory T cell diversity. Nat. Rev. Immunol. 14, 154–165 (2014).

75. Levine, A. G., Arvey, A., Jin, W. & Rudensky, A. Y. Continuous requirement for the TCR in regulatory T cell function. Nat. Immunol. 15, 1070–1078 (2014).

76. Cretney, E. et al. The transcription factors Blimp-1 and IRF4 jointly control the differentiation and function of effector regulatory T cells. Nat. Immunol. 12, 304–311 (2011).

77. Maynard, C. L. et al. Regulatory T cells expressing interleukin 10 develop from Foxp3+ and Foxp3– precursor cells in the absence of interleukin 10. Nat. Immunol. 8, 931–941 (2007).

78. Kamanaka, M. et al. Expression of interleukin-10 in intestinal lymphocytes detected by an interleukin-10 reporter knockin tiger mouse. Immunity 25, 941–952 (2006).

79. Takeda, K. et al. Enhanced Th1 activity and development of chronic enterocolitis in mice devoid of Stat3 in macrophages and neutrophils. Immunity 10, 39–49 (1999).

80. Huber, S. et al. Th17 cells express interleukin-10 receptor and are controlled by Foxp3– and Foxp3+ regulatory CD4+ T cells in an interleukin-10-dependent manner. Immunity 34, 554–565 (2011).

81. Park, S. G. et al. T regulatory cells maintain intestinal homeostasis by suppressing γδ T cells. Immunity 33, 791–803 (2010).

82. Chaudhry, A. et al. CD4+ regulatory T cells control TH17 responses in a Stat3-dependent manner. Science 326, 986–991 (2009).

83. Marson, A. et al. Foxp3 occupancy and regulation of key target genes during T-cell stimulation. Nature 445, 931–935 (2007).

84. Chaudhry, A. et al. Interleukin-10 signaling in regulatory T cells is required for suppression of Th17 cell-mediated inflammation. Immunity 34, 566–578 (2011).

85. Itoh, K. & Mitsuoka, T. Characterization of clostridia isolated from faeces of limited flora mice and their effect on caecal size when associated with germ-free mice. Lab Anim. 19, 111–118 (1985).

86. Sokol, H. et al. Faecalibacterium prausnitzii is an anti-inflammatory commensal bacterium identified by gut microbiota analysis of Crohn disease patients. Proc. Natl Acad. Sci. USA 105, 16731–16736 (2008).

87. Sarrabayrouse, G. et al. CD4CD8αα lymphocytes, a novel human regulatory T cell subset induced by colonic bacteria and deficient in patients with inflammatory bowel disease. PLoS Biol. 12, e1001833 (2014).

88. Narushima, S. et al. Characterization of the 17 strains of regulatory T cell-inducing human-derived Clostridia. Gut Microbes 5, 333–339 (2014).

89. Smith, P. M. et al. The microbial metabolites, shortchain fatty acids, regulate colonic Treg cell homeostasis. Science 341, 569–573 (2013).

90. Furusawa, Y. et al. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature 504, 446–450 (2013).

91. Arpaia, N. et al. Metabolites produced by commensal bacteria promote peripheral regulatory T-cell generation. Nature 504, 451–455 (2013). References 89, 90 and 91 identify SCFAs as strong inducers of colonic Treg cells.

92. Di Giacinto, C., Marinaro, M., Sanchez, M., Strober, W. & Boirivant, M. Probiotics ameliorate recurrent Th1-mediated murine colitis by inducing IL-10 and IL-10-dependent TGFβ-bearing regulatory cells. J. Immunol. 174, 3237–3246 (2005).

93. Karimi, K., Inman, M. D., Bienenstock, J. & Forsythe, P. Lactobacillus reuteri-induced regulatory T cells protect against an allergic airway response in mice. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 179, 186–193 (2009).

94. Tang, C. et al. Inhibition of dectin-1 signaling ameliorates colitis by inducing Lactobacillus-mediated regulatory T cell expansion in the intestine. Cell Host Microbe 18, 183–197 (2015).

95. Shen, Y. et al. Outer membrane vesicles of a human commensal mediate immune regulation and disease protection. Cell Host Microbe 12, 509–520 (2012).

96. Faith, J. J., Ahern, P. P., Ridaura, V. K., Cheng, J. & Gordon, J. I. Identifying gut microbe-host phenotype relationships using combinatorial communities in gnotobiotic mice. Sci. Transl Med. 6, 220ra11 (2014).

97. Mucida, D. et al. Reciprocal TH17 and regulatory T cell differentiation mediated by retinoic acid. Science 317, 256–260 (2007).

98. Kang, S. G., Lim, H. W., Andrisani, O. M., Broxmeyer, H. E. & Kim, C. H. Vitamin A metabolites induce gut-homing FoxP3+ regulatory T cells. J. Immunol. 179, 3724–3733 (2007).

99. DePaolo, R. W. et al. Co-adjuvant effects of retinoic acid and IL-15 induce inflammatory immunity to dietary antigens. Nature 471, 220–224 (2011).

100. Bettelli, E. et al. Reciprocal developmental pathways for the generation of pathogenic effector TH17 and regulatory T cells. Nature 441, 235–238 (2006).

101. Kang, S. W. et al. 1,25-Dihyroxyvitamin D3 promotes FOXP3 expression via binding to vitamin D response elements in its conserved noncoding sequence region. J. Immunol. 188, 5276–5282 (2012).

102. Yamaguchi, T. et al. Control of immune responses by antigen-specific regulatory T cells expressing the folate receptor. Immunity 27, 145–159 (2007).

103. Kinoshita, M. et al. Dietary folic acid promotes survival of Foxp3+ regulatory T cells in the colon. J. Immunol. 189, 2869–2878 (2012).

104. Mezrich, J. D. et al. An interaction between kynurenine and the aryl hydrocarbon receptor can generate regulatory T cells. J. Immunol. 185, 3190–3198 (2010).

105. Wang, J. et al. Kynurenic acid as a ligand for orphan G protein-coupled receptor GPR35. J. Biol. Chem. 281, 22021–22028 (2006).

106. Jostins, L. et al. Host-microbe interactions have shaped the genetic architecture of inflammatory bowel disease. Nature 491, 119–124 (2012).

107. Zandi-Nejad, K. et al. The role of HCA2 (GPR109A) in regulating macrophage function. FASEB J. 27, 4366–4374 (2013).

108. Singh, N. et al. Activation of Gpr109a, receptor for niacin and the commensal metabolite butyrate, suppresses colonic inflammation and carcinogenesis. Immunity 40, 128–139 (2014).

109. Farache, J. et al. Luminal bacteria recruit CD103+ dendritic cells into the intestinal epithelium to sample bacterial antigens for presentation. Immunity 38, 581–595 (2013).

110. McDole, J. R. et al. Goblet cells deliver luminal antigen to CD103+ dendritic cells in the small intestine. Nature 483, 345–349 (2012).

111. Hickey, C. A. et al. Colitogenic Bacteroides thetaiotaomicron antigens access host immune cells in a sulfatase-dependent manner via outer membrane vesicles. Cell Host Microbe 17, 672–680 (2015).

112. Travis, M. A. et al. Loss of integrin αvβ8 on dendritic cells causes autoimmunity and colitis in mice. Nature 449, 361–365 (2007).

113. Lewis, K. L. et al. Notch2 receptor signaling controls functional differentiation of dendritic cells in the spleen and intestine. Immunity 35, 780–791 (2011).

114. Persson, E. K. et al. IRF4 transcription-factordependent CD103+CD11b+ dendritic cells drive mucosal T helper 17 cell differentiation. Immunity 38, 958–969 (2013).

115. Schlitzer, A. et al. IRF4 transcription factor-dependent CD11b+ dendritic cells in human and mouse control mucosal IL-17 cytokine responses. Immunity 38, 970–983 (2013).

116. Welty, N. E. et al. Intestinal lamina propria dendritic cells maintain T cell homeostasis but do not affect commensalism. J. Exp. Med. 210, 2011–2024 (2013).

117. Edelson, B. T. et al. Peripheral CD103+ dendritic cells form a unified subset developmentally related to CD8α+ conventional dendritic cells. J. Exp. Med. 207, 823–836 (2010).

118. Ginhoux, F. et al. The origin and development of nonlymphoid tissue CD103+ DCs. J. Exp. Med. 206, 3115–3130 (2009).

119. Manicassamy, S. et al. Activation of β-catenin in dendritic cells regulates immunity versus tolerance in the intestine. Science 329, 849–853 (2010).

120. Mosconi, I. et al. Intestinal bacteria induce TSLP to promote mutualistic T-cell responses. Mucosal Immunol. 6, 1157–1167 (2013).

121. Rimoldi, M. et al. Intestinal immune homeostasis is regulated by the crosstalk between epithelial cells and dendritic cells. Nat. Immunol. 6, 507–514 (2005).

122. Mortha, A. et al. Microbiota-dependent crosstalk between macrophages and ILC3 promotes intestinal homeostasis. Science 343, 1249288 (2014).

123. Hadis, U. et al. Intestinal tolerance requires gut homing and expansion of FoxP3+ regulatory T cells in the lamina propria. Immunity 34, 237–246 (2011).

124. Honda, K. & Littman, D. R. The microbiome in infectious disease and inflammation. Annu. Rev. Immunol. 30, 759–795 (2012).

125. van Nood, E. et al. Duodenal infusion of donor feces for recurrent Clostridium difficile. N. Engl. J. Med. 368, 407–415 (2013). This randomized study shows the high therapeutic efficacy of FMT for C. difficile infection.

126. Kump, P. K. et al. Alteration of intestinal dysbiosis by fecal microbiota transplantation does not induce remission in patients with chronic active ulcerative colitis. Inflamm. Bowel Dis. 19, 2155–2165 (2013).

127. Frank, D. N. et al. Molecular-phylogenetic characterization of microbial community imbalances in human inflammatory bowel diseases. Proc. Natl Acad. Sci. USA 104, 13780–13785 (2007).

128. Arrieta, M. C. et al. Early infancy microbial and metabolic alterations affect risk of childhood asthma. Sci. Transl Med. 7, 307ra152 (2015).

129. Miyake, S. et al. Dysbiosis in the gut microbiota of patients with multiple sclerosis, with a striking depletion of species belonging to Clostridia XIVa and IV clusters. PLoS ONE 10, e0137429 (2015).

130. Kashiwagi, I. et al. Smad2 and Smad3 inversely regulate TGF-β autoinduction in Clostridium butyricum-activated dendritic cells. Immunity 43, 65–79 (2015).

131. Hayashi, A. et al. A single strain of Clostridium butyricum induces intestinal IL-10-producing macrophages to suppress acute experimental colitis in mice. Cell Host Microbe 13, 711–722 (2013).

132. Calcinaro, F. et al. Oral probiotic administration induces interleukin-10 production and prevents spontaneous autoimmune diabetes in the non-obese diabetic mouse. Diabetologia 48, 1565–1575 (2005).

133. Li, Y. N. et al. Effect of oral feeding with Clostridium leptum on regulatory T-cell responses and allergic airway inflammation in mice. Ann. Allergy Asthma Immunol. 109, 201–207 (2012).

134. Round, J. L. et al. The Toll-like receptor 2 pathway establishes colonization by a commensal of the human microbiota. Science 332, 974–977 (2011).

135. Dasgupta, S., Erturk-Hasdemir, D., Ochoa-Reparaz, J., Reinecker, H. C. & Kasper, D. L. Plasmacytoid dendritic cells mediate anti-inflammatory responses to a gut commensal molecule via both innate and adaptive mechanisms. Cell Host Microbe 15, 413–423 (2014).

136. Jang, S. O. et al. Asthma prevention by Lactobacillus Rhamnosus in a mouse model is associated with CD4+CD25+Foxp3+ T Cells. Allergy Asthma Immunol. Res. 4, 150–156 (2012).

137. Lavasani, S. et al. A novel probiotic mixture exerts a therapeutic effect on experimental autoimmune encephalomyelitis mediated by IL-10 producing regulatory T cells. PLoS ONE 5, e9009 (2010).

138. Wang, S. et al. MyD88 adaptor-dependent microbial sensing by regulatory T cells promotes mucosal tolerance and enforces commensalism. Immunity 43, 289–303 (2015).

139. Kunisawa, J., Hashimoto, E., Ishikawa, I. & Kiyono, H. A pivotal role of vitamin B9 in the maintenance of regulatory T cells in vitro and in vivo. PLoS ONE 7, e32094 (2012).

Будьте здоровы!

Перейти к ссылкам к основным разделам