Микробиом кишечника человека и заболевания печени: от корреляции к причинно-следственной связи

Микробиом кишечника человека и заболевания печени: от корреляции к причинно-следственной связи

Резюме

Важная роль микробиоты кишечника человека в заболеваниях печени уже давно доказана дисбактериозом и транслокацией определенных микробов из кишечника в печень. С развитием высокопроизводительного секвенирования ДНК возрастает сложность и целостность микробиома кишечника во всем спектре заболеваний печени. Определенные образцы микробиоты кишечника были выявлены при заболеваниях печени с различными причинами, включая алкогольные, безалкогольные и вирусные заболевания печени, или даже на разных стадиях, начиная от стеатогепатита, фиброза, цирроза и заканчивая гепатоцеллюлярной карциномой. В то же время механизм того, как микробиота способствует заболеваниям печени, выходит за рамки традиционной функции оси кишечник–печень, что может привести к повреждению печени и воспалению. С применением протеомики, метаболомики и современных молекулярных технологий в патогенезе печени появляется больше микробных метаболитов и сложное взаимодействие микробиоты с иммунитетом хозяина. Свободные от микробов животные модели служат рабочей лошадкой для проверки функции микробиоты и ее производных на моделях заболеваний печени. Здесь мы рассматриваем текущие данные о связи между микробиотой кишечника и заболеваниями печени, а также механизмами, лежащими в основе этого фенотипа. В дополнение к исходным заболеваниям печени микробиота кишечника также может влиять на повреждение печени при системных заболеваниях, затрагивающих несколько органов, как в случае COVID-19 в тяжелом состоянии. Лучшее понимание вклада кишечных микробов в заболевания печени может помочь нам получить больше пользы от этих отношений гость-хозяин и проложить путь к новым методам лечения.

1. Введение

Микробиота кишечника человека содержит триллионы микробов, которые способствуют здоровью и болезням человека различными путями. Недавние исследования обнаружили множество новых функций кишечной микробиоты, связывающей кишечник с печенью [1,2,3]. С развитием высокопроизводительного секвенирования, включая метагеномику, метатранскриптомику, метаболомику, протеомику и культуромику, такие постоянно меняющиеся технологии открывают невероятно разнообразный микробиом у людей, как в кишечнике, так и во внекишечных органах, взаимодействующих с кишечником. (рис. 1). Исследования на людях продемонстрировали изменения состава микробиоты при заболеваниях по сравнению со здоровьем, включая те, которые интенсивно изучаются при воспалительных заболеваниях кишечника (ВЗК), раке толстой кишки, диабете и относительно меньше при заболеваниях печени [4]. Однако были предприняты значительные усилия для выяснения причинно-следственной связи между микробиотой и патогенезом заболевания. В этом обзоре мы сосредоточены на недавнем прогрессе в нашем восприятии того, как микробиота кишечника способствует хроническим заболеваниям печени.

Рисунок 1. Развитие технологий и доступность набора инструментов облегчили восприятие и использование кишечной микробиоты при заболеваниях печени. Multi-omics позволяет исследовать сложность и целостность микробиома кишечника при ряде заболеваний печени. Модели мышей служат проводящим инструментом в механистических исследованиях, особенно недавно разработанные гуманизированные мыши, которые напоминают человека во многих аспектах, включая генетические, иммунологические и микробиологические факторы. Исследования на людях показывают связь между микробиотой и заболеваниями печени, что является конечной целью изучения микробиоты. Испытания на людях также имеют решающее значение для окончательного тестирования профилактического и терапевтического потенциала микробиоты при заболеваниях.

Заболевания печени вызывают около 2 миллионов смертей в год во всем мире [5], причем цирроз и гепатоцеллюлярная карцинома являются ведущими причинами смертности и мобильности. Хроническое заболевание печени возникает в результате различной этиологии, включая вирусную инфекцию, алкогольную болезнь печени (ALD) и неалкогольную жировую болезнь печени (НАЖБП). Хроническое повреждение печени может вызвать фиброз и цирроз печени с высоким риском гепатоцеллюлярной карциномы. Почти 75% кровоснабжения печени поступает из воротной вены, которая состоит из крови кишечника и селезенки. Эта особая физиологическая конструкция печени обеспечивает ее постоянное взаимодействие с кишечными микроорганизмами и их метаболитами. Накапливающиеся данные продемонстрировали сложную связь между микробиотой кишечника и исходами хронического заболевания печени [6,7,8,9]. Было показано, что кишечная микробиота влияет на заболевания печени, производя продукты обмена и модулируя иммунные ответы хозяина [10,11,12]. Совсем недавно были изучены изменения микробиоты кишечника у пациентов с COVID-19 [13]. Сообщается, что острое повреждение печени является обычным явлением, около 70%, у пациентов с положительным результатом теста на SARS-CoV-2 [14]. Возможный вклад микробиоты кишечника в повреждение печени, вызванное COVID-19, заслуживает дальнейшего анализа.

Замечательные успехи в понимании микробиоты и заболеваний печени были достигнуты за последние десятилетия. Основываясь на передовых технологиях, мы ожидаем, что наше понимание взаимодействия между хозяином и микробом будет продолжать расти в ближайшие годы. Между тем, предполагается развитие микробной диагностики и терапии для исследования и лечения заболеваний печени [15,16,17]. Здесь мы в первую очередь рассматриваем основные клинические и доклинические исследования, чтобы выявить связь между микробиотой кишечника и различными заболеваниями печени. Затем мы исследуем доказательства основного механизма действия микробиоты кишечника на функцию печени с двух основных точек зрения: калибровка иммунитета и регуляция метаболизма.

2. Клинические данные об изменениях микробиоты при заболеваниях печени.

2.1. НАЖБП

НАЖБП включает широкий спектр заболеваний печени, от стеатоза до неалкогольного стеатогепатита (НАСГ), фиброза и цирроза печени. Патологический процесс НАСГ был впервые предложен как результат «двух ударов», которые представлены стеатозом печени и перекисным окислением липидов [18]. Позже эта теория превратилась в «множественные попадания», включающие сигналы, поступающие из кишечника или жировой ткани, такие как эндотоксин, адипонектин, IL-6 и TNFα [19]. Помимо диетических и генетических факторов, микробиота кишечника была продемонстрирована как важный новый фактор в патогенезе заболевания, участвующий во всех аспектах «множественных ударов» [19,20].

Ранней модальностью заболевания, приводящей к НАСГ, является стеатоз печени, который рассматривается как печеночное проявление метаболического синдрома. Микробиота кишечника связана с множеством метаболических нарушений со специфическими признаками заболевания [21,22,23,24,25]. Бактериальное богатство обратно пропорционально фенотипам, связанным с метаболизмом. Лица с низким бактериальным богатством имели более высокие шансы на инсулинорезистентность, дислипидемию и воспалительный фенотип [21]. Уменьшение доли Bacteroides наблюдалось у лиц с ожирением по сравнению с худыми [26], хотя этот результат не согласуется во всех исследованиях [27]. Кроме того, сообщалось, что Bacteroides vulgatus влияет на метаболом сыворотки и ассоциируется с инсулинорезистентностью [28], а Bacteroides spp. был связан со стеатозом печени [10]. Эти данные предполагают разностороннюю роль кишечных микробов в различных заболеваниях со схожими патологиями печени.

Более десяти лет назад систематический анализ кишечной микробиоты проводился при жировой болезни печени [20]. Связь между микробиотой и НАСГ была обнаружена в различных популяционных когортах. В педиатрической когорте НАСГ Zhu et al. наблюдали значительное увеличение семейства Enterobacteriaceae, сопровождаемое увеличением концентрации алкоголя в крови, по сравнению с контрольными людьми с ожирением и здоровыми [29]. Ввиду того, что Enterobacteriaceae могут продуцировать токсичный для печени этанол, это свидетельство предложило основанный на микробиоме механизм для объяснения гистологического сходства между НАСГ и алкогольным гепатитом. Напротив, в другой когорте подростков с НАЖБП и здоровой контрольной группе Mouzaki et al. не обнаружили статистических различий по Escherichia coli между двумя группами [30]. Кроме того, они обнаружили уменьшение фекальных Bacteroidetes при НАСГ по сравнению с простым стеатозом и здоровым контролем, что согласуется с открытиями у пациентов с ожирением [26]. В соответствии с этими выводами, увеличенное количество Bacteroidetes и уменьшенное количество Firmicutes были связаны с улучшением стеатоза печени в продольном исследовании [31]. Однако в группе пациентов с НАЖБП с подтвержденной биопсией Boursier et al. наблюдали более высокое содержание Bacteroides у пациентов с НАСГ и фиброзом по сравнению с пациентами без НАСГ, что позволяет предположить связь между Bacteroides и тяжестью заболевания [7]. Недавно было обнаружено, что Klebsiella pneumoniae с высоким содержанием алкоголя связана с пациентами с НАЖБП в китайской когорте [32]. Опять же, эти данные подтверждают, что изменение микробиома кишечника способствует развитию НАЖБП из-за избыточного производства эндогенного алкоголя. Другие исследования, которые не обнаружили существенных различий на уровне типов, задокументировали изменения на уровне класса или рода [33,34]. Расхождения в этих исследованиях могут быть результатом небольшого количества субъектов исследования, внутренних и внешних факторов хозяина, включая возраст, пол, ИМТ, экологические, географические и диетические факторы, и даже различия в методологии. Несмотря на эти различные результаты, корреляция микробиоты и НАСГ хорошо известна.

Недавно перекрестные помехи между микробиомом и человеком-хозяином были всесторонне исследованы путем интеграции метагенома, метаболома и печеночного транскриптома, а также клинических характеристик [10]. Было обнаружено, что снижение богатства микробных генов является индикатором вредных изменений. Была предложена более сложная модель для объяснения взаимодействия микробиома и хозяина, включая метаболизм и иммунные ответы. Например, было обнаружено, что микробные метаболиты, такие как фенилуксусная кислота (PAA), и микробные продукты, такие как липополисахарид (LPS), способствуют накоплению липидов в печени и вызывают воспаление гепатоцитов [10]. Дальнейшие исследования показали, что Proteobacteria, Actinobacteria и Verrucomicrobia положительно связаны со стеатозом печени, тогда как Firmicutes и Euryarchaeota отрицательно связаны со стеатозом печени [10]. В целом микробные изменения у пациентов с заболеваниями печени обобщены в таблице 1.

Используя модели животных без микробов (GF), накапливаются данные, свидетельствующие о причинном влиянии микробиоты на патогенез метаболических заболеваний. Мыши, свободные от микробов, были защищены от ожирения, вызванного диетой с высоким содержанием жиров (HFD), и конвенционализация мышей GF приводит к увеличению содержания жира в организме и резистентности к инсулину [35,36]. Более поздний анализ показал, что микробиом с ожирением может увеличить сбор энергии из рациона. Этот признак передается через колонизацию стерильных (безмикробных) мышей кишечной микробиотой мышей с ожирением (мышей ob/ob) [37,38]. Более того, состав микробиома кишечника может влиять на реакцию мышей на HFD, что проявляется в изменении уровня глюкозы в крови и концентрации провоспалительных цитокинов в плазме. Трансплантация микробиоты от мышей на высокожировой диете с гипергликемией и более высоким уровнем системного воспаления может вызвать тот же фенотип у мышей-реципиентов [39]. Микробиом фекалий пациентов со стеатозом печени также может вызывать стеатоз у мышей-реципиентов [10], что еще больше усиливает значение микробиоты в патогенезе НАЖБП.

Таблица 1. Важные исследования микробиома человека и заболеваний печени

2.2. ALD (алкогольная болезнь печени)

Доказано, что алкоголь является гепатотоксином, и алкогольная болезнь печени остается наиболее распространенным типом хронического заболевания печени во всем мире [45]. Патогенез ALD включает токсичность ацетальдегида, стеатоз печени и воспаление. Другие факторы, как генетические, так и негенетические, вносят вклад в индивидуальные различия в развитии болезни. Среди них микробиота кишечника играет решающую роль в повреждении печени, вызванном алкоголем. Злоупотребление алкоголем приводит к избыточному бактериальному росту, дисбактериозу и дисфункции кишечного барьера. Последующая транслокация бактериальных продуктов через воротную вену стимулирует воспаление и метаболические нарушения в печени [46].

Дисбактериоз относится к дисбалансу микробов в кишечнике. Пионерское исследование сравнивало типы и количество бактерий в аспирате из тощей кишки пациентов, злоупотребляющих и не злоупотребляющих алкоголем, и выявило увеличение количества как анаэробных, так и аэробных микроорганизмов, что указывает на роль избыточного бактериального роста в патогенезе хронического злоупотребления алкоголем. [47]. Позже в исследовании, сравнивавшем микробиом толстой кишки, связанный со слизистой оболочкой, у алкоголиков с ALD или без нее и здоровых людей из контрольной группы, наблюдался дисбактериоз кишечного микробиома в подгруппе алкоголиков с более низким содержанием Bacteroidetes и более высоким содержанием Proteobacteria [40]. Измененный микробиом кала также был продемонстрирован при циррозе, связанном с ALD, по сравнению со здоровыми людьми [41,48].

Мышиные модели алкогольной болезни печени также показали избыточный бактериальный рост в кишечнике и кишечный дисбактериоз у мышей, получавших алкоголь [49]. Более того, по сравнению с обычными мышами, мыши без микробов показали меньшее повреждение печени после употребления алкоголя [50], что подтверждает критическую роль кишечного микробиома в развитии заболеваний печени. Причинное влияние микробиоты на ALD было предложено на основе теории «дырявого кишечника». Кишечный барьер состоит из слоя слизи, физической целостности и иммунной защиты. Повышенная кишечная проницаемость была описана у пациентов с ALD [51]. С помощью теста на абсорбцию хрома-51 у пациентов, не находящихся в состоянии алкогольного опьянения, Bjarnason et al. обнаружили более высокую кишечную проницаемость по сравнению с контролем [52]. У алкоголиков с хроническим заболеванием печени путем измерения экскреции с мочой лактулозы и маннита после перорального приема Keshavarzian et al. наблюдали повышенную кишечную проницаемость по сравнению с алкоголиками без заболевания печени и неалкоголиками с заболеванием печени [53]. Фенотип «дырявого» кишечника также подтверждается моделями на животных как острого, так и хронического введения этанола [54]. Острое употребление алкоголя у крыс могло увеличить проницаемость толстой кишки в течение 24 часов и было связано со значительной эндотоксемией [55]. Десять недель приема алкоголя через желудочный зонд также вызвали неплотность кишечника у крыс, что привело к эндотоксемии и повреждению печени [56]. Имеющиеся данные указывают на то, что вызванная алкоголем неплотность кишечника и эндотоксемия возникают до стеатогепатита, выступая в качестве триггера алкогольного стеатогепатита (АСГ) [57].

Дальнейший анализ обнаружил отрицательную связь между употреблением алкоголя и экспрессией определенного бактерицидного белка в организме хозяина, которую можно частично обратить вспять с помощью лечения пребиотиками. Было показано, что другие манипуляции, такие как лечение пектином и трансплантация фекальной микробиоты (FMT), способны предотвратить вызванное алкоголем повреждение печени на моделях мышей [15]. Аналогичная защитная функция микробиоты наблюдалась у пациентов с ALD, получавших пробиотики и трансплантацию фекалий, что приводило к повышению уровня ферментов печени и лучшим клиническим исходам [58,59]. Пероральный прием Akkermansia muciniphila, которая, как было обнаружено, уменьшилась под действием этанола как у мышей, так и у людей, может улучшить экспериментальную ALD и способствовать целостности кишечного барьера [60]. Однако необходимы более масштабные клинические исследования в различных популяциях с полной оценкой преимуществ и рисков, прежде чем трансплантация фекалий или другие терапевтические режимы, основанные на манипуляции с микробиотой кишечника, могут считаться рутинной клинической практикой при лечении ALD.

2.3. Цирроз

Цирроз - это конечная стадия хронического заболевания печени, которая характеризуется образованием узелков регенеративной паренхимы, часто сопровождающихся портосистемными шунтами. Цирроз возникает в результате разной этиологии, охватывая все хронические заболевания печени, упомянутые выше, со значительными различиями между регионами, полами и социально-экономическим статусом [5].

Изменения микробиоты кишечника у пациентов с циррозом печени были хорошо задокументированы в исследованиях с использованием различных подходов. Ранние исследования с использованием бактериальной культуры показали, что микроэкология была нарушена у пациентов с циррозом и минимальной печеночной энцефалопатией (MHE), характеризующейся разрастанием Escherichia coli и стафилококков. Это можно исправить путем лечения синбиотиками, которое сопровождается снижением уровня аммиака в крови и улучшением MHE [16]. Более позднее исследование с использованием секвенирования 16S рРНК выявило отдельный микробиом кишечника при циррозе печени, показав, что на уровне типа количество Bacteroidetes было уменьшено, в то время как Proteobacteria и Fusobacteria были обогащены фекальной микробиотой [41]. Среди бактерий, обогащенных циррозом, наиболее распространенными семействами были Enterobacteriaceae, Streptococcaceae и Veillonellaceae [41]. Более недавнее исследование с использованием количественной метагеномики показало, что основное изменение микробиоты кишечника происходит из-за цветения видов оральных бактерий в кишечнике [43]. Более того, комбинация из 15 биомаркеров использовалась для различения пациентов с циррозом печени от здоровых субъектов, что подчеркивает диагностический потенциал микробных маркеров цирроза печени [43]. Эти микробные гены, обладающие высокой специфичностью к циррозу печени, не перекрываются с маркерами, обнаруженными в исследовании диабета 2 типа [23], что позволяет предположить, что такие микробные особенности являются специфическими для заболевания.

Другие исследования обнаружили корреляцию между изменениями микробиоты и тяжестью заболевания. Bajaj et al. установили соотношение дисбактериоза / цирроза (CDR), основанное на соотношении автохтонных и патогенных таксонов, с низким CDR, связанным с худшим болезненным состоянием [42]. В продольном анализе, сравнивающем пациентов до и после развития печеночной энцефалопатии (HE), было обнаружено, что CDR также снижается у пациентов после возникновения HE [42]. Loomba et al. показали сдвиг в составе микробиома во время прогрессирования заболевания от легкой НАЖБП до выраженного фиброза с увеличением Proteobacteria и уменьшением Firmicutes на уровне типов. На уровне видов E. rectale и B. vulgatus были наиболее многочисленными микроорганизмами при легком и развитом фиброзе соответственно [17]. Они также идентифицировали 37 видов микробов, которые различают различные стадии заболевания, что предполагает потенциальное использование микробных маркеров в качестве инструмента для диагностики и определения стадий заболевания печени. Qin et al. обнаружили, что тяжесть цирроза печени коррелировала с обилием видов, полученных из орального происхождения, в кишечнике [43]. В соответствии с этими результатами исследования, пытающиеся изучить влияние кишечных бактерий на ось кишечник-печень-мозг с помощью магнитно-резонансной томографии (МРТ), обнаружили положительную корреляцию энтеробактерий и стрептококков с астроцитарными изменениями. Кроме того, Porphyromonadaceae ассоциируется с изменениями целостности нейронов и отеком [61].

Обычно используемые мышиные модели цирроза / фиброза печени включают модели на химической основе, которые индуцируются четыреххлористым углеродом, тиоацетамидом или этанолом, модели на основе диеты, в основном с дефицитом метионина и холина, а также хирургические модели (перевязка общего желчного протока) [62]. Хотя существуют различия между причиной цирроза печени у людей и мышей, почти в каждой модели наблюдались значительные изменения в микробиоме кишечника [63]. Механизм, лежащий в основе влияния микробиоты на цирроз печени, также был исследован на животных моделях, которые включают регуляцию проницаемости кишечника для высвобождения бактериальных продуктов и регуляцию метаболизма печени [64]. Однако, учитывая большие различия между кишечной микробиотой у мышей и людей [65], переносить знания, полученные в исследованиях на мышах, на человека, следует очень осторожно [66].

2.4. Рак печени

Развитие рака печени - это многоступенчатый процесс, в который вовлечены факторы, включая генетику, факторы окружающей среды, метаболизм и иммунную систему. Сообщалось, что изменения в микробиоте способствуют развитию рака и влияют на эффективность лечения рака [67].

В исследовании пациентов с циррозом и uепатоцеллюлярной карциномой (ГЦК) на людях дисбактериоз фекальной микробиоты характеризуется чрезмерным ростом E. coli [68]. В образцах печени человека хеликобактер был обнаружен при карциноме печени, в то время как никаких доказательств наличия хеликобактера у пациентов без злокачественных новообразований не обнаружено [69]. Исследования на животных моделях показали, что недостаток кишечных бактерий предотвращает развитие гепатоцеллюлярной карциномы (ГЦК) на различных моделях [6,70]. В модели мыши с ГЦК, использующей DEN (диэтилнитрозамин) плюс лечение CCl₄, ЛПС из кишечной микробиоты способствует росту опухоли, способствуя пролиферации клеток печени, что указывает на роль грамотрицательных бактерий в онкогенезе [6]. С другой стороны, было показано, что грамположительные штаммы бактерий увеличиваются у мышей, получавших высокожировую диету (HFD), а делеция грамположительных бактерий ванкомицином облегчала развитие ГЦК, индуцированного DMBA (7,12-диметилбенз(а) антраценом) и HFD [70].

Помимо накопления доказательств, указывающих на связь между микробиотой и развитием рака, изучалась потенциальная роль микробиоты в противоопухолевой терапии [71,72]. У пациентов с меланомой более высокое разнообразие кишечного микробиома и относительное более высокое содержание Ruminococcaceae связаны с лучшим ответом на иммунотерапию против PD-1 [71]. Дальнейшее исследование путем трансплантации (FMT) стула от респондентов на терапию анти-PD-1 безмикробным мышам показало снижение роста опухоли и, что более важно, улучшение ответа на терапию анти-PD-1 [71]. Было показано, что у мышей с опухолями кишечная микробиота формирует противоопухолевый иммунный ответ посредством транслокации во вторичные лимфоидные органы и тем самым стимулирует Т-хелперные клетки [72]. Однако ни одно исследование напрямую не тестировало эффект регулирования кишечной микробиоты при лечении ГЦК. Нацеливание на ось кишечник – микробиота – печень представляет собой привлекательный терапевтический вариант лечения ГЦК [73].

3. Микроорганизмы из других Источников и Царств, помимо фекальных бактерий

Помимо фекальной микробиоты, микробиота другого происхождения также участвует в заболеваниях печени, включая микробиоту из слюны [74], слизистой оболочки толстой кишки [75], слизистой оболочки сигмовидной кишки [76] и тонкой кишки [77]. Более того, данные свидетельствуют о том, что другие компоненты микробиоты кишечника, включая грибы, археи и вирусы, могут играть роль в процессе болезни [78]. Грибковый дисбактериоз был проиллюстрирован у пациентов с циррозом печени [79]. После лечения антибиотиками грибковое разнообразие уменьшилось, что сопровождалось более высокой распространенностью Candida [79]. Уменьшение грибкового разнообразия также было обнаружено у больных алкоголизмом. Чрезмерный рост Candida был обнаружен на разных стадиях алкогольной болезни печени, в том числе у пациентов с алкогольным гепатитом и циррозом [80]. Вирусы представляют собой еще один важный набор микроорганизмов, обитающих в кишечнике человека. Гистологическая тяжесть НАЖБП была связана со снижением разнообразия виромов кишечника [81]. Хотя в составе вирома кишечника были обнаружены высокие межиндивидуальные различия, было обнаружено, что количество фагов лактококка снижено у пациентов с более тяжелой НАЖБП [81]. Однако у пациентов с алкогольным заболеванием печени было обнаружено повышенное разнообразие фекальных виромов, сопровождающееся уменьшением разнообразия бактерий, по сравнению с контрольной группой [82]. Другие сообщили лишь о незначительной связи между фекальными фагами и характеристиками цирроза печени [83]. Различия в изменении разнообразия виромов в разных исследованиях могут быть результатом разных типов заболеваний печени или разных аналитических методов. Кроме того, виром кишечника может влиять на хозяина через взаимодействие с бактериями. При исследовании фагоцитарно-бактериальных корреляций у пациентов с циррозом печени была обнаружена более высокая сложность сети в контроле, в отличие от более низкой у пациентов с циррозом печени [83]. Кроме того, потенциальный терапевтический эффект бактериофагов был показан при ALD [84]. Исследование показало корреляцию между наличием цитолитического E. faecalis и клинической тяжестью ALD. Затем терапевтический эффект бактериофагов, специфически нацеленных на эту бактерию, был обнаружен у гуманизированных мышей, колонизированных бактериями от пациентов с ALD [84]. Однако участие и механизм кишечного вирома в сочетании с бактериомом в заболевании печени требует дальнейшего изучения.

Сообщается, что помимо живых микроорганизмов, фракции и экстракты бактерий, которые недавно были признаны «постбиотиками», серьезно влияют на здоровье хозяина [85]. Новейший член семейства биотиков, постбиотики, относится к биологически активным соединениям, вырабатываемым пищевыми микроорганизмами. Хотя механизмы, участвующие в биоактивности постбиотиков, до конца не изучены, исследования сообщили о различных функциях постбиотиков, включая противовоспалительную, антигипертензивную и антиоксидантную активность [86,87,88]. Например, Benjamin at al. Обнаружили, что лизаты целых клеток некомменсальной бактерии Methylococcus capsulatus могут улучшить регуляцию глюкозы, уменьшить инфильтрацию иммунной системы в печени и изменить состав микробиома кишечника у мышей с ожирением, вызванным диетой [89]. Некоторые свойства постбиотиков, в том числе их четкая химическая структура, стабильность и параметры безопасной дозы, дают им возможность стать новым поколением продуктов для здоровья [90,91]. Хотя постбиотики являются привлекательной стратегией лечения заболеваний печени, необходимы дальнейшие исследования их механизма и эффективности.

4. Механизм действия микробиома в патогенезе и развитии заболеваний печени.

Связь между дисбактериозом микробиома кишечника и различными заболеваниями печени была продемонстрирована как в клинических, так и в доклинических исследованиях. Понимание механизма, лежащего в основе функционирования оси кишечник-печень в связи с заболеванием печени, также было предметом многочисленных исследований [1]. Такие исследования подчеркивают терапевтические подходы к регулированию микробиоты для лечения заболеваний печени. Хотя разные микробы могут способствовать определенным типам или стадиям заболеваний печени, было обнаружено несколько общих путей. Питательные вещества и метаболиты, полученные из кишечных комменсальных бактерий, достигают печени через воротную вену, что может повлиять на метаболизм гепатоцитов и вызвать повреждение печени [1,2,92]. Продукты бактериального происхождения, такие как липополисахариды, участвуют в развитии местного и системного иммунитета и вносят свой вклад в заболевания печени, нарушая барьер кишечника и стимулируя воспаление печени [93,94,95,96]. Здесь мы суммируем текущие знания о том, как микробиом кишечника влияет на заболевания печени в двух аспектах: метаболизм и иммунитет (рис. 2). Что еще более важно, метаболиты бактериального происхождения действуют как решающие модуляторы как врожденного, так и адаптивного иммунитета [11,97,98]. Микробные метаболиты или компоненты, участвующие в заболеваниях печени, сведены в Таблицу 2.

Рисунок 2. Два основных пути воздействия микробиома кишечника на заболевание печени. Заболевание печени приводит к дисбактериозу и чрезмерному бактериальному росту кишечника. Нарушенный метаболизм желчных кислот влияет на метаболизм печени за счет регулирования факторов транскрипции, включая FXR, LXR, TGR5. Микробиота способствует накоплению энергии хозяином за счет увеличения производства короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs). Этанол и его метаболиты, производимые диетой и микробиотой, вызывают повреждение гепатоцитов за счет образования активных форм кислорода (АФК). Конверсия холина микробиотой вызывает дефицит холина в организме хозяина, что затем нарушает метаболизм липидов в печени. Микробиота кишечника также может влиять на метаболизм других тканей, например, жировой ткани, и косвенно влиять на заболевания печени через взаимодействие хемокинов или цитокинов. С другой стороны, повышенная кишечная проницаемость при заболевании печени приводит к транслокации бактерий и микробных продуктов, включая липополисахарид (ЛПС или англ. LPS), флагеллин, формилпептиды и ядерные кислоты. Эти ассоциированные с патогенами молекулярные структуры (PAMPs) распознаются рецепторами распознавания образов (PRRs), такими как Toll-подобные рецепторы (TLRs) и рецепторы формилпептидов, и вызывают ответ иммунных клеток в печени. Микробиота также может модулировать иммунитет хозяина, воздействуя как на местную, так и на системную иммунную систему, что может косвенно влиять на прогрессирование заболевания печени. Кроме того, микробные метаболиты могут взаимодействовать с иммунной системой при заболеваниях печени. Первичная желчная кислота может вызывать накопление NKT-клеток в печени и уменьшать рост опухоли. LXR, печеночные Х-рецепторы; FXR, фарнезоидный Х-рецептор; G-связанный с белком рецептор желчной кислоты 5 (TGR5).

Таблица 2. Микробные метаболиты или компоненты, вовлеченные в заболевания печени.

4.1. Метаболизм

4.1.1. Желчные кислоты

Микробиота кишечника тесно связана с синтезом и метаболизмом желчных кислот в организме хозяина, способствуя развитию заболеваний печени, изменяя пул и функциональность желчных кислот (ЖК), в то время как состав микробов также может регулироваться желчными кислотами.

Желчные кислоты синтезируются из холестерина в результате ряда окислительных преобразований в печени, секретируются в форме первичных ЖК и метаболизируются в кишечнике во вторичные ЖК микробиомом. Во-первых, было обнаружено, что микробиота играет роль в регуляции синтеза желчных кислот, который представляет собой сложный процесс, катализируемый рядом ферментов. Исследование показало, что некоторые из этих ферментов, включая ферменты, участвующие в синтезе желчных кислот, CYP7A1, CYP7B1 и CYP27A1, находятся под микробной регуляцией [99]. Во-вторых, микробиота метаболизирует ЖК в кишечнике. У человека первичными желчными кислотами являются хенодезоксихолевая кислота (CDCA) и холевая кислота (CA), а у грызунов - CA и мурихоловые кислоты (MCAs), главным образом бета-MCA. Приблизительно 95% первичных конъюгированных желчных кислот реабсорбируются из кишечника апикальным натрийзависимым транспортером желчных кислот (ASBT или IBAT) и рециркулируются обратно в печень через воротную вену. Благодаря этому процессу желчные кислоты образуют круг между печенью и кишечником, который называется энтерогепатической циркуляцией. Микробиота играет важную роль в этом круговороте, влияя на метаболизм ЖК. ЖК деконъюгируются бактериями, экспрессирующими гидролазу желчных солей (BSH). Метагеномный анализ показывает высокое содержание BSH в кишечной микробиоте по сравнению с другими метагеномами окружающей среды, сродни метагеномам моря и почвы [111]. Деконъюгированные первичные желчные кислоты метаболизировались во вторичные желчные кислоты дезоксихолевую кислоту (DCA) и литохолевую кислоту (LCA) посредством 7-дегидроксилирования. Этот процесс основан на бактериях с генами, индуцируемыми желчной кислотой (bai), которые были идентифицированы в родах Clostridium и Eubacterium, оба принадлежащих к типу Firmicutes [92, 112]. В отсутствие этих бактерий первичные конъюгированные желчные кислоты доминируют в пуле желчных кислот [113,114,115]. Мыши GF имеют более высокую долю MCA в печени, которая является первичной желчной кислотой у мышей. Помимо DCA и LCA, в фекалиях человека присутствуют две основные вторичные желчные кислоты и ~ 50 других вторичных желчных кислот, среди которых isoDCA и isoLCA являются вторыми по распространенности вторичными желчными кислотами. isoDCA обладает меньшей детергентной способностью и токсичностью, чем DCA, и продуцируется E. lentum, C. perfringens и R. gnavus. [116,117,118] Превращение DCA в isoDCA способствует росту ключевого рода Bacteroides [116].

Желчные кислоты могут влиять на метаболизм хозяина, действуя в качестве лигандов для различных факторов транскрипции, изменение которых связано с метаболическими заболеваниями и заболеваниями печени, включая FXR, LXR, TGR5 и рецептор витамина D [92]. Кроме того, эти функции желчных кислот тесно связаны с функциональностью кишечной микробиоты [92]. Микробиота кишечника способствует передаче сигналов FXR у мышей посредством деконъюгирования TβMCA (тауро-конъюгированной бета-мурихоловой кислоты) [99], природного антагониста FXR. Микробиота кишечника также необходима для производства вторичных желчных кислот, которые являются лигандами для TGR5 [119]. И FXR, и TGR5 действуют как модуляторы различных компонентов метаболизма глюкозы, липидов и энергии. Внутрипеченочная задержка гидрофобных ЖК была увеличена на мышиной модели НАСГ-ГЦК, что было тесно связано с изменениями кишечной микробиоты [120]. Связанные с ожирением изменения микробиоты кишечника увеличивают уровни DCA у мышей. Энтерогепатическая циркуляция DCA была вовлечена в развитие ассоциированной с ожирением гепатоцеллюлярной карциномы через провоцирование ассоциированного со старением секреторного фенотипа в звездчатых клетках печени у мышей [70]. DCA и LCA также были продемонстрированы в качестве канцерогена при раке толстой кишки как на мышиных моделях, так и в клеточных линиях [121,122,123]. Напротив, урсодезоксихолевая кислота (UDCA) защищает от рака толстой кишки [124]. Более того, желчная кислота может в значительной степени повлиять на состав микробиоты кишечника. Обструкция желчных путей приводит к избыточному бактериальному росту и перемещению грамотрицательной аэробной популяции, что может способствовать развитию системного сепсиса [125]. Данные также предполагают, что дисбактериоз у пациентов с циррозом может быть частично вызван низким поступлением желчных кислот [126]. Таким образом, изменение микробиоты может влиять на заболевание печени через регуляцию метаболизма желчных кислот.

4.1.2. Короткоцепочечные жирные кислоты

Короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs), включая уксусную, пропионовую и масляную кислоты, производятся кишечной микробиотой путем ферментации непереваренных углеводов. Эти SCFAs по-разному влияют на иммунитет и метаболизм хозяина [127]. Микробиом кишечника, который потребляет пищевые углеводы, влияет на синтез SCFAs и способствует гомеостазу печени [128].

Бутират является источником энергии для энтероцитов и играет центральную метаболическую роль в поддержании функции кишечного барьера [129, 130]. Снижение бутирата связано с уменьшением плотности кишечного соединения и увеличением проницаемости [131]. Добавление трибутирина, глицеринового эфира бутирата, снижает кишечную проницаемость и улучшает повреждение печени на мышиной модели алкогольного заболевания печени [131]. Кроме того, исследования показали, что SCFAs могут регулировать сбор и расход энергии в печени, периферической жировой ткани и мышцах [103,132,133]. Предыдущие данные обнаружили связь между ожирением и обогащением генов, участвующих в углеводном брожении [134]. Напротив, несколько исследований на животных показали, что пероральное введение SCFAs снижает массу тела мышей с ожирением, в основном за счет увеличения расхода энергии [103,135]. У людей повышенное содержание бутират-продуцирующих бактерий было обнаружено у реципиентов с метаболическим синдромом, получавших трансплантацию кишечной микробиоты от худых доноров [136]. И это увеличение бактерий, продуцирующих бутират, связано с улучшением чувствительности к инсулину. Механизм того, как SCFAs регулируют сбор энергии, может быть связан с рецепторами, сопряженными с G-белком (GPCRs) энтероэндокринных L-клеток кишечника. Активация этих рецепторов может способствовать секреции гормонов сытости PYY и GLP-1 [137]. Однако задержка кишечного транзита также может способствовать увеличению всасывания питательных веществ. Таким образом, необходимо провести дальнейшие исследования метаболической функции бактерий, продуцирующих SCFA, на людях.

4.1.3. Этанол

Алкоголь всасывается желудком и тонкой кишкой и попадает в печень через воротную вену. Алкоголь и его метаболиты вызывают повреждение гепатоцитов за счет образования свободных радикалов, особенно активных форм кислорода (АФК). Помимо прямого воздействия на печень, этанол и его метаболиты также разрушают плотные соединения клеточной стенки кишечника [138]. Было обнаружено, что микробиом кишечника опосредует увеличение проницаемости кишечника и повреждение печени, вызванное этанолом.

Микробиота кишечника и энтероциты метаболизируют этанол до ацетальдегида и ацетата [139, 140]. После острого приема алкоголя у крыс, получавших антибиотики, концентрации этанола в плазме были увеличены, в то время как концентрации ацетальдегида в просвете были снижены по сравнению с контрольной группой. Анализ in vitro показал, что ацетальдегид, но не этанол, может значительно увеличить проницаемость кишечника, измеряемую потоком декстрана, что позволяет предположить важность микробиома, основанного на окислении этанола в ацетальдегид при изменении барьера кишечника [55]. Было также продемонстрировано, что ацетальдегид нарушает плотное соединение кишечника и увеличивает проницаемость клеток эпителиальной линии Caco-2 [141]. При нарушении кишечного барьера патоген-ассоциированный молекулярный паттерн (PAMP) достигает печени и способствует повреждению и воспалению печени [142]. Стерилизация антибиотиками предотвратила повреждение печени у крыс после длительного воздействия этанола [143]. Напротив, более выраженное повреждение печени и воспаление наблюдались у стерильных мышей после перорального приема этанола по сравнению с обычными мышами [139]. Несоответствие может быть вызвано разной продолжительностью воздействия этанола. В то время как снижение бактериальной нагрузки на кишечник с помощью антибиотиков ослабляет хроническое воспаление печени, полное отсутствие микробиоты также вызывает проблемы при остром повреждении.

Помимо перорального употребления, этанол также может быть получен в результате ферментации углеводов микробиотой кишечника [144]. Сходство гистологических признаков существует между алкогольными и неалкогольными жировыми заболеваниями печени, что позволяет предположить, что определенные общие патогенные процессы лежат в основе этих двух типов заболеваний печени. У пациентов с неалкогольной жировой болезнью печени обнаруживается повышенный уровень этанола в просвете и циркуляции с увеличением протеобактерий, продуцирующих алкоголь [29]. Это свидетельствует о том, что недиетический этанол, продуцируемый кишечными бактериями, участвует в патогенезе НАСГ. Точно так же умеренное увеличение содержания этанола в выдыхаемом воздухе было обнаружено у пациентов с ожирением по сравнению с худыми людьми контрольной группы с подтвержденным биопсией НАСГ, которые в последнее время не употребляли алкоголь [145]. Было обнаружено, что мыши ob/ob, у которых развился НАСГ, имеют более высокое содержание алкоголя в выдыхаемом воздухе рано утром по сравнению с худыми мышами [146].

4.1.4. Холин

Холин является важным питательным веществом, важным для клеточной структуры и синтеза нейромедиаторов [147]. Мыши, получающие диету с дефицитом холина в течение 4 недель, могут вызвать НАСГ-подобный синдром и, таким образом, могут использоваться для моделирования НАСГ человека [148, 149]. Дефицит холина также коррелировал с ожирением печени в исследованиях на людях [33,108]. В печени холин метаболизируется в фосфатидилхолин. Фосфатидилхолин способствует синтезу и выведению ЛПОНП, а его дефицит приводит к накоплению триглицеридов в печени [107]. Кроме того, холин также может превращаться в триметиламин (ТМА) кишечными бактериями, которые абсорбируются микроворсинками и циркулируют через воротную вену в печени [150]. В отсутствие микробиоты, как у стерильных мышей и животных, предварительно обработанных антибиотиками, количество ТМА в моче было значительно снижено, что свидетельствует о важной роли кишечной микробиоты в метаболизме холина [151]. Затем ТМА превращается в триметиламин N-оксид (ТМАО) [152]. Была обнаружена неблагоприятная связь между уровнем ТМАО в плазме и тяжестью НАЖБП у взрослых в больницах и по месту жительства [108]. Кроме того, повышение ТМАО коррелировало с сердечно-сосудистыми событиями как у человека, так и у мышей [24,153]. Измененная кишечная микробиота может стимулировать отложение жира в печени и способствовать повреждению печени за счет модуляции пищевого метаболизма холина [154].

У мышей 129S6, которые предрасположены к метаболическим заболеваниям, метаболизм холина был обнаружен как причина их восприимчивости к болезням [155]. Биодоступность холина была снижена в этом штамме мышей в результате превращения холина в метиламины микробиотой. Снижение уровней циркулирующего холина в плазме создает фенотип, сходный с фенотипом, вызываемым диетами с дефицитом холина, что свидетельствует об активной роли метаболизма холина микробиотой в развитии НАЖБП [155]. С другой стороны, микробиота кишечника также изменилась в ответ на дефицит холина. У лиц, получавших диету с пониженным содержанием холина, более высокие уровни накопления жира в печени были связаны с повышенными уровнями Gammaproteobacteria и Erysipelotrichi в кишечнике, что подчеркивает роль микробиоты в метаболических нарушениях [33].

4.2. Иммунитет

4.2.1. Влияние комменсальных бактерий на местный и системный иммунитет

На кишечную колонизацию комменсальных микроорганизмов влияют перенос от матери, способ родоразрешения, контакт и диета [96]. Микробиота кишечника взрослого человека устанавливается к трехлетнему возрасту и сохраняется в относительно стабильном состоянии [156]. Однако микробиом может быть нарушен при болезненных состояниях или при приеме антибиотиков и лекарств [157, 158, 159]. Микробиота кишечника участвует в развитии местного иммунитета слизистых оболочек и регуляции системного иммунитета [95, 160, 161].

Важность кишечной микробиоты для иммунитета слизистой оболочки хозяина хорошо подтверждается различными исследованиями, в которых сравнивали мышей, свободных от микробов, с мышами, выращенными традиционным способом [162, 163]. У стерильных животных кишечная иммунная система развита недостаточно. Во-первых, у стерильных мышей меньше бокаловидных клеток и более тонкий слой слизи, который является первым анатомическим участком защиты от кишечных патогенов [161, 163]. Кроме того, у безмикробных мышей брыжеечные лимфатические узлы и патчи Пейера меньше [164, 165]. Бактерии также способствовали генезу изолированных лимфоидных фолликулов (ILFs) у мышей и созреванию ILFs в крупные кластеры В-клеток [166]. Наконец, Т- и В-клетки в патчах Пейера, CD4⁺ лимфоциты в собственной пластинке lamina propra и плазматические клетки, секретирующие IgA, численно подвергаются воздействию свободных от микробов условий, и некоторые из них могут быть восстановлены путем конвенционализации [167, 168]. Эти особенности делают животных, свободных от микробов, ослабленными местным иммунным ответом на патогены [169,170,171] и более склонными к инфекциям [172].

Помимо иммунного ответа слизистых оболочек, микробиота кишечника также играет жизненно важную роль в формировании системного иммунитета. Ранние исследования продемонстрировали роль комменсальных микробов в регуляции миелопоэза костного мозга [95, 173, 174]. В соответствии с предыдущими исследованиями, недавнее исследование сообщает о глобальном уменьшении пропорций и потенциала дифференцировки определенных предшественников миелоидных клеток, гранулоцитов и / или предшественников моноцитов (GMPs) у стерильных мышей [175]. Таким образом, иммунная защита против инфекции Listeria monocytogenes была снижена у стерильных мышей и мышей, получавших пероральные антибиотики [175].

Отсутствие комменсальных бактерий также увеличивает восприимчивость хозяина к аллергическим заболеваниям за счет увеличения сывороточного IgE и циркулирующих популяций базофилов [160]. Кроме того, один вид комменсальных бактерий, сегментированные нитчатые бактерии, может вызывать аутоиммунный артрит у свободных от микробов животных, частично за счет индукции продукции аутоантител [176]. Эти данные показывают способность микробиоты формировать глобальную иммунную систему и модулировать восприимчивость хозяина к воспалению и инфекции.

4.2.2. Влияние микробиома кишечника и его производных на врожденный и адаптивный иммунитет

Врожденный Иммунитет

Микроорганизмы и продукты их метаболизма участвуют в гомеостазе врожденной иммунной системы, а также могут регулироваться ответами хозяина [177].

Врожденная иммунная система располагается на границе раздела хозяин-микробиом для защиты целостности кишечного барьера [177]. Эпителиальные клетки кишечника снабжены рецепторами распознавания образов (PRRs), такими как Toll-подобные рецепторы (TLRs) и NOD-подобные рецепторы (NLRs), которые могут воспринимать консервативные компоненты микробиома. Отсутствие этих рецепторов врожденного иммунитета приводит к дисбактериозу и нарушению кишечного эпителиального барьера, предрасполагая ткани к воспалению [178, 179]. Передача сигналов воспаления в эпителиальных клетках, которая может индуцировать выработку IL-18 и последующих антимикробных пептидов, является наиболее изученным молекулярным механизмом для поддержания целостности эпителия [180]. Было обнаружено, что связанный с микробиотой метаболит таурин положительно регулирует путь инфламмасомы NLRP6, тогда как гистамин и спермин играют в этой ситуации отрицательную роль [181]. Более того, SCFAs может активировать путь воспаления NLRP3 через связывание с GPR43 и GPR109A на эпителиальных клетках и защищать от колита [180]. Было обнаружено, что, помимо метаболитов, простейшие Tritrichomonas musculis активируют инфламмасомы для защиты от бактериальных инфекций, в то же время повышая риск воспалительных заболеваний [182].

Помимо эпителиальных клеток, микробиота и их метаболиты также взаимодействуют с врожденными лимфоидными клетками и другими неклассическими лимфоцитами. Во-первых, врожденные лимфоидные клетки (ILCs) - это недавно открытая ветвь врожденной иммунной системы, которая играет критическую роль в иммунитете слизистых оболочек [183]. Геномное хроматиновое и транскрипционное профилирование в сочетании с одноклеточным транскриптомным анализом описали комплексную карту подмножеств ILCs в кишечнике и обнаружили критическое влияние микробиоты на экспрессию генов ILCs, участвующих в определении клеточной судьбы [183]. Опять же, было обнаружено, что метаболиты микробиоты регулируют функцию ILCs. Zelante et al. обнаружили, что метаболиты триптофана могут индуцировать выработку IL-22 ILC_S, который, в свою очередь, регулирует выживаемость микробных сообществ, обеспечивая устойчивость к грибковой инфекции [98]. Затем были идентифицированы резидентные в печени γδT-клетки, которые продемонстрировали связь между микробиотой и иммунным ответом печени. Печеночные γδT-клетки могут активироваться липидными антигенами микробиоты и продуцировать провоспалительный цитокин IL-17A [184]. Наконец, NKT-клетки обогащаются в печени и находятся в центре взаимодействия между микробиотой и иммунным надзором печени. Первичная желчная кислота может увеличивать экспрессию CXCL16 в синусоидальных эндотелиальных клетках печени, что индуцирует накопление NKT-клеток и снижает рост опухоли печени. Колонизация бактерий, метаболизирующих желчные кислоты, обращала вспять как накопление NKT-клеток, так и их влияние на ингибирование опухоли [11].

Адаптивный Иммунитет

Микробиота может влиять на адаптивную иммунную систему в слизистой оболочке кишечника, например на дифференцировку CD4⁺ Т-клеток и IgA-продуцирующих В-клеток в патчах Пейера и собственной пластинке. Дисбаланс в кишечной микробиоте провоцирует иммунные нарушения, которые могут привести к системным исходам, отдаленным от места колонизации [185].

IgA секретируется в кишечнике и служит важным барьером первой линии, ограничивающим доступ кишечных антигенов к хозяину. Недостаток IgA изменяет функцию микробов в кишечнике [186]. Напротив, для выработки IgA необходима микробная стимуляция, как это показано на примере сегментированных нитчатых бактерий (SFB) и алкалигенов [164,187]. Выработка IgA может регулироваться кишечной микробиотой как Т-клеточно-зависимым, так и Т-клеточно-независимым путями. Т-клеточно-зависимые реакции обычно направлены против белковых антигенов [188]. Т-клеточно-независимый ответ вызывается комменсальными бактериями и продуцирует полиреактивные особенности с низким сродством к комменсалам [189,190], в то время как существуют ограниченные исключения [191]. С другой стороны, было обнаружено, что некоторые бактерии деградируют секреторный компонент IgA и сам IgA [192]. Покрытие IgA обеспечивает транслокацию бактерий [193]. Обогащение кишечной палочки, покрытой IgA, было обнаружено при периферическом спондилоартрите, ассоциированном с болезнью Крона, по сравнению с одной только болезнью Крона. Колонизация этой Escherichia coli индуцировала иммунитет Т-хелперов 17 и приводила к более тяжелым колитам и артритам на моделях мышей [194].

CD4⁺ Т-клетки в основном располагаются в собственной пластинке, которые при активации микробиотой дифференцируются в Treg-клетки и различные Т-хелперы. Клетки Th17 и Treg-клетки являются наиболее изученными субпопуляциями Т-клеток во взаимодействии микробиоты и болезней хозяина [96]. Кишечные микробы, особенно SFB, могут вызывать ответ кишечных клеток Th17 [195]. Было обнаружено, что клетки Th17 обогащены в кишечнике пациентов с ВЗК [194]. Трансплантация ВЗК-микробиоты безмикробным мышам увеличивала количество кишечных Th17-клеток и Th2-клеток, в то время как уменьшала количество специфических Treg-клеток, RORγt⁺ Treg-клеток [196]. Дисбаланс между клетками Th17 и клетками RORγt⁺ Treg также объясняет тяжесть заболевания в модели колита на мышах [196]. Далее, на количество и функцию Treg-клеток может влиять кишечная микробиота [197]. Например, виды 73 рода [198], Bacteroides fragilis и его полисахарид A (PSA) [199], способствовали накоплению и дифференцировке Treg-клеток. Более того, инокуляция Clostridium и пероральное лечение PSA может привести к резистентности или даже обращению вспять экспериментального колита у мышей [198,199]. Наконец, было обнаружено, что метаболиты микробиоты, SCFAs, регулируют размер и функцию пула Treg-клеток и защищают от колита на моделях мышей [200]. Позже было обнаружено, что SCFAs напрямую способствуют дифференцировке Т-клеток как в эффекторные, так и в регуляторные Т-клетки [201]. Эти данные показывают, что микробиота и ее метаболиты лежат в основе адаптивной иммунной регуляции и способствуют гомеостазу толстой кишки и здоровью.

5. Микробные молекулы кишечника в модуляции иммунитета печени.

Микробные компоненты транслоцируются через портальную вену в печень и непосредственно модулируют иммунный ответ в печени, тем самым влияя на ее патогенез, прогрессирование и развитие. Иммунная система распознает ассоциированные с патогенами молекулярные паттерны (PAMPs) через рецепторы распознавания образов (PRRs). Липополисахарид (ЛПС) является клеточным компонентом грамотрицательных бактерий, которые могут усиливать воспаление, метаболический синдром и фиброз в печени [202,203]. Пациенты с НАСГ имели более высокие уровни ЛПС в периферическом кровообращении и в печени по сравнению с контрольной группой [204]. У мышей, получавших пищу с высоким содержанием жиров, уровень ЛПС увеличивается в 2–3 раза [202] с увеличением микробиоты, содержащей ЛПС. С другой стороны, инфузия ЛПС сама по себе может увеличивать отложение висцерального и подкожного жира у мышей, что аналогично эффекту, вызываемому диетой с высоким содержанием жиров [202]. Количество макрофагов в жировой ткани и уровни воспалительных маркеров также увеличивались из-за инфузии ЛПС [202]. Большинство этих свойств, как при ЛПС, так и при метаболических заболеваниях, вызванных диетой с высоким содержанием жиров, были устранены или ослаблены у мышей с мутантным CD14, который является основным рецептором ЛПС [202].

ЛПС (LPS) стимулирует клетки Купфера посредством важного сигнального каскада и, таким образом, индуцирует продукцию иммунорегулирующих цитокинов [93]. После интеграции с LBP комплекс LPS-LBP связывается с CD14, который связывается с TLR на поверхности клетки и стимулирует следующие митоген-активируемые протеинкиназы (MAPK), JNK, p38 и путь NF-κB. Это приводит к транскрипции провоспалительных цитокинов, включая TNF, IL-1 и IL-6. Данные, полученные на животных моделях и у пациентов, подтверждают, что этот сигнальный путь активируется при НАСГ. Как упоминалось выше, мыши без CD14 были защищены от развития стеатоза после лечения ЛПС [202]. У мышей, получавших MCD диету (метионин/холин-дефицитная диета), лиганд TLR4 усугублял повреждение печени и усиливал секрецию провоспалительных цитокинов [205].

Другие микробные компоненты, флагеллин, формилпептиды и нуклеиновая кислота также могут регулировать иммунный ответ и влиять на патофизиологию печени. Флагеллин, основной структурный компонент жгутиков, представляет собой типичный патоген-ассоциированный молекулярный паттерн. Он может распознаваться TLR5 на поверхности клетки и передавать сигналы через MyD88, что приводит к выработке воспалительных цитокинов и хемокинов [206]. Введение флагеллина может вызвать повреждение печени, связанное с накоплением нейтрофилов и макрофагов в печени [207]. Далее, человеческие формил-пептидные рецепторы FPRs рассматриваются как PRR, которые распознают пептиды, расщепленные бактериями [208]. Дефицит Fprs усугубил тяжесть инфекции у мышей, что связано с нарушением рекрутирования нейтрофилов в печень [209]. Это предполагает роль формилпептида в индукции иммунного ответа в печени на ранней стадии инфекции. Наконец, нуклеиновые кислоты бактерий также играют важную роль в иммунном гомеостазе кишечника. Неметилированные динуклеотиды цитозинфосфата гуанозина (CpG) ограничивают супрессивную функцию Treg-клеток [210], а ДНК, полученная из обычной ДНК кишечной флоры (gfNDA), также может ингибировать преобразование Treg-клеток и модулировать равновесие Treg/Teff [169]. TLR-9 распознает CpG, содержащий ДНК бактерий и вирусов. У мышей с дефицитом TLR-9 наблюдалось снижение повреждения печени с ослабленной инфильтрацией нейтрофилов в печени [211]. С помощью этих различных механизмов бактерии и их компоненты модулируют иммунный баланс печени против патогенов и антигенов.

6. Микробиота в терапии заболеваний печени

Основываясь на важной роли дисбактериоза в развитии заболеваний печени, были опробованы различные подходы к реструктуризации микробиоты кишечника при лечении и профилактике заболеваний печени. (Рисунок 3).

Рисунок 3. Вмешательства, ориентированные на микробиоту, могут применяться к различным типам хронических заболеваний печени. Стратегии, направленные на изменение микробиоты кишечника, включают добавление пребиотиков, пробиотиков, симбиотиков и постбиотиков к хозяину. Однако терапевтический потенциал микроорганизмов из других царств (фагов) еще предстоит изучить. Режим лечения включает пероральный прием, FMT и модифицированную диету.

Было продемонстрировано, что лечение антибиотиками [212], пребиотиками [213] и пробиотиками [214, 215] препятствует развитию НАЖБП на моделях мышей. Механизмы, лежащие в основе этих подходов, обеспечивают защиту от повышенной транслокации бактериального эндотоксина и последующей активации клеток Купфера и индукции TNF-α. Например, введение VSL#3, коктейля из нескольких штаммов, состоящего из нескольких видов Lactobacillus и Bifidobacteria, а также Streptococcus thermophilus, может снизить уровни TNF-α в печени и ограничить воспалительное повреждение печени у крыс, получавших высокожировую диету (HFD) [216]. Обработка Lactobacillus casei Shirota ослабляла активацию TLR4 и защищала от НАЖБП на мышиной модели стеатоза, индуцированного фруктозой [215]. Затем добавление олигофруктозы (OFS) к пациентам с НАСГ значительно снизило уровни АЛТ и АСТ в сыворотке по сравнению с плацебо в небольшом пилотном исследовании [217], что свидетельствует о потенциале пребиотиков в лечении НАСГ. Наконец, комбинация пробиотиков и пребиотиков также показала положительные результаты в лечении НАСГ [218].

При циррозе также было продемонстрировано, что модуляция микробиоты кишечника является потенциальной терапией как в доклинических экспериментах, так и в клинических испытаниях. Лечение VSL#3 значительно улучшило оценку по шкале Чайлда–Тюркотта–Пью и снизило потребность в госпитализации пациентов с циррозом печени по сравнению с контрольной группой, получавшей плацебо [219]. Кроме того, FMT увеличила разнообразие кишечной микробиоты и полезных таксонов, а также улучшила когнитивные способности у пациентов с рецидивирующей печеночной энцефалопатией (ПЭ) по сравнению с пациентами, получающими только стандартную помощь [220]. FMT продемонстрировала аналогичные защитные эффекты при ПЭ, индуцированном четыреххлористым углеродом (CCl₄), у крыс [221].

Недавно потенциальная роль микробиоты кишечника была подчеркнута в нескольких исследованиях в химиотерапии и иммунотерапии. Потеря некоторых комменсальных бактерий при лечении антибиотиками подавляла индукцию противоопухолевых клеток Th17 и, таким образом, снижала эффективность циклофосфамида при лечении сарком у мышей [72]. Антибиотики также подавляли эффективность иммунотерапии против CTLA4 при саркомах мышей, возможно, за счет уменьшения B. fragilis и B. thetaiotaomicron, которые могли индуцировать иммунный ответ, опосредованный клетками Th1 [222]. В другой модели меланомы у мышей комменсальные бактерии повышали эффективность терапии лигандом белка 1 запрограммированной гибели клеток (PD-L1), что, как было установлено, является эффектом Bifidobacterium [223]. Однако еще предстоит изучить, можно ли применить полезные противоопухолевые свойства кишечной микробиоты для лечения рака печени.

В дополнение к бактериям, дисбактериоз микроорганизмов из других царств, включая грибы, археи и вирусы, а также постбиотики, были связаны с заболеваниями печени [78,79,80]. Было обнаружено, что противогрибковый препарат предотвращает вызванный этанолом стеатогепатит у мышей [79]. Однако вопрос о том, может ли манипулирование кишечным микобиомом быть эффективной стратегией лечения связанного с алкоголем заболевания печени, еще предстоит проверить на пациентах. Бактериофаги - это вирусы, которые могут инфицировать и убивать бактерии и играть роль в сохранении равновесия микробиома. Недавнее исследование показало, что бактериофаги, специфически нацеленные на цитолитические E. faecalis, могут устранять вызванное этанолом заболевание печени у гуманизированных мышей [84]. Тем не менее, клинические испытания необходимы для подтверждения терапевтического потенциала такой стратегии, ориентированной на фаги.

7. Возможное влияние микробиоты на повреждение печени у пациентов с COVID-19

В декабре 2019 года вспышка нового коронавирусного заболевания, COVID-19, сначала была зарегистрирована в Китае, а затем вызвала пандемию во всем мире. COVID-19 - это в основном респираторное заболевание, но оно также может приводить к травмам сердца, почек и печени [224]. Хотя повышение уровня трансаминаз часто бывает незначительным, пациенты с COVID-19 с аномальными биохимическими показателями печени имеют более высокий процент тяжелых случаев [14,225]. Кроме того, пациенты с тяжелой формой COVID-19 чаще имеют повреждение печени [226]. Механизм, с помощью которого возбудитель SARS-CoV-2 воздействует на печень, можно отнести к прямой вирусной цитотоксичности или иммунно-опосредованному воспалительному повреждению [227]. Другие факторы, такие как лекарственное поражение печени, сепсис и тромбоз, также способствуют повреждению печени [227].

Недавно были изучены изменения фекальной микробиоты у пациентов с COVID-19 [13]. Дисбактериоз кишечника существовал у пациентов с COVID-19 на момент госпитализации и сохранялся после избавления от вируса. Базовая численность бактерий Coprobacillus и Clostridium показала значительную корреляцию с тяжестью COVID-19, в то время как четыре Bacteroidetes обратно коррелировали с нагрузкой SARS-CoV-2 в течение госпитализации [13]. Среди них было показано, что Bacteroidetes dorei подавляет экспрессию ангиотензинпревращающего фермента 2 (ACE2) в толстой кишке мышей [228]. SARS-CoV-2 использует рецептор ACE2 для проникновения в клетки-хозяева. Таким образом, эти данные могут свидетельствовать о защитной роли микробиоты при инфекции SARS-CoV-2, препятствуя проникновению ее в организм хозяина. Рецептор ACE2 также представлен в эндотелиальных клетках желчных путей и печени [229]. Однако остается неясным, могут ли микробиота или ее производные молекулы влиять на инфекцию SARS-CoV-2 в печени. Кроме того, Clostridium - один из основных видов бактерий, деконъюгирующих первичную желчную кислоту [112]. Учитывая важность желчных кислот в регулировании иммунного ответа в печени, влияние обогащения Clostridium у пациентов с COVID-19 на повреждение печени заслуживает дальнейшего изучения. Наконец, учитывая взаимные взаимодействия, обнаруженные между вирусным гепатитом и микробиомом человека [230], необходимо дополнительное исследование, могут ли изменения в микробиоте привести к повреждению печени из-за модуляции иммунного ответа на этот новый вирус, SARS-CoV-2. Кроме того, у пациентов с COVID-19 обнаружен дисбактериоз грибков и вирусов [231, 232]. Повышенная доля Aspergillus flavus была обнаружена у пациентов с COVID-19 по сравнению с контрольной группой [232]. Aspergillus flavus - это грибы, вырабатывающие афлатоксин, который является известным канцерогеном ГЦК для человека. Более того, тот факт, что системная вирусная инфекция SARS-CoV-2 коррелирует с составом и функцией кишечного микробиома [231], возможно, может быть распространена на другие клинические проявления, инфицированные вирусом гепатита, как продемонстрировали Aly et al. [230]. Учитывая важность грибков и вирусов в иммунной системе хозяина и их взаимодействие с сосуществующими бактериями в желудочно-кишечном тракте, их функции при течении болезни требуют дальнейшего углубленного изучения.

На данный момент имеются ограниченные данные о связи между COVID-19 и микробным дисбактериозом. Следует провести дальнейшие исследования с более широким населением и учитывать большее количество пораженных органов при изучении влияния микробиоты на этот мировой кризис в области здравоохранения.

8. Перспективы

Основываясь на большом количестве доказательств, показывающих взаимосвязь между микробиотой и заболеваниями печени, конкретный и точный вклад микробов кишечника в патогенез и терапию заболеваний печени стал центральным элементом настоящих исследований [233]. Благодаря усовершенствованным вычислительным методам и экспериментальным планам сочетание анализа кишечной микробиоты с другими клиническими обследованиями будет служить стандартом для определения болезненного состояния печени и прогнозирования чувствительности к заболеванию в ближайшем будущем. Помимо кишечной микробиоты, у пациентов с НАЖБП была выявлена метатаксономическая подпись внутрипеченочных бактерий, что дает дополнительные доказательства взаимодействия микробиоты в проявлениях и механизмах заболевания.

Модели на животных играют незаменимую роль в механистических исследованиях, позволяющих выявить причинно-следственные связи между микробиотой и заболеваниями печени. С появлением более гуманизированных моделей животных [234, 235] разрыв между моделями болезней животных и пациентами-людьми будет еще больше сокращаться во многих отношениях, включая генетические, иммунологические и микробиомные особенности. Тем не менее, необходимы хорошо спланированные и крупномасштабные клинические испытания, чтобы эффективно преобразовать и применить результаты от лабораторных до постели больного.

Дополнительный материал:

• НАЖБП, метаболизм триптофана и микробиом
• Связь микробиоты кишечника и заболеваний печени
• НАЖБП / НАСГ & микробиом кишечника
• Влияние микробиома на неалкогольную жировую болезнь печени (НАЖБП)
• Микробиота кишечника и фиброз органов
• Мультиштаммовый пробиотик в терапии неалкогольной жировой болезни печени (НАЖБП)
• Гепатоцеллюлярная карцинома и микробиота кишечника
• Стеатоз печени, ось кишечник-печень и микробиом
• НАЖБП, кишечный микробиом и пробиотики
• НАЖБП, ЛПС и окислительный стресс: нутрицевтические и пробиотические подходы к лечению
• Неалкогольная жировая болезнь печени может контролироваться индолом
• Печень обезжиривают пробиотики
• Лечение неалкогольной жировой болезни печени пробиотиками
• Аутоиммунный гепатит и кишечная микробиота
• Снижение риска гепатокарциномы с помощью лакто- и пропионовокислых бактерий
• Неалкогольная жировая болезнь печени. Взаимосвязь с кишечной микробиотой
• Фруктоза - кишечная проницаемость - НАЖБП
• Кишечные бактерии Klebsiella pneumonia могут вызывать НАЖБП
• Связь между кишечными бактериями и противоопухолевыми иммунными реакциями в печени

Литература

1. Tripathi, A.; Debelius, J.; Brenner, D.A.; Karin, M.; Loomba, R.; Schnabl, B.; Knight, R. The gut-liver axis and the intersection with the microbiome. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2018, 15, 397–411. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
2. Schnabl, B.; Brenner, D.A. Interactions between the intestinal microbiome and liver diseases. Gastroenterology 2014, 146, 1513–1524. [Google Scholar] [CrossRef]
3. Tilg, H.; Cani, P.D.; Mayer, E.A. Gut microbiome and liver diseases. Gut 2016, 65, 2035–2044. [Google Scholar] [CrossRef]
4. Marchesi, J.R.; Adams, D.H.; Fava, F.; Hermes, G.D.; Hirschfield, G.M.; Hold, G.; Quraishi, M.N.; Kinross, J.; Smidt, H.; Tuohy, K.M.; et al. The gut microbiota and host health: A new clinical frontier. Gut 2016, 65, 330–339. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
5. Asrani, S.K.; Devarbhavi, H.; Eaton, J.; Kamath, P.S. Burden of liver diseases in the world. J. Hepatol. 2019, 70, 151–171. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
6. Dapito, D.H.; Mencin, A.; Gwak, G.Y.; Pradere, J.P.; Jang, M.K.; Mederacke, I.; Caviglia, J.M.; Khiabanian, H.; Adeyemi, A.; Bataller, R.; et al. Promotion of hepatocellular carcinoma by the intestinal microbiota and TLR4. Cancer Cell 2012, 21, 504–516. [Google Scholar] [CrossRef]
7. Boursier, J.; Mueller, O.; Barret, M.; Machado, M.; Fizanne, L.; Araujo-Perez, F.; Guy, C.D.; Seed, P.C.; Rawls, J.F.; David, L.A.; et al. The severity of nonalcoholic fatty liver disease is associated with gut dysbiosis and shift in the metabolic function of the gut microbiota. Hepatology 2016, 63, 764–775. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
8. Ponziani, F.R.; Bhoori, S.; Castelli, C.; Putignani, L.; Rivoltini, L.; Del Chierico, F.; Sanguinetti, M.; Morelli, D.; Paroni Sterbini, F.; Petito, V.; et al. Hepatocellular Carcinoma Is Associated With Gut Microbiota Profile and Inflammation in Nonalcoholic Fatty Liver Disease. Hepatology 2019, 69, 107–120. [Google Scholar] [CrossRef]
9. Dubinkina, V.B.; Tyakht, A.V.; Odintsova, V.Y.; Yarygin, K.S.; Kovarsky, B.A.; Pavlenko, A.V.; Ischenko, D.S.; Popenko, A.S.; Alexeev, D.G.; Taraskina, A.Y.; et al. Links of gut microbiota composition with alcohol dependence syndrome and alcoholic liver disease. Microbiome 2017, 5, 141. [Google Scholar] [CrossRef]
10. Hoyles, L.; Fernandez-Real, J.M.; Federici, M.; Serino, M.; Abbott, J.; Charpentier, J.; Heymes, C.; Luque, J.L.; Anthony, E.; Barton, R.H.; et al. Molecular phenomics and metagenomics of hepatic steatosis in non-diabetic obese women. Nat. Med. 2018, 24, 1070–1080. [Google Scholar] [CrossRef]
11. Ma, C.; Han, M.; Heinrich, B.; Fu, Q.; Zhang, Q.; Sandhu, M.; Agdashian, D.; Terabe, M.; Berzofsky, J.A.; Fako, V.; et al. Gut microbiome-mediated bile acid metabolism regulates liver cancer via NKT cells. Science 2018, 360. [Google Scholar] [CrossRef]
12. Csak, T.; Ganz, M.; Pespisa, J.; Kodys, K.; Dolganiuc, A.; Szabo, G. Fatty acid and endotoxin activate inflammasomes in mouse hepatocytes that release danger signals to stimulate immune cells. Hepatology 2011, 54, 133–144. [Google Scholar] [CrossRef]
13. Zuo, T.; Zhang, F.; Lui, G.C.Y.; Yeoh, Y.K.; Li, A.Y.L.; Zhan, H.; Wan, Y.; Chung, A.; Cheung, C.P.; Chen, N.; et al. Alterations in Gut Microbiota of Patients With COVID-19 During Time of Hospitalization. Gastroenterology 2020. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
14. Phipps, M.M.; Barraza, L.H.; LaSota, E.D.; Sobieszczyk, M.E.; Pereira, M.R.; Zheng, E.X.; Fox, A.N.; Zucker, J.; Verna, E.C. Acute Liver Injury in COVID-19: Prevalence and Association with Clinical Outcomes in a Large US Cohort. Hepatology 2020. [Google Scholar] [CrossRef]
15. Ferrere, G.; Wrzosek, L.; Cailleux, F.; Turpin, W.; Puchois, V.; Spatz, M.; Ciocan, D.; Rainteau, D.; Humbert, L.; Hugot, C.; et al. Fecal microbiota manipulation prevents dysbiosis and alcohol-induced liver injury in mice. J. Hepatol. 2017, 66, 806–815. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
16. Liu, Q.; Duan, Z.P.; Ha, D.K.; Bengmark, S.; Kurtovic, J.; Riordan, S.M. Synbiotic modulation of gut flora: Effect on minimal hepatic encephalopathy in patients with cirrhosis. Hepatology 2004, 39, 1441–1449. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
17. Loomba, R.; Seguritan, V.; Li, W.; Long, T.; Klitgord, N.; Bhatt, A.; Dulai, P.S.; Caussy, C.; Bettencourt, R.; Highlander, S.K.; et al. Gut Microbiome-Based Metagenomic Signature for Non-invasive Detection of Advanced Fibrosis in Human Nonalcoholic Fatty Liver Disease. Cell Metab. 2017, 25, 1054–1062.e1055. [Google Scholar] [CrossRef]
18. Day, C.P.; James, O.F. Steatohepatitis: A tale of two “hits”? Gastroenterology 1998, 114, 842–845. [Google Scholar] [CrossRef]
19. Tilg, H.; Moschen, A.R. Evolution of inflammation in nonalcoholic fatty liver disease: The multiple parallel hits hypothesis. Hepatology 2010, 52, 1836–1846. [Google Scholar] [CrossRef]
20. Wieland, A.; Frank, D.N.; Harnke, B.; Bambha, K. Systematic review: Microbial dysbiosis and nonalcoholic fatty liver disease. Aliment Pharmacol. Ther. 2015, 42, 1051–1063. [Google Scholar] [CrossRef]
21. Le Chatelier, E.; Nielsen, T.; Qin, J.; Prifti, E.; Hildebrand, F.; Falony, G.; Almeida, M.; Arumugam, M.; Batto, J.M.; Kennedy, S.; et al. Richness of human gut microbiome correlates with metabolic markers. Nature 2013, 500, 541–546. [Google Scholar] [CrossRef]
22. Perry, R.J.; Peng, L.; Barry, N.A.; Cline, G.W.; Zhang, D.; Cardone, R.L.; Petersen, K.F.; Kibbey, R.G.; Goodman, A.L.; Shulman, G.I. Acetate mediates a microbiome-brain-beta-cell axis to promote metabolic syndrome. Nature 2016, 534, 213–217. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
23. Qin, J.; Li, Y.; Cai, Z.; Li, S.; Zhu, J.; Zhang, F.; Liang, S.; Zhang, W.; Guan, Y.; Shen, D.; et al. A metagenome-wide association study of gut microbiota in type 2 diabetes. Nature 2012, 490, 55–60. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
24. Wang, Z.; Klipfell, E.; Bennett, B.J.; Koeth, R.; Levison, B.S.; Dugar, B.; Feldstein, A.E.; Britt, E.B.; Fu, X.; Chung, Y.M.; et al. Gut flora metabolism of phosphatidylcholine promotes cardiovascular disease. Nature 2011, 472, 57–63. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
25. Forslund, K.; Hildebrand, F.; Nielsen, T.; Falony, G.; Le Chatelier, E.; Sunagawa, S.; Prifti, E.; Vieira-Silva, S.; Gudmundsdottir, V.; Pedersen, H.K.; et al. Disentangling type 2 diabetes and metformin treatment signatures in the human gut microbiota. Nature 2015, 528, 262–266. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
26. Ley, R.E.; Turnbaugh, P.J.; Klein, S.; Gordon, J.I. Microbial ecology: Human gut microbes associated with obesity. Nature 2006, 444, 1022–1023. [Google Scholar] [CrossRef]
27. Schwiertz, A.; Taras, D.; Schafer, K.; Beijer, S.; Bos, N.A.; Donus, C.; Hardt, P.D. Microbiota and SCFA in lean and overweight healthy subjects. Obesity 2010, 18, 190–195. [Google Scholar] [CrossRef]
28. Pedersen, H.K.; Gudmundsdottir, V.; Nielsen, H.B.; Hyotylainen, T.; Nielsen, T.; Jensen, B.A.; Forslund, K.; Hildebrand, F.; Prifti, E.; Falony, G.; et al. Human gut microbes impact host serum metabolome and insulin sensitivity. Nature 2016, 535, 376–381. [Google Scholar] [CrossRef]
29. Zhu, L.; Baker, S.S.; Gill, C.; Liu, W.; Alkhouri, R.; Baker, R.D.; Gill, S.R. Characterization of gut microbiomes in nonalcoholic steatohepatitis (NASH) patients: A connection between endogenous alcohol and NASH. Hepatology 2013, 57, 601–609. [Google Scholar] [CrossRef]
30. Mouzaki, M.; Comelli, E.M.; Arendt, B.M.; Bonengel, J.; Fung, S.K.; Fischer, S.E.; McGilvray, I.D.; Allard, J.P. Intestinal microbiota in patients with nonalcoholic fatty liver disease. Hepatology 2013, 58, 120–127. [Google Scholar] [CrossRef]
31. Wong, V.W.; Tse, C.H.; Lam, T.T.; Wong, G.L.; Chim, A.M.; Chu, W.C.; Yeung, D.K.; Law, P.T.; Kwan, H.S.; Yu, J.; et al. Molecular characterization of the fecal microbiota in patients with nonalcoholic steatohepatitis—A longitudinal study. PLoS ONE 2013, 8, e62885. [Google Scholar] [CrossRef]
32. Yuan, J.; Chen, C.; Cui, J.; Lu, J.; Yan, C.; Wei, X.; Zhao, X.; Li, N.; Li, S.; Xue, G.; et al. Fatty Liver Disease Caused by High-Alcohol-Producing Klebsiella pneumoniae. Cell Metab. 2019, 30, 1172. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
33. Spencer, M.D.; Hamp, T.J.; Reid, R.W.; Fischer, L.M.; Zeisel, S.H.; Fodor, A.A. Association between composition of the human gastrointestinal microbiome and development of fatty liver with choline deficiency. Gastroenterology 2011, 140, 976–986. [Google Scholar] [CrossRef]
34. Raman, M.; Ahmed, I.; Gillevet, P.M.; Probert, C.S.; Ratcliffe, N.M.; Smith, S.; Greenwood, R.; Sikaroodi, M.; Lam, V.; Crotty, P.; et al. Fecal microbiome and volatile organic compound metabolome in obese humans with nonalcoholic fatty liver disease. Clin. Gastroenterol. Hepatol. 2013, 11, 868.e861–875.e863. [Google Scholar] [CrossRef]
35. Backhed, F.; Manchester, J.K.; Semenkovich, C.F.; Gordon, J.I. Mechanisms underlying the resistance to diet-induced obesity in germ-free mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2007, 104, 979–984. [Google Scholar] [CrossRef]
36. Rabot, S.; Membrez, M.; Bruneau, A.; Gerard, P.; Harach, T.; Moser, M.; Raymond, F.; Mansourian, R.; Chou, C.J. Germ-free C57BL/6J. mice are resistant to high-fat-diet-induced insulin resistance and have altered cholesterol metabolism. FASEB J. 2010, 24, 4948–4959. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
37. Backhed, F.; Ding, H.; Wang, T.; Hooper, L.V.; Koh, G.Y.; Nagy, A.; Semenkovich, C.F.; Gordon, J.I. The gut microbiota as an environmental factor that regulates fat storage. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2004, 101, 15718–15723. [Google Scholar] [CrossRef]
38. Turnbaugh, P.J.; Ley, R.E.; Mahowald, M.A.; Magrini, V.; Mardis, E.R.; Gordon, J.I. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature 2006, 444, 1027–1031. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
39. Le Roy, T.; Llopis, M.; Lepage, P.; Bruneau, A.; Rabot, S.; Bevilacqua, C.; Martin, P.; Philippe, C.; Walker, F.; Bado, A.; et al. Intestinal microbiota determines development of non-alcoholic fatty liver disease in mice. Gut 2013, 62, 1787–1794. [Google Scholar] [CrossRef]
40. Mutlu, E.A.; Gillevet, P.M.; Rangwala, H.; Sikaroodi, M.; Naqvi, A.; Engen, P.A.; Kwasny, M.; Lau, C.K.; Keshavarzian, A. Colonic microbiome is altered in alcoholism. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2012, 302, G966–G978. [Google Scholar] [CrossRef]
41. Chen, Y.; Yang, F.; Lu, H.; Wang, B.; Chen, Y.; Lei, D.; Wang, Y.; Zhu, B.; Li, L. Characterization of fecal microbial communities in patients with liver cirrhosis. Hepatology 2011, 54, 562–572. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
42. Bajaj, J.S.; Heuman, D.M.; Hylemon, P.B.; Sanyal, A.J.; White, M.B.; Monteith, P.; Noble, N.A.; Unser, A.B.; Daita, K.; Fisher, A.R.; et al. Altered profile of human gut microbiome is associated with cirrhosis and its complications. J. Hepatol. 2014, 60, 940–947. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
43. Qin, N.; Yang, F.; Li, A.; Prifti, E.; Chen, Y.; Shao, L.; Guo, J.; Le Chatelier, E.; Yao, J.; Wu, L.; et al. Alterations of the human gut microbiome in liver cirrhosis. Nature 2014, 513, 59–64. [Google Scholar] [CrossRef]
44. Caussy, C.; Tripathi, A.; Humphrey, G.; Bassirian, S.; Singh, S.; Faulkner, C.; Bettencourt, R.; Rizo, E.; Richards, L.; Xu, Z.Z.; et al. A gut microbiome signature for cirrhosis due to nonalcoholic fatty liver disease. Nat. Commun. 2019, 10, 1406. [Google Scholar] [CrossRef]
45. Seitz, H.K.; Bataller, R.; Cortez-Pinto, H.; Gao, B.; Gual, A.; Lackner, C.; Mathurin, P.; Mueller, S.; Szabo, G.; Tsukamoto, H. Alcoholic liver disease. Nat. Rev. Dis. Primers 2018, 4, 16. [Google Scholar] [CrossRef]
46. Vassallo, G.; Mirijello, A.; Ferrulli, A.; Antonelli, M.; Landolfi, R.; Gasbarrini, A.; Addolorato, G. Review article: Alcohol and gut microbiota—The possible role of gut microbiota modulation in the treatment of alcoholic liver disease. Aliment Pharmacol. Ther. 2015, 41, 917–927. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
47. Bode, J.C.; Bode, C.; Heidelbach, R.; Durr, H.K.; Martini, G.A. Jejunal microflora in patients with chronic alcohol abuse. Hepatogastroenterology 1984, 31, 30–34. [Google Scholar]
48. Tuomisto, S.; Pessi, T.; Collin, P.; Vuento, R.; Aittoniemi, J.; Karhunen, P.J. Changes in gut bacterial populations and their translocation into liver and ascites in alcoholic liver cirrhotics. BMC Gastroenterol. 2014, 14, 40. [Google Scholar] [CrossRef]
49. Yan, A.W.; Fouts, D.E.; Brandl, J.; Starkel, P.; Torralba, M.; Schott, E.; Tsukamoto, H.; Nelson, K.E.; Brenner, D.A.; Schnabl, B. Enteric dysbiosis associated with a mouse model of alcoholic liver disease. Hepatology 2011, 53, 96–105. [Google Scholar] [CrossRef]
50. Canesso, M.C.; Lacerda, N.L.; Ferreira, C.M.; Gonçalves, J.L.; Almeida, D.; Gamba, C.; Cassali, G.; Pedroso, S.H.; Moreira, C.; Martins, F.S.; et al. Comparing the effects of acute alcohol consumption in germ-free and conventional mice: The role of the gut microbiota. BMC Microbiol. 2014, 14, 240. [Google Scholar] [CrossRef]
51. Chen, P.; Schnabl, B. Host-microbiome interactions in alcoholic liver disease. Gut Liver 2014, 8, 237–241. [Google Scholar] [CrossRef]
52. Bjarnason, I.; Peters, T.J.; Wise, R.J. The leaky gut of alcoholism: Possible route of entry for toxic compounds. Lancet 1984, 1, 179–182. [Google Scholar] [CrossRef]
53. Keshavarzian, A.; Holmes, E.W.; Patel, M.; Iber, F.; Fields, J.Z.; Pethkar, S. Leaky gut in alcoholic cirrhosis: A possible mechanism for alcohol-induced liver damage. Am. J. Gastroenterol. 1999, 94, 200–207. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
54. Rao, R. Endotoxemia and gut barrier dysfunction in alcoholic liver disease. Hepatology 2009, 50, 638–644. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
55. Ferrier, L.; Berard, F.; Debrauwer, L.; Chabo, C.; Langella, P.; Bueno, L.; Fioramonti, J. Impairment of the intestinal barrier by ethanol involves enteric microflora and mast cell activation in rodents. Am. J. Pathol. 2006, 168, 1148–1154. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
56. Keshavarzian, A.; Choudhary, S.; Holmes, E.W.; Yong, S.; Banan, A.; Jakate, S.; Fields, J.Z. Preventing gut leakiness by oats supplementation ameliorates alcohol-induced liver damage in rats. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2001, 299, 442–448. [Google Scholar]
57. Keshavarzian, A.; Farhadi, A.; Forsyth, C.B.; Rangan, J.; Jakate, S.; Shaikh, M.; Banan, A.; Fields, J.Z. Evidence that chronic alcohol exposure promotes intestinal oxidative stress, intestinal hyperpermeability and endotoxemia prior to development of alcoholic steatohepatitis in rats. J. Hepatol. 2009, 50, 538–547. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
58. Kirpich, I.A.; Solovieva, N.V.; Leikhter, S.N.; Shidakova, N.A.; Lebedeva, O.V.; Sidorov, P.I.; Bazhukova, T.A.; Soloviev, A.G.; Barve, S.S.; McClain, C.J.; et al. Probiotics restore bowel flora and improve liver enzymes in human alcohol-induced liver injury: A pilot study. Alcohol 2008, 42, 675–682. [Google Scholar] [CrossRef]
59. Philips, C.A.; Pande, A.; Shasthry, S.M.; Jamwal, K.D.; Khillan, V.; Chandel, S.S.; Kumar, G.; Sharma, M.K.; Maiwall, R.; Jindal, A.; et al. Healthy Donor Fecal Microbiota Transplantation in Steroid-Ineligible Severe Alcoholic Hepatitis: A Pilot Study. Clin. Gastroenterol. Hepatol. 2017, 15, 600–602. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
60. Grander, C.; Adolph, T.E.; Wieser, V.; Lowe, P.; Wrzosek, L.; Gyongyosi, B.; Ward, D.V.; Grabherr, F.; Gerner, R.R.; Pfister, A.; et al. Recovery of ethanol-induced Akkermansia muciniphila depletion ameliorates alcoholic liver disease. Gut 2018, 67, 891–901. [Google Scholar] [CrossRef]
61. Ahluwalia, V.; Betrapally, N.S.; Hylemon, P.B.; White, M.B.; Gillevet, P.M.; Unser, A.B.; Fagan, A.; Daita, K.; Heuman, D.M.; Zhou, H.; et al. Impaired Gut-Liver-Brain Axis in Patients with Cirrhosis. Sci. Rep. 2016, 6, 26800. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
62. Yanguas, S.C.; Cogliati, B.; Willebrords, J.; Maes, M.; Colle, I.; van den Bossche, B.; de Oliveira, C.; Andraus, W.; Alves, V.A.F.; Leclercq, I.; et al. Experimental models of liver fibrosis. Arch. Toxicol. 2016, 90, 1025–1048. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
63. Fouts, D.E.; Torralba, M.; Nelson, K.E.; Brenner, D.A.; Schnabl, B. Bacterial translocation and changes in the intestinal microbiome in mouse models of liver disease. J. Hepatol. 2012, 56, 1283–1292. [Google Scholar] [CrossRef]
64. Brenner, D.A.; Paik, Y.H.; Schnabl, B. Role of Gut Microbiota in Liver Disease. J. Clin. Gastroenterol. 2015, 49 (Suppl. 1), S25–S27. [Google Scholar] [CrossRef]
65. Hugenholtz, F.; de Vos, W.M. Mouse models for human intestinal microbiota research: A critical evaluation. Cell Mol. Life Sci. 2018, 75, 149–160. [Google Scholar] [CrossRef]
66. Walter, J.; Armet, A.M.; Finlay, B.B.; Shanahan, F. Establishing or Exaggerating Causality for the Gut Microbiome: Lessons from Human Microbiota-Associated Rodents. Cell 2020, 180, 221–232. [Google Scholar] [CrossRef]
67. Fessler, J.; Matson, V.; Gajewski, T.F. Exploring the emerging role of the microbiome in cancer immunotherapy. J. Immunother. Cancer 2019, 7, 108. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
68. Grat, M.; Wronka, K.M.; Krasnodebski, M.; Masior, L.; Lewandowski, Z.; Kosinska, I.; Grat, K.; Stypulkowski, J.; Rejowski, S.; Wasilewicz, M.; et al. Profile of Gut Microbiota Associated With the Presence of Hepatocellular Cancer in Patients With Liver Cirrhosis. Transpl. Proc. 2016, 48, 1687–1691. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
69. Huang, Y.; Fan, X.G.; Wang, Z.M.; Zhou, J.H.; Tian, X.F.; Li, N. Identification of helicobacter species in human liver samples from patients with primary hepatocellular carcinoma. J. Clin. Pathol. 2004, 57, 1273–1277. [Google Scholar] [CrossRef]
70. Yoshimoto, S.; Loo, T.M.; Atarashi, K.; Kanda, H.; Sato, S.; Oyadomari, S.; Iwakura, Y.; Oshima, K.; Morita, H.; Hattori, M.; et al. Obesity-induced gut microbial metabolite promotes liver cancer through senescence secretome. Nature 2013, 499, 97–101. [Google Scholar] [CrossRef]
71. Gopalakrishnan, V.; Spencer, C.N.; Nezi, L.; Reuben, A.; Andrews, M.C.; Karpinets, T.V.; Prieto, P.A.; Vicente, D.; Hoffman, K.; Wei, S.C.; et al. Gut microbiome modulates response to anti-PD-1 immunotherapy in melanoma patients. Science 2018, 359, 97–103. [Google Scholar] [CrossRef]
72. Viaud, S.; Saccheri, F.; Mignot, G.; Yamazaki, T.; Daillere, R.; Hannani, D.; Enot, D.P.; Pfirschke, C.; Engblom, C.; Pittet, M.J.; et al. The intestinal microbiota modulates the anticancer immune effects of cyclophosphamide. Science 2013, 342, 971–976. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
73. Yu, L.X.; Schwabe, R.F. The gut microbiome and liver cancer: Mechanisms and clinical translation. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2017, 14, 527–539. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
74. Bajaj, J.S.; Betrapally, N.S.; Hylemon, P.B.; Heuman, D.M.; Daita, K.; White, M.B.; Unser, A.; Thacker, L.R.; Sanyal, A.J.; Kang, D.J.; et al. Salivary microbiota reflects changes in gut microbiota in cirrhosis with hepatic encephalopathy. Hepatology 2015, 62, 1260–1271. [Google Scholar] [CrossRef]
75. Bajaj, J.S.; Hylemon, P.B.; Ridlon, J.M.; Heuman, D.M.; Daita, K.; White, M.B.; Monteith, P.; Noble, N.A.; Sikaroodi, M.; Gillevet, P.M. Colonic mucosal microbiome differs from stool microbiome in cirrhosis and hepatic encephalopathy and is linked to cognition and inflammation. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2012, 303, G675–G685. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
76. Bajaj, J.S.; Betrapally, N.S.; Hylemon, P.B.; Thacker, L.R.; Daita, K.; Kang, D.J.; White, M.B.; Unser, A.B.; Fagan, A.; Gavis, E.A.; et al. Gut Microbiota Alterations can predict Hospitalizations in Cirrhosis Independent of Diabetes Mellitus. Sci. Rep. 2015, 5, 18559. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
77. Chen, Y.; Ji, F.; Guo, J.; Shi, D.; Fang, D.; Li, L. Dysbiosis of small intestinal microbiota in liver cirrhosis and its association with etiology. Sci. Rep. 2016, 6, 34055. [Google Scholar] [CrossRef]
78. Lloyd-Price, J.; Abu-Ali, G.; Huttenhower, C. The healthy human microbiome. Genome Med. 2016, 8, 51. [Google Scholar] [CrossRef]
79. Bajaj, J.S.; Liu, E.J.; Kheradman, R.; Fagan, A.; Heuman, D.M.; White, M.; Gavis, E.A.; Hylemon, P.; Sikaroodi, M.; Gillevet, P.M. Fungal dysbiosis in cirrhosis. Gut 2018, 67, 1146–1154. [Google Scholar] [CrossRef]
80. Yang, A.M.; Inamine, T.; Hochrath, K.; Chen, P.; Wang, L.; Llorente, C.; Bluemel, S.; Hartmann, P.; Xu, J.; Koyama, Y.; et al. Intestinal fungi contribute to development of alcoholic liver disease. J. Clin. Investig. 2017, 127, 2829–2841. [Google Scholar] [CrossRef]
81. Lang, S.; Demir, M.; Martin, A.; Jiang, L.; Zhang, X.; Duan, Y.; Gao, B.; Wisplinghoff, H.; Kasper, P.; Roderburg, C.; et al. Intestinal Virome Signature Associated With Severity of Nonalcoholic Fatty Liver Disease. Gastroenterology 2020, 159, 1839–1852. [Google Scholar] [CrossRef]
82. Jiang, L.; Lang, S.; Duan, Y.; Zhang, X.; Gao, B.; Chopyk, J.; Schwanemann, L.K.; Ventura-Cots, M.; Bataller, R.; Bosques-Padilla, F.; et al. Intestinal Virome in Patients With Alcoholic Hepatitis. Hepatology 2020, 72, 2182–2196. [Google Scholar] [CrossRef]
83. Bajaj, J.S.; Sikaroodi, M.; Shamsaddini, A.; Henseler, Z.; Santiago-Rodriguez, T.; Acharya, C.; Fagan, A.; Hylemon, P.B.; Fuchs, M.; Gavis, E.; et al. Interaction of bacterial metagenome and virome in patients with cirrhosis and hepatic encephalopathy. Gut 2020. [Google Scholar] [CrossRef]
84. Duan, Y.; Llorente, C.; Lang, S.; Brandl, K.; Chu, H.; Jiang, L.; White, R.C.; Clarke, T.H.; Nguyen, K.; Torralba, M.; et al. Bacteriophage targeting of gut bacterium attenuates alcoholic liver disease. Nature 2019, 575, 505–511. [Google Scholar] [CrossRef]
85. Aguilar-Toalá, J.; Garcia-Varela, R.; Garcia, H.; Mata-Haro, V.; González-Córdova, A.; Vallejo-Cordoba, B.; Hernández-Mendoza, A. Postbiotics: An evolving term within the functional foods field. Trends Food Sci. Technol. 2018, 75, 105–114. [Google Scholar] [CrossRef]
86. Haileselassie, Y.; Navis, M.; Vu, N.; Qazi, K.R.; Rethi, B.; Sverremark-Ekström, E. Postbiotic modulation of retinoic acid imprinted mucosal-like dendritic cells by probiotic Lactobacillus reuteri 17938 in vitro. Front. Immunol. 2016, 7, 96. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
87. Gómez-Guzmán, M.; Toral, M.; Romero, M.; Jiménez, R.; Galindo, P.; Sánchez, M.; Zarzuelo, M.J.; Olivares, M.; Gálvez, J.; Duarte, J. Antihypertensive effects of probiotics Lactobacillus strains in spontaneously hypertensive rats. Mol. Nutr. Food Res. 2015, 59, 2326–2336. [Google Scholar] [CrossRef]
88. Xu, R.; Shang, N.; Li, P. In vitro and in vivo antioxidant activity of exopolysaccharide fractions from Bifidobacterium animalis RH. Anaerobe 2011, 17, 226–231. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
89. Jensen, B.A.H.; Holm, J.B.; Larsen, I.S.; von Burg, N.; Derer, S.; Sonne, S.B.; Paerregaard, S.I.; Damgaard, M.V.; Indrelid, S.A.; Rivollier, A.; et al. Lysates of Methylococcus capsulatus Bath induce a lean-like microbiota, intestinal FoxP3(+)RORgammat(+)IL-17(+) Tregs and improve metabolism. Nat. Commun. 2021, 12, 1093. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
90. Russo, E.; Giudici, F.; Fiorindi, C.; Ficari, F.; Scaringi, S.; Amedei, A. Immunomodulating Activity and Therapeutic Effects of Short Chain Fatty Acids and Tryptophan Post-biotics in Inflammatory Bowel Disease. Front. Immunol. 2019, 10, 2754. [Google Scholar] [CrossRef]
91. Homayouni Rad, A.; Aghebati Maleki, L.; Samadi Kafil, H.; Fathi Zavoshti, H.; Abbasi, A. Postbiotics as Promising Tools for Cancer Adjuvant Therapy. Adv. Pharm. Bull. 2021, 11, 1–5. [Google Scholar] [CrossRef]
92. Ridlon, J.M.; Bajaj, J.S. The human gut sterolbiome: Bile acid-microbiome endocrine aspects and therapeutics. Acta Pharm. Sin. B 2015, 5, 99–105. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
93. Abu-Shanab, A.; Quigley, E.M. The role of the gut microbiota in nonalcoholic fatty liver disease. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2010, 7, 691–701. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
94. Lambertucci, F.; Arboatti, A.; Sedlmeier, M.G.; Motino, O.; Alvarez, M.L.; Ceballos, M.P.; Villar, S.R.; Roggero, E.; Monti, J.A.; Pisani, G.; et al. Disruption of tumor necrosis factor alpha receptor 1 signaling accelerates NAFLD progression in mice upon a high-fat diet. J. Nutr. Biochem. 2018, 58, 17–27. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
95. Gorjifard, S.; Goldszmid, R.S. Microbiota-myeloid cell crosstalk beyond the gut. J. Leukoc. Biol. 2016, 100, 865–879. [Google Scholar] [CrossRef]
96. Vaikunthanathan, T.; Safinia, N.; Lombardi, G.; Lechler, R.I. Microbiota, immunity and the liver. Immunol. Lett. 2016, 171, 36–49. [Google Scholar] [CrossRef]
97. Brestoff, J.R.; Artis, D. Commensal bacteria at the interface of host metabolism and the immune system. Nat. Immunol. 2013, 14, 676–684. [Google Scholar] [CrossRef]
98. Zelante, T.; Iannitti, R.G.; Cunha, C.; De Luca, A.; Giovannini, G.; Pieraccini, G.; Zecchi, R.; D’Angelo, C.; Massi-Benedetti, C.; Fallarino, F.; et al. Tryptophan catabolites from microbiota engage aryl hydrocarbon receptor and balance mucosal reactivity via interleukin-22. Immunity 2013, 39, 372–385. [Google Scholar] [CrossRef]
99. Sayin, S.I.; Wahlstrom, A.; Felin, J.; Jantti, S.; Marschall, H.U.; Bamberg, K.; Angelin, B.; Hyotylainen, T.; Oresic, M.; Backhed, F. Gut microbiota regulates bile acid metabolism by reducing the levels of tauro-beta-muricholic acid, a naturally occurring FXR antagonist. Cell Metab. 2013, 17, 225–235. [Google Scholar] [CrossRef]
100. Hylemon, P.B.; Zhou, H.; Pandak, W.M.; Ren, S.; Gil, G.; Dent, P. Bile acids as regulatory molecules. J. Lipid Res. 2009, 50, 1509–1520. [Google Scholar] [CrossRef]
101. Clausen, M.R.; Mortensen, P.B. Kinetic studies on colonocyte metabolism of short chain fatty acids and glucose in ulcerative colitis. Gut 1995, 37, 684–689. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
102. Musso, G.; Gambino, R.; Cassader, M. Obesity, diabetes, and gut microbiota: The hygiene hypothesis expanded? Diabetes Care 2010, 33, 2277–2284. [Google Scholar] [CrossRef]
103. Den Besten, G.; Bleeker, A.; Gerding, A.; van Eunen, K.; Havinga, R.; van Dijk, T.H.; Oosterveer, M.H.; Jonker, J.W.; Groen, A.K.; Reijngoud, D.J.; et al. Short-Chain Fatty Acids Protect Against High-Fat Diet-Induced Obesity via a PPARgamma-Dependent Switch From Lipogenesis to Fat Oxidation. Diabetes 2015, 64, 2398–2408. [Google Scholar] [CrossRef]
104. Furusawa, Y.; Obata, Y.; Fukuda, S.; Endo, T.A.; Nakato, G.; Takahashi, D.; Nakanishi, Y.; Uetake, C.; Kato, K.; Kato, T.; et al. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature 2013, 504, 446–450. [Google Scholar] [CrossRef]
105. Lieber, C.S. Alcoholic fatty liver: Its pathogenesis and mechanism of progression to inflammation and fibrosis. Alcohol 2004, 34, 9–19. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
106. Hoek, J.B.; Pastorino, J.G. Ethanol, oxidative stress, and cytokine-induced liver cell injury. Alcohol 2002, 27, 63–68. [Google Scholar] [CrossRef]
107. Mehedint, M.G.; Zeisel, S.H. Choline’s role in maintaining liver function: New evidence for epigenetic mechanisms. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care 2013, 16, 339–345. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
108. Chen, Y.M.; Liu, Y.; Zhou, R.F.; Chen, X.L.; Wang, C.; Tan, X.Y.; Wang, L.J.; Zheng, R.D.; Zhang, H.W.; Ling, W.H.; et al. Associations of gut-flora-dependent metabolite trimethylamine-N-oxide, betaine and choline with non-alcoholic fatty liver disease in adults. Sci. Rep. 2016, 6, 19076. [Google Scholar] [CrossRef]
109. Abreu, M.T. Toll-like receptor signalling in the intestinal epithelium: How bacterial recognition shapes intestinal function. Nat. Rev. Immunol. 2010, 10, 131–144. [Google Scholar] [CrossRef]
110. Mencin, A.; Kluwe, J.; Schwabe, R.F. Toll-like receptors as targets in chronic liver diseases. Gut 2009, 58, 704–720. [Google Scholar] [CrossRef]
111. Jones, B.V.; Begley, M.; Hill, C.; Gahan, C.G.; Marchesi, J.R. Functional and comparative metagenomic analysis of bile salt hydrolase activity in the human gut microbiome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2008, 105, 13580–13585. [Google Scholar] [CrossRef]
112. Ridlon, J.M.; Kang, D.J.; Hylemon, P.B. Bile salt biotransformations by human intestinal bacteria. J. Lipid Res. 2006, 47, 241–259. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
113. Kellogg, T.F.; Wostmann, B.S. Fecal neutral steroids and bile acids from germfree rats. J. Lipid Res. 1969, 10, 495–503. [Google Scholar] [CrossRef]
114. Selwyn, F.P.; Csanaky, I.L.; Zhang, Y.; Klaassen, C.D. Importance of Large Intestine in Regulating Bile Acids and Glucagon-Like Peptide-1 in Germ-Free Mice. Drug Metab. Dispos. 2015, 43, 1544–1556. [Google Scholar] [CrossRef]
115. Wahlstrom, A.; Sayin, S.I.; Marschall, H.U.; Backhed, F. Intestinal Crosstalk between Bile Acids and Microbiota and Its Impact on Host Metabolism. Cell Metab. 2016, 24, 41–50. [Google Scholar] [CrossRef]
116. Devlin, A.S.; Fischbach, M.A. A biosynthetic pathway for a prominent class of microbiota-derived bile acids. Nat. Chem. Biol. 2015, 11, 685–690. [Google Scholar] [CrossRef]
117. Hirano, S.; Masuda, N. Transformation of bile acids by Eubacterium lentum. Appl. Environ. Microbiol. 1981, 42, 912–915. [Google Scholar] [CrossRef]
118. Hirano, S.; Masuda, N.; Oda, H.; Mukai, H. Transformation of bile acids by Clostridium perfringens. Appl. Environ. Microbiol. 1981, 42, 394–399. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
119. Kuipers, F.; Bloks, V.W.; Groen, A.K. Beyond intestinal soap--bile acids in metabolic control. Nat. Rev. Endocrinol. 2014, 10, 488–498. [Google Scholar] [CrossRef]
120. Xie, G.; Wang, X.; Huang, F.; Zhao, A.; Chen, W.; Yan, J.; Zhang, Y.; Lei, S.; Ge, K.; Zheng, X.; et al. Dysregulated hepatic bile acids collaboratively promote liver carcinogenesis. Int. J. Cancer 2016, 139, 1764–1775. [Google Scholar] [CrossRef]
121. Dermadi, D.; Valo, S.; Ollila, S.; Soliymani, R.; Sipari, N.; Pussila, M.; Sarantaus, L.; Linden, J.; Baumann, M.; Nystrom, M. Western Diet Deregulates Bile Acid Homeostasis, Cell Proliferation, and Tumorigenesis in Colon. Cancer Res. 2017, 77, 3352–3363. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
122. Pai, R.; Tarnawski, A.S.; Tran, T. Deoxycholic acid activates beta-catenin signaling pathway and increases colon cell cancer growth and invasiveness. Mol. Biol. Cell 2004, 15, 2156–2163. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
123. Nguyen, T.T.; Ung, T.T.; Kim, N.H.; Jung, Y.D. Role of bile acids in colon carcinogenesis. World J. Clin. Cases 2018, 6, 577–588. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
124. Jacoby, R.F.; Cole, C.E.; Hawk, E.T.; Lubet, R.A. Ursodeoxycholate/Sulindac combination treatment effectively prevents intestinal adenomas in a mouse model of polyposis. Gastroenterology 2004, 127, 838–844. [Google Scholar] [CrossRef]
125. Clements, W.D.; Parks, R.; Erwin, P.; Halliday, M.I.; Barr, J.; Rowlands, B.J. Role of the gut in the pathophysiology of extrahepatic biliary obstruction. Gut 1996, 39, 587–593. [Google Scholar] [CrossRef]
126. Kakiyama, G.; Pandak, W.M.; Gillevet, P.M.; Hylemon, P.B.; Heuman, D.M.; Daita, K.; Takei, H.; Muto, A.; Nittono, H.; Ridlon, J.M.; et al. Modulation of the fecal bile acid profile by gut microbiota in cirrhosis. J. Hepatol. 2013, 58, 949–955. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
127. Rodriguez-Carrio, J.; Salazar, N.; Margolles, A.; Gonzalez, S.; Gueimonde, M.; de Los Reyes-Gavilan, C.G.; Suarez, A. Free Fatty Acids Profiles Are Related to Gut Microbiota Signatures and Short-Chain Fatty Acids. Front. Immunol. 2017, 8, 823. [Google Scholar] [CrossRef]
128. Sharon, G.; Garg, N.; Debelius, J.; Knight, R.; Dorrestein, P.C.; Mazmanian, S.K. Specialized metabolites from the microbiome in health and disease. Cell Metab. 2014, 20, 719–730. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
129. Wachtershauser, A.; Stein, J. Rationale for the luminal provision of butyrate in intestinal diseases. Eur. J. Nutr. 2000, 39, 164–171. [Google Scholar] [CrossRef]
130. Ziegler, K.; Kerimi, A.; Poquet, L.; Williamson, G. Butyric acid increases transepithelial transport of ferulic acid through upregulation of the monocarboxylate transporters SLC16A1 (MCT1) and SLC16A3 (MCT4). Arch. Biochem. Biophys. 2016, 599, 3–12. [Google Scholar] [CrossRef]
131. Cresci, G.A.; Glueck, B.; McMullen, M.R.; Xin, W.; Allende, D.; Nagy, L.E. Prophylactic tributyrin treatment mitigates chronic-binge ethanol-induced intestinal barrier and liver injury. J. Gastroenterol. Hepatol. 2017, 32, 1587–1597. [Google Scholar] [CrossRef]
132. Yamashita, H.; Maruta, H.; Jozuka, M.; Kimura, R.; Iwabuchi, H.; Yamato, M.; Saito, T.; Fujisawa, K.; Takahashi, Y.; Kimoto, M.; et al. Effects of acetate on lipid metabolism in muscles and adipose tissues of type 2 diabetic Otsuka Long-Evans Tokushima Fatty (OLETF) rats. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2009, 73, 570–576. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
133. Al-Lahham, S.; Roelofsen, H.; Rezaee, F.; Weening, D.; Hoek, A.; Vonk, R.; Venema, K. Propionic acid affects immune status and metabolism in adipose tissue from overweight subjects. Eur. J. Clin. Investig. 2012, 42, 357–364. [Google Scholar] [CrossRef]
134. Ridaura, V.K.; Faith, J.J.; Rey, F.E.; Cheng, J.; Duncan, A.E.; Kau, A.L.; Griffin, N.W.; Lombard, V.; Henrissat, B.; Bain, J.R.; et al. Gut microbiota from twins discordant for obesity modulate metabolism in mice. Science 2013, 341, 1241214. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
135. Gao, Z.; Yin, J.; Zhang, J.; Ward, R.E.; Martin, R.J.; Lefevre, M.; Cefalu, W.T.; Ye, J. Butyrate improves insulin sensitivity and increases energy expenditure in mice. Diabetes 2009, 58, 1509–1517. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
136. Vrieze, A.; Van Nood, E.; Holleman, F.; Salojarvi, J.; Kootte, R.S.; Bartelsman, J.F.; Dallinga-Thie, G.M.; Ackermans, M.T.; Serlie, M.J.; Oozeer, R.; et al. Transfer of intestinal microbiota from lean donors increases insulin sensitivity in individuals with metabolic syndrome. Gastroenterology 2012, 143, 913–916.e917. [Google Scholar] [CrossRef]
137. Chambers, E.S.; Viardot, A.; Psichas, A.; Morrison, D.J.; Murphy, K.G.; Zac-Varghese, S.E.; MacDougall, K.; Preston, T.; Tedford, C.; Finlayson, G.S.; et al. Effects of targeted delivery of propionate to the human colon on appetite regulation, body weight maintenance and adiposity in overweight adults. Gut 2015, 64, 1744–1754. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
138. Szabo, G.; Mandrekar, P. Focus on: Alcohol and the liver. Alcohol Res. Health 2010, 33, 87–96. [Google Scholar]
139. Chen, P.; Miyamoto, Y.; Mazagova, M.; Lee, K.C.; Eckmann, L.; Schnabl, B. Microbiota Protects Mice Against Acute Alcohol-Induced Liver Injury. Alcohol Clin. Exp. Res. 2015, 39, 2313–2323. [Google Scholar] [CrossRef]
140. Hamarneh, S.R.; Kim, B.M.; Kaliannan, K.; Morrison, S.A.; Tantillo, T.J.; Tao, Q.; Mohamed, M.M.R.; Ramirez, J.M.; Karas, A.; Liu, W.; et al. Intestinal Alkaline Phosphatase Attenuates Alcohol-Induced Hepatosteatosis in Mice. Dig. Dis. Sci. 2017, 62, 2021–2034. [Google Scholar] [CrossRef]
141. Rao, R.K. Acetaldehyde-induced barrier disruption and paracellular permeability in Caco-2 cell monolayer. Methods Mol. Biol. 2008, 447, 171–183. [Google Scholar] [CrossRef]
142. Uesugi, T.; Froh, M.; Arteel, G.E.; Bradford, B.U.; Thurman, R.G. Toll-like receptor 4 is involved in the mechanism of early alcohol-induced liver injury in mice. Hepatology 2001, 34, 101–108. [Google Scholar] [CrossRef]
143. Adachi, Y.; Moore, L.E.; Bradford, B.U.; Gao, W.; Thurman, R.G. Antibiotics prevent liver injury in rats following long-term exposure to ethanol. Gastroenterology 1995, 108, 218–224. [Google Scholar] [CrossRef]
144. Elamin, E.E.; Masclee, A.A.; Dekker, J.; Jonkers, D.M. Ethanol metabolism and its effects on the intestinal epithelial barrier. Nutr. Rev. 2013, 71, 483–499. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
145. Nair, S.; Cope, K.; Risby, T.H.; Diehl, A.M. Obesity and female gender increase breath ethanol concentration: Potential implications for the pathogenesis of nonalcoholic steatohepatitis. Am. J. Gastroenterol. 2001, 96, 1200–1204. [Google Scholar] [CrossRef]
146. Cope, K.; Risby, T.; Diehl, A.M. Increased gastrointestinal ethanol production in obese mice: Implications for fatty liver disease pathogenesis. Gastroenterology 2000, 119, 1340–1347. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
147. Zeisel, S.H.; da Costa, K.A. Choline: An essential nutrient for public health. Nutr. Rev. 2009, 67, 615–623. [Google Scholar] [CrossRef]
148. Han, J.; Dzierlenga, A.L.; Lu, Z.; Billheimer, D.D.; Torabzadeh, E.; Lake, A.D.; Li, H.; Novak, P.; Shipkova, P.; Aranibar, N.; et al. Metabolomic profiling distinction of human nonalcoholic fatty liver disease progression from a common rat model. Obesity 2017, 25, 1069–1076. [Google Scholar] [CrossRef]
149. Muraki, Y.; Makita, Y.; Yamasaki, M.; Amano, Y.; Matsuo, T. Elevation of liver endoplasmic reticulum stress in a modified choline-deficient l-amino acid-defined diet-fed non-alcoholic steatohepatitis mouse model. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2017, 486, 632–638. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
150. Zeisel, S.H.; Wishnok, J.S.; Blusztajn, J.K. Formation of methylamines from ingested choline and lecithin. J. Pharmacol. Exp. Ther. 1983, 225, 320–324. [Google Scholar]
151. Al-Waiz, M.; Mikov, M.; Mitchell, S.C.; Smith, R.L. The exogenous origin of trimethylamine in the mouse. Metabolism 1992, 41, 135–136. [Google Scholar] [CrossRef]
152. Lang, D.H.; Yeung, C.K.; Peter, R.M.; Ibarra, C.; Gasser, R.; Itagaki, K.; Philpot, R.M.; Rettie, A.E. Isoform specificity of trimethylamine N-oxygenation by human flavin-containing monooxygenase (FMO) and P450 enzymes: Selective catalysis by FMO3. Biochem. Pharmacol. 1998, 56, 1005–1012. [Google Scholar] [CrossRef]
153. Tang, W.H.; Wang, Z.; Levison, B.S.; Koeth, R.A.; Britt, E.B.; Fu, X.; Wu, Y.; Hazen, S.L. Intestinal microbial metabolism of phosphatidylcholine and cardiovascular risk. N. Engl. J. Med. 2013, 368, 1575–1584. [Google Scholar] [CrossRef]
154. Arslan, N. Obesity, fatty liver disease and intestinal microbiota. World J. Gastroenterol. 2014, 20, 16452–16463. [Google Scholar] [CrossRef]
155. Dumas, M.E.; Barton, R.H.; Toye, A.; Cloarec, O.; Blancher, C.; Rothwell, A.; Fearnside, J.; Tatoud, R.; Blanc, V.; Lindon, J.C.; et al. Metabolic profiling reveals a contribution of gut microbiota to fatty liver phenotype in insulin-resistant mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2006, 103, 12511–12516. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
156. Odamaki, T.; Kato, K.; Sugahara, H.; Hashikura, N.; Takahashi, S.; Xiao, J.Z.; Abe, F.; Osawa, R. Age-related changes in gut microbiota composition from newborn to centenarian: A cross-sectional study. BMC Microbiol. 2016, 16, 90. [Google Scholar] [CrossRef]
157. Francino, M.P. Antibiotics and the Human Gut Microbiome: Dysbioses and Accumulation of Resistances. Front. Microbiol. 2015, 6, 1543. [Google Scholar] [CrossRef]
158. Wu, H.; Esteve, E.; Tremaroli, V.; Khan, M.T.; Caesar, R.; Manneras-Holm, L.; Stahlman, M.; Olsson, L.M.; Serino, M.; Planas-Felix, M.; et al. Metformin alters the gut microbiome of individuals with treatment-naive type 2 diabetes, contributing to the therapeutic effects of the drug. Nat. Med. 2017, 23, 850–858. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
159. Rogers, M.A.M.; Aronoff, D.M. The influence of non-steroidal anti-inflammatory drugs on the gut microbiome. Clin. Microbiol. Infect 2016, 22, 178.e1–e178.e9. [Google Scholar] [CrossRef]
160. Hill, D.A.; Siracusa, M.C.; Abt, M.C.; Kim, B.S.; Kobuley, D.; Kubo, M.; Kambayashi, T.; Larosa, D.F.; Renner, E.D.; Orange, J.S.; et al. Commensal bacteria-derived signals regulate basophil hematopoiesis and allergic inflammation. Nat. Med. 2012, 18, 538–546. [Google Scholar] [CrossRef]
161. Deplancke, B.; Gaskins, H.R. Microbial modulation of innate defense: Goblet cells and the intestinal mucus layer. Am. J. Clin. Nutr. 2001, 73, 1131S–1141S. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
162. Gordon, H.A.; Pesti, L. The gnotobiotic animal as a tool in the study of host microbial relationships. Bacteriol. Rev. 1971, 35, 390–429. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
163. Smith, K.; McCoy, K.D.; Macpherson, A.J. Use of axenic animals in studying the adaptation of mammals to their commensal intestinal microbiota. Semin. Immunol. 2007, 19, 59–69. [Google Scholar] [CrossRef]
164. Lecuyer, E.; Rakotobe, S.; Lengline-Garnier, H.; Lebreton, C.; Picard, M.; Juste, C.; Fritzen, R.; Eberl, G.; McCoy, K.D.; Macpherson, A.J.; et al. Segmented filamentous bacterium uses secondary and tertiary lymphoid tissues to induce gut IgA and specific T helper 17 cell responses. Immunity 2014, 40, 608–620. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
165. Weinstein, P.D.; Cebra, J.J. The preference for switching to IgA expression by Peyer’s patch germinal center B cells is likely due to the intrinsic influence of their microenvironment. J. Immunol. 1991, 147, 4126–4135. [Google Scholar] [PubMed]
166. Bouskra, D.; Brezillon, C.; Berard, M.; Werts, C.; Varona, R.; Boneca, I.G.; Eberl, G. Lymphoid tissue genesis induced by commensals through NOD1 regulates intestinal homeostasis. Nature 2008, 456, 507–510. [Google Scholar] [CrossRef]
167. Macpherson, A.J.; Martinic, M.M.; Harris, N. The functions of mucosal T cells in containing the indigenous commensal flora of the intestine. Cell Mol. Life Sci. 2002, 59, 2088–2096. [Google Scholar] [CrossRef]
168. Macpherson, A.J.; Hunziker, L.; McCoy, K.; Lamarre, A. IgA responses in the intestinal mucosa against pathogenic and non-pathogenic microorganisms. Microbes Infect. 2001, 3, 1021–1035. [Google Scholar] [CrossRef]
169. Hall, J.A.; Bouladoux, N.; Sun, C.M.; Wohlfert, E.A.; Blank, R.B.; Zhu, Q.; Grigg, M.E.; Berzofsky, J.A.; Belkaid, Y. Commensal DNA limits regulatory T cell conversion and is a natural adjuvant of intestinal immune responses. Immunity 2008, 29, 637–649. [Google Scholar] [CrossRef]
170. Uzbay, T. Germ-free animal experiments in the gut microbiota studies. Curr. Opin. Pharmacol. 2019, 49, 6–10. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
171. Hernandez-Chirlaque, C.; Aranda, C.J.; Ocon, B.; Capitan-Canadas, F.; Ortega-Gonzalez, M.; Carrero, J.J.; Suarez, M.D.; Zarzuelo, A.; Sanchez de Medina, F.; Martinez-Augustin, O. Germ-free and Antibiotic-treated Mice are Highly Susceptible to Epithelial Injury in DSS Colitis. J. Crohns Colitis 2016, 10, 1324–1335. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
172. Al-Asmakh, M.; Zadjali, F. Use of Germ-Free Animal Models in Microbiota-Related Research. J. Microbiol. Biotechnol. 2015, 25, 1583–1588. [Google Scholar] [CrossRef]
173. Tada, T.; Yamamura, S.; Kuwano, Y.; Abo, T. Level of myelopoiesis in the bone marrow is influenced by intestinal flora. Cell Immunol. 1996, 173, 155–161. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
174. Staber, F.G.; Tarcsay, L.; Dukor, P. Modulations of myelopoiesis in vivo by chemically pure preparations of cell wall components from gram-negative bacteria: Effects at different stages. Infect Immun. 1978, 20, 40–49. [Google Scholar] [CrossRef]
175. Khosravi, A.; Yanez, A.; Price, J.G.; Chow, A.; Merad, M.; Goodridge, H.S.; Mazmanian, S.K. Gut microbiota promote hematopoiesis to control bacterial infection. Cell Host Microbe 2014, 15, 374–381. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
176. Lee, Y.K.; Menezes, J.S.; Umesaki, Y.; Mazmanian, S.K. Proinflammatory T-cell responses to gut microbiota promote experimental autoimmune encephalomyelitis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108 (Suppl. 1), 4615–4622. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
177. Thaiss, C.A.; Zmora, N.; Levy, M.; Elinav, E. The microbiome and innate immunity. Nature 2016, 535, 65–74. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
178. Vijay-Kumar, M.; Aitken, J.D.; Carvalho, F.A.; Cullender, T.C.; Mwangi, S.; Srinivasan, S.; Sitaraman, S.V.; Knight, R.; Ley, R.E.; Gewirtz, A.T. Metabolic syndrome and altered gut microbiota in mice lacking Toll-like receptor 5. Science 2010, 328, 228–231. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
179. Ramanan, D.; Tang, M.S.; Bowcutt, R.; Loke, P.; Cadwell, K. Bacterial sensor Nod2 prevents inflammation of the small intestine by restricting the expansion of the commensal Bacteroides vulgatus. Immunity 2014, 41, 311–324. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
180. Macia, L.; Tan, J.; Vieira, A.T.; Leach, K.; Stanley, D.; Luong, S.; Maruya, M.; Ian McKenzie, C.; Hijikata, A.; Wong, C.; et al. Metabolite-sensing receptors GPR43 and GPR109A facilitate dietary fibre-induced gut homeostasis through regulation of the inflammasome. Nat. Commun. 2015, 6, 6734. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
181. Levy, M.; Thaiss, C.A.; Zeevi, D.; Dohnalova, L.; Zilberman-Schapira, G.; Mahdi, J.A.; David, E.; Savidor, A.; Korem, T.; Herzig, Y.; et al. Microbiota-Modulated Metabolites Shape the Intestinal Microenvironment by Regulating NLRP6 Inflammasome Signaling. Cell 2015, 163, 1428–1443. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
182. Chudnovskiy, A.; Mortha, A.; Kana, V.; Kennard, A.; Ramirez, J.D.; Rahman, A.; Remark, R.; Mogno, I.; Ng, R.; Gnjatic, S.; et al. Host-Protozoan Interactions Protect from Mucosal Infections through Activation of the Inflammasome. Cell 2016, 167, 444–456 e414. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
183. Gury-BenAri, M.; Thaiss, C.A.; Serafini, N.; Winter, D.R.; Giladi, A.; Lara-Astiaso, D.; Levy, M.; Salame, T.M.; Weiner, A.; David, E.; et al. The Spectrum and Regulatory Landscape of Intestinal Innate Lymphoid Cells Are Shaped by the Microbiome. Cell 2016, 166, 1231–1246.e1213. [Google Scholar] [CrossRef]
184. Li, F.; Hao, X.; Chen, Y.; Bai, L.; Gao, X.; Lian, Z.; Wei, H.; Sun, R.; Tian, Z. The microbiota maintain homeostasis of liver-resident gammadeltaT-17 cells in a lipid antigen/CD1d-dependent manner. Nat. Commun. 2017, 7, 13839. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
185. Honda, K.; Littman, D.R. The microbiota in adaptive immune homeostasis and disease. Nature 2016, 535, 75–84. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
186. Peterson, D.A.; McNulty, N.P.; Guruge, J.L.; Gordon, J.I. IgA response to symbiotic bacteria as a mediator of gut homeostasis. Cell Host Microbe 2007, 2, 328–339. [Google Scholar] [CrossRef]
187. Kunisawa, J.; Kiyono, H. Alcaligenes is Commensal Bacteria Habituating in the Gut-Associated Lymphoid Tissue for the Regulation of Intestinal IgA Responses. Front Immunol. 2012, 3, 65. [Google Scholar] [CrossRef]
188. Bunker, J.J.; Flynn, T.M.; Koval, J.C.; Shaw, D.G.; Meisel, M.; McDonald, B.D.; Ishizuka, I.E.; Dent, A.L.; Wilson, P.C.; Jabri, B.; et al. Innate and Adaptive Humoral Responses Coat Distinct Commensal Bacteria with Immunoglobulin A. Immunity 2015, 43, 541–553. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
189. Pabst, O. New concepts in the generation and functions of IgA. Nat. Rev. Immunol. 2012, 12, 821–832. [Google Scholar] [CrossRef]
190. Bemark, M.; Boysen, P.; Lycke, N.Y. Induction of gut IgA production through T cell-dependent and T cell-independent pathways. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2012, 1247, 97–116. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
191. Macpherson, A.J.; Gatto, D.; Sainsbury, E.; Harriman, G.R.; Hengartner, H.; Zinkernagel, R.M. A primitive T cell-independent mechanism of intestinal mucosal IgA responses to commensal bacteria. Science 2000, 288, 2222–2226. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
192. Moon, C.; Baldridge, M.T.; Wallace, M.A.; Burnham, C.A.D.; Virgin, H.W.; Stappenbeck, T.S. Vertically transmitted faecal IgA levels determine extra-chromosomal phenotypic variation. Nature 2015, 521, 90–93. [Google Scholar] [CrossRef]
193. Fransen, F.; Zagato, E.; Mazzini, E.; Fosso, B.; Manzari, C.; El Aidy, S.; Chiavelli, A.; D’Erchia, A.M.; Sethi, M.K.; Pabst, O.; et al. BALB/c and C57BL/6 Mice Differ in Polyreactive IgA Abundance, which Impacts the Generation of Antigen-Specific IgA and Microbiota Diversity. Immunity 2015, 43, 527–540. [Google Scholar] [CrossRef]
194. Viladomiu, M.; Kivolowitz, C.; Abdulhamid, A.; Dogan, B.; Victorio, D.; Castellanos, J.G.; Woo, V.; Teng, F.; Tran, N.L.; Sczesnak, A.; et al. IgA-coated E. coli enriched in Crohn’s disease spondyloarthritis promote TH17-dependent inflammation. Sci. Transl. Med. 2017, 9. [Google Scholar] [CrossRef]
195. Atarashi, K.; Tanoue, T.; Ando, M.; Kamada, N.; Nagano, Y.; Narushima, S.; Suda, W.; Imaoka, A.; Setoyama, H.; Nagamori, T.; et al. Th17 Cell Induction by Adhesion of Microbes to Intestinal Epithelial Cells. Cell 2015, 163, 367–380. [Google Scholar] [CrossRef]
196. Britton, G.J.; Contijoch, E.J.; Mogno, I.; Vennaro, O.H.; Llewellyn, S.R.; Ng, R.; Li, Z.; Mortha, A.; Merad, M.; Das, A.; et al. Microbiotas from Humans with Inflammatory Bowel Disease Alter the Balance of Gut Th17 and RORgammat(+) Regulatory T Cells and Exacerbate Colitis in Mice. Immunity 2019, 50, 212–224.e214. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
197. Tanoue, T.; Atarashi, K.; Honda, K. Development and maintenance of intestinal regulatory T cells. Nat. Rev. Immunol. 2016, 16, 295–309. [Google Scholar] [CrossRef]
198. Atarashi, K.; Tanoue, T.; Shima, T.; Imaoka, A.; Kuwahara, T.; Momose, Y.; Cheng, G.; Yamasaki, S.; Saito, T.; Ohba, Y.; et al. Induction of colonic regulatory T cells by indigenous Clostridium species. Science 2011, 331, 337–341. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
199. Round, J.L.; Mazmanian, S.K. Inducible Foxp3+ regulatory T-cell development by a commensal bacterium of the intestinal microbiota. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2010, 107, 12204–12209. [Google Scholar] [CrossRef]
200. Smith, P.M.; Howitt, M.R.; Panikov, N.; Michaud, M.; Gallini, C.A.; Bohlooly, Y.M.; Glickman, J.N.; Garrett, W.S. The microbial metabolites, short-chain fatty acids, regulate colonic Treg cell homeostasis. Science 2013, 341, 569–573. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
201. Park, J.; Kim, M.; Kang, S.G.; Jannasch, A.H.; Cooper, B.; Patterson, J.; Kim, C.H. Short-chain fatty acids induce both effector and regulatory T cells by suppression of histone deacetylases and regulation of the mTOR-S6K pathway. Mucosal Immunol. 2015, 8, 80–93. [Google Scholar] [CrossRef]
202. Cani, P.D.; Amar, J.; Iglesias, M.A.; Poggi, M.; Knauf, C.; Bastelica, D.; Neyrinck, A.M.; Fava, F.; Tuohy, K.M.; Chabo, C.; et al. Metabolic endotoxemia initiates obesity and insulin resistance. Diabetes 2007, 56, 1761–1772. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
203. Weiss, D.S. The great escape: Microbiotal LPS takes a toll on the liver. Cancer Prev. Res. 2012, 5, 1078–1080. [Google Scholar] [CrossRef]
204. Carpino, G.; Del Ben, M.; Pastori, D.; Carnevale, R.; Baratta, F.; Overi, D.; Francis, H.; Cardinale, V.; Onori, P.; Safarikia, S.; et al. Increased Liver Localization of Lipopolysaccharides in Human and Experimental NAFLD. Hepatology 2019. [Google Scholar] [CrossRef]
205. Szabo, G.; Velayudham, A.; Romics, L., Jr.; Mandrekar, P. Modulation of non-alcoholic steatohepatitis by pattern recognition receptors in mice: The role of toll-like receptors 2 and 4. Alcohol Clin. Exp. Res. 2005, 29, 140S–145S. [Google Scholar] [CrossRef]
206. Ramos, H.C.; Rumbo, M.; Sirard, J.C. Bacterial flagellins: Mediators of pathogenicity and host immune responses in mucosa. Trends Microbiol. 2004, 12, 509–517. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
207. Xiao, Y.; Liu, F.; Yang, J.; Zhong, M.; Zhang, E.; Li, Y.; Zhou, D.; Cao, Y.; Li, W.; Yu, J.; et al. Over-activation of TLR5 signaling by high-dose flagellin induces liver injury in mice. Cell Mol. Immunol. 2015, 12, 729–742. [Google Scholar] [CrossRef]
208. Weiss, E.; Kretschmer, D. Formyl-Peptide Receptors in Infection, Inflammation, and Cancer. Trends Immunol. 2018, 39, 815–829. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
209. Liu, M.; Chen, K.; Yoshimura, T.; Liu, Y.; Gong, W.; Wang, A.; Gao, J.L.; Murphy, P.M.; Wang, J.M. Formylpeptide receptors are critical for rapid neutrophil mobilization in host defense against Listeria monocytogenes. Sci. Rep. 2012, 2, 786. [Google Scholar] [CrossRef]
210. Pasare, C.; Medzhitov, R. Toll pathway-dependent blockade of CD4+CD25+ T cell-mediated suppression by dendritic cells. Science 2003, 299, 1033–1036. [Google Scholar] [CrossRef]
211. Roh, Y.S.; Zhang, B.; Loomba, R.; Seki, E. TLR2 and TLR9 contribute to alcohol-mediated liver injury through induction of CXCL1 and neutrophil infiltration. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2015, 309, G30–G41. [Google Scholar] [CrossRef]
212. Bergheim, I.; Weber, S.; Vos, M.; Kramer, S.; Volynets, V.; Kaserouni, S.; McClain, C.J.; Bischoff, S.C. Antibiotics protect against fructose-induced hepatic lipid accumulation in mice: Role of endotoxin. J. Hepatol. 2008, 48, 983–992. [Google Scholar] [CrossRef]
213. Li, Z.; Yang, S.; Lin, H.; Huang, J.; Watkins, P.A.; Moser, A.B.; Desimone, C.; Song, X.Y.; Diehl, A.M. Probiotics and antibodies to TNF inhibit inflammatory activity and improve nonalcoholic fatty liver disease. Hepatology 2003, 37, 343–350. [Google Scholar] [CrossRef]
214. Cani, P.D.; Neyrinck, A.M.; Fava, F.; Knauf, C.; Burcelin, R.G.; Tuohy, K.M.; Gibson, G.R.; Delzenne, N.M. Selective increases of bifidobacteria in gut microflora improve high-fat-diet-induced diabetes in mice through a mechanism associated with endotoxaemia. Diabetologia 2007, 50, 2374–2383. [Google Scholar] [CrossRef]
215. Wagnerberger, S.; Spruss, A.; Kanuri, G.; Stahl, C.; Schroder, M.; Vetter, W.; Bischoff, S.C.; Bergheim, I. Lactobacillus casei Shirota protects from fructose-induced liver steatosis: A mouse model. J. Nutr. Biochem. 2013, 24, 531–538. [Google Scholar] [CrossRef]
216. Esposito, E.; Iacono, A.; Bianco, G.; Autore, G.; Cuzzocrea, S.; Vajro, P.; Canani, R.B.; Calignano, A.; Raso, G.M.; Meli, R. Probiotics reduce the inflammatory response induced by a high-fat diet in the liver of young rats. J. Nutr. 2009, 139, 905–911. [Google Scholar] [CrossRef]
217. Daubioul, C.A.; Horsmans, Y.; Lambert, P.; Danse, E.; Delzenne, N.M. Effects of oligofructose on glucose and lipid metabolism in patients with nonalcoholic steatohepatitis: Results of a pilot study. Eur. J. Clin. Nutr. 2005, 59, 723–726. [Google Scholar] [CrossRef]
218. Jena, P.K.; Sheng, L.; Nagar, N.; Wu, C.; Barile, D.; Mills, D.A.; Wan, Y.Y. Synbiotics Bifidobacterium infantis and milk oligosaccharides are effective in reversing cancer-prone nonalcoholic steatohepatitis using western diet-fed FXR knockout mouse models. J. Nutr. Biochem. 2018, 57, 246–254. [Google Scholar] [CrossRef]
219. Dhiman, R.K.; Rana, B.; Agrawal, S.; Garg, A.; Chopra, M.; Thumburu, K.K.; Khattri, A.; Malhotra, S.; Duseja, A.; Chawla, Y.K. Probiotic VSL#3 reduces liver disease severity and hospitalization in patients with cirrhosis: A randomized, controlled trial. Gastroenterology 2014, 147, 1327–1337.e1323. [Google Scholar] [CrossRef]
220. Bajaj, J.S.; Kassam, Z.; Fagan, A.; Gavis, E.A.; Liu, E.; Cox, I.J.; Kheradman, R.; Heuman, D.; Wang, J.; Gurry, T.; et al. Fecal microbiota transplant from a rational stool donor improves hepatic encephalopathy: A randomized clinical trial. Hepatology 2017, 66, 1727–1738. [Google Scholar] [CrossRef]
221. Wang, W.W.; Zhang, Y.; Huang, X.B.; You, N.; Zheng, L.; Li, J. Fecal microbiota transplantation prevents hepatic encephalopathy in rats with carbon tetrachloride-induced acute hepatic dysfunction. World J. Gastroenterol. 2017, 23, 6983–6994. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
222. Vetizou, M.; Pitt, J.M.; Daillere, R.; Lepage, P.; Waldschmitt, N.; Flament, C.; Rusakiewicz, S.; Routy, B.; Roberti, M.P.; Duong, C.P.; et al. Anticancer immunotherapy by CTLA-4 blockade relies on the gut microbiota. Science 2015, 350, 1079–1084. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
223. Sivan, A.; Corrales, L.; Hubert, N.; Williams, J.B.; Aquino-Michaels, K.; Earley, Z.M.; Benyamin, F.W.; Lei, Y.M.; Jabri, B.; Alegre, M.L.; et al. Commensal Bifidobacterium promotes antitumor immunity and facilitates anti-PD-L1 efficacy. Science 2015, 350, 1084–1089. [Google Scholar] [CrossRef]
224. Berlin, D.A.; Gulick, R.M.; Martinez, F.J. Severe Covid-19. N. Engl. J. Med. 2020. [Google Scholar] [CrossRef]
225. Fu, Y.; Zhu, R.; Bai, T.; Han, P.; He, Q.; Jing, M.; Xiong, X.; Zhao, X.; Quan, R.; Chen, C.; et al. Clinical Features of COVID-19-Infected Patients With Elevated Liver Biochemistries: A Multicenter, Retrospective Study. Hepatology 2020. [Google Scholar] [CrossRef]
226. Wu, C.; Chen, X.; Cai, Y.; Xia, J.; Zhou, X.; Xu, S.; Huang, H.; Zhang, L.; Zhou, X.; Du, C.; et al. Risk Factors Associated With Acute Respiratory Distress Syndrome and Death in Patients With Coronavirus Disease 2019 Pneumonia in Wuhan, China. JAMA Intern Med. 2020. [Google Scholar] [CrossRef]
227. Sun, J.; Aghemo, A.; Forner, A.; Valenti, L. COVID-19 and liver disease. Liver Int. 2020, 40, 1278–1281. [Google Scholar] [CrossRef]
228. Geva-Zatorsky, N.; Sefik, E.; Kua, L.; Pasman, L.; Tan, T.G.; Ortiz-Lopez, A.; Yanortsang, T.B.; Yang, L.; Jupp, R.; Mathis, D.; et al. Mining the Human Gut Microbiota for Immunomodulatory Organisms. Cell 2017, 168, 928–943.e911. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
229. Chai, X.; Hu, L.; Zhang, Y.; Han, W.; Lu, Z.; Ke, A.; Zhou, J.; Shi, G.; Fang, N.; Fan, J. Specific ACE2 expression in cholangiocytes may cause liver damage after 2019-nCoV infection. biorxiv 2020. [Google Scholar] [CrossRef]
230. Aly, A.M.; Adel, A.; El-Gendy, A.O.; Essam, T.M.; Aziz, R.K. Gut microbiome alterations in patients with stage 4 hepatitis C. Gut Pathog. 2016, 8, 42. [Google Scholar] [CrossRef]
231. Zuo, T.; Liu, Q.; Zhang, F.; Lui, G.C.; Tso, E.Y.; Yeoh, Y.K.; Chen, Z.; Boon, S.S.; Chan, F.K.; Chan, P.K.; et al. Depicting SARS-CoV-2 faecal viral activity in association with gut microbiota composition in patients with COVID-19. Gut 2020. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
232. Zuo, T.; Zhan, H.; Zhang, F.; Liu, Q.; Tso, E.Y.K.; Lui, G.C.Y.; Chen, N.; Li, A.; Lu, W.; Chan, F.K.L.; et al. Alterations in Fecal Fungal Microbiome of Patients With COVID-19 During Time of Hospitalization until Discharge. Gastroenterology 2020. [Google Scholar] [CrossRef]
233. Oh, T.G.; Kim, S.M.; Caussy, C.; Fu, T.; Guo, J.; Bassirian, S.; Singh, S.; Madamba, E.V.; Bettencourt, R.; Richards, L.; et al. A Universal Gut-Microbiome-Derived Signature Predicts Cirrhosis. Cell Metab. 2020. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
234. Walsh, N.C.; Kenney, L.L.; Jangalwe, S.; Aryee, K.E.; Greiner, D.L.; Brehm, M.A.; Shultz, L.D. Humanized Mouse Models of Clinical Disease. Annu. Rev. Pathol. 2017, 12, 187–215. [Google Scholar] [CrossRef]
235. Guo, J.; Li, Y.; Shan, Y.; Shu, C.; Wang, F.; Wang, X.; Zheng, G.; He, J.; Hu, Z.; Yang, Y.G. Humanized mice reveal an essential role for human hepatocytes in the development of the liver immune system. Cell Death Dis. 2018, 9, 667. [Google Scholar] [CrossRef]