Главная \ 5. Новости и обзор литературы

Пробиотическая смесь устраняет вредные последствия у детей, получавших антибиотики или рожденных путем кесарева сечения

« Назад

26.10.2021 16:30

Смесь бифидо-, лакто- и пропионовокислых бактерий устраняет вредные последствия у детей, рожденных путем кесарева сечения или получавших антибиотики

Добавки с пробиотиками восстанавливают нормальный состав и функции микробиоты у детей, получавших антибиотики, и у детей, родившихся путем кесарева сечения

Korpela K, Salonen A, Vepsäläinen O, et al.

Probiotic supplementation restores normal

microbiota composition and function in antibiotic-treated and in caesarean-born infants.

Microbiome; 6. Epub ahead of print 16 October 2018.

Фон

Младенцы, рожденные путем кесарева сечения или получающие антибиотики, подвергаются повышенному риску развития метаболических, воспалительных и иммунологических заболеваний, возможно, из-за нарушения нормальной микробиоты кишечника в критическое временное окно развития. В двойном слепом плацебо-контролируемом рандомизированном клиническом исследовании мы исследовали, могут ли добавки с пробиотиками улучшить влияние использования антибиотиков или кесарева сечения на микробиоту младенцев. Матери получали многовидовой пробиотик, состоящий из Bifidobacterium breve Bb99 (Bp99 2×10⁸ КОЕ), Propionibacterium freundenreichii subsp. shermanii JS (2×10⁹ КОЕ), Lactobacillus rhamnosus Lc705 (5×10⁹ КОЕ) и Lactobacillus rhamnosus GG (5×10⁹ КОЕ) (N = 168 на грудном вскармливании и 31 на искусственном вскармливании) или добавку плацебо (N = 201 на грудном вскармливании и 22 на искусственном вскармливании) во время беременности, и младенцам давали ту же добавку. Образцы фекалий младенцев были собраны через 3 месяца и проанализированы с использованием таксономического, метагеномного и метапротеомного подходов.

Полученные результаты

Добавка с пробиотиками оказывала сильное общее влияние на состав микробиоты, но эффект зависел от диеты младенца. Только младенцы, находящиеся на грудном вскармливании, показали ожидаемое увеличение бифидобактерий и снижение протеобактерий и клостридий. В группе плацебо, как способ рождения, так и использование антибиотиков были в значительной степени связаны с изменением состава и функции микробиоты, особенно с уменьшением численности Bifidobacterium. В группе пробиотиков неблагоприятные эффекты антибиотиков и режима родов были либо полностью устранены, либо уменьшены.

Выводы

Результаты показывают, что можно исправить нежелательные изменения в составе и функции микробиоты, вызванные лечением антибиотиками или кесаревым сечением, добавляя младенцам смесь пробиотиков вместе, или по крайней мере, с частичным грудным вскармливанием.

Вступление

Массивная микробная колонизация кишечника человека начинается с рождения и начинает пониматься как тонко отлаженный процесс [1, 2]. Вероятно, что младенцы адаптированы к получению определенных микробных сигналов в критические временные окна на раннем этапе своего развития. Микробиота кишечника становится регулятором эпигенетического программирования [3] и критически влияет на развитие иммунной системы, оказывая потенциально необратимые эффекты на восприимчивость к болезням [4, 5]. Кроме того, микробиота кишечника играет центральную роль в питании детей грудного возраста, влияя на рост и энергетический обмен [6]. В целом развитие кишечной микробиоты в раннем возрасте, вероятно, в значительной степени способствует долгосрочному здоровью хозяина.

Естественный процесс колонизации и развития бактерий нарушается, когда ребенок рождается путем кесарева сечения [7–9] или получает антибиотики [10, 11]. Было обнаружено, что факторы, нарушающие микробиоту в раннем возрасте, связаны с более поздними метаболическими и иммунологическими заболеваниями, такими как избыточный вес [11–13], аллергические заболевания [14, 15], диабет 1 типа [16] и воспалительные заболевания кишечника [17, 18]. Исследования на мышах показывают, что нарушение микробиоты в раннем возрасте играет причинную роль в развитии фенотипа хозяина [19, 20]. Раннее воздействие антибиотиков и роды посредством кесарева сечения - очень распространенная практика, затрагивающая более 50% младенцев в некоторых группах населения [21, 22], что делает проблему нарушения микробиоты в раннем возрасте серьезной проблемой для общественного здравоохранения.

Хотя кесарево сечение и лечение антибиотиками являются медицинскими необходимостями, становится все более очевидным, что предотвращение или уменьшение разрушительного воздействия на микробиоту важно для здорового развития ребенка. Однако до сих пор существует очень мало доказательств в поддержку конкретных методов лечения. Лактобациллы и бифидобактерии открывают большие перспективы, так как эти бактерии, естественно, являются важным компонентом детской микробиоты и, как было обнаружено, снижают риск диареи, связанной с антибиотиками [1, 23]. Двойное слепое плацебо-контролируемое исследование в когорте из более чем 1000 детей с повышенным риском аллергии показало, что риск аллергических заболеваний среди младенцев, рожденных после кесарева сечения, можно снизить за счет дородового и послеродового приема мультивидовых пробиотиков, включая Bifidobacterium breve Bb99 (Bp99). 2 × 10⁸ КОЕ) Propionibacterium freundenreichii subsp. shermanii JS (2 × 10⁹ КОЕ), Lactobacillus rhamnosus Lc705 (5 × 10⁹ КОЕ) и Lactobacillus rhamnosus GG (5 × 10⁹ КОЕ) [24]. Здесь мы сообщаем о мультиомном анализе кишечной микробиоты у этих младенцев и обнаруживаем, что добавка эффективно уменьшила большинство последствий кесарева сечения и использования антибиотиков для микробиоты младенцев.

Полученные результаты

Изменения микробиоты, вызванные добавками

Сначала мы исследовали влияние вмешательства на микробиоту кишечника новорожденных, рожденных естественным путем, без лечения антибиотиками. Количество обитающих в кишечнике видов, присутствующих в добавке, Bifidobacterium breve и Lactobacillus rhamnosus, было значительно увеличено в группе, получавшей добавку, более чем в десять раз у детей, находящихся на грудном вскармливании, но меньше у детей, вскармливаемых смесью (рис. 1 a-b). Доминирующим видом был B. breve у 84% младенцев на грудном вскармливании и у 35% младенцев на искусственном вскармливании в группе с добавками. В контрольной группе ни один из детей, вскармливаемых смесью, но 12% младенцев, вскармливаемых грудью, не имел B. breve в качестве доминирующего вида, что позволяет предположить, что B. breve является естественным колонизатором младенцев на грудном вскармливании. Чтобы подтвердить эти результаты с помощью независимого от ПЦР подхода, мы также секвенировали весь метагеном подмножества образцов фекалий грудных детей. Этот метагеномный анализ подтвердил филогенетический подход, и данные захватили также вид Propionibacterium freundenreichii, присутствующий в добавке (рис. 1c – e), который не был идентифицирован в данных гена 16S рРНК.

Рисунок 1. Влияние дополнительного лечения и режима кормления на состав микробиоты у новорожденных, рожденных естественным путем, без лечения антибиотиками. a – b Относительное содержание видов в пробиотической смеси в последовательностях ампликонов гена 16S рРНК, полученных из образцов фекалий; c – e Относительное содержание пробиотических видов в полных последовательностях метагенома младенцев, вскармливаемых грудью. Количество младенцев в группе указано внизу каждой панели (a – e); f Анализ основных координат (несходство Брея-Кертиса) на данных гена 16S рРНК на уровне вида; g Состав популяции Bifidobacterium по группам обработки и типу кормления.

Добавка повлияла на общий состав микробиоты (рис. 1f). Среди новорожденных, рожденных естественным путем, без лечения антибиотиками, основным фактором межиндивидуальных различий в составе кишечной микробиоты на уровне видов была группа лечения, объясняющая 19% вариации (p = 0,001 в пермутационном многомерном дисперсионном анализе ANOVA, рис. 1f). Этот результат следует интерпретировать с осторожностью из-за композиционного характера данных (с суммированием относительной численности до 1). При изучении сообщества бифидобактерий мы наблюдали более слабую реакцию на добавку у детей, находящихся на искусственном вскармливании, по сравнению с младенцами, находящимися на грудном вскармливании (рис. 1g).

Дополнительные доказательства опосредующего эффекта типа кормления получены из анализа специфических бактериальных таксонов (рис. 2): большинство изменений, вызванных добавками, наблюдаемых у младенцев, находящихся на грудном вскармливании, отсутствовали у младенцев, находящихся на искусственном вскармливании. В группе, получавшей грудное вскармливание, количество лактобактерий увеличилось на 100% (в два раза), а количество бифидобактерий увеличилось на 29% в ответ на добавку (р < 0,0001, обобщенная модель наименьших квадратов, GLS, Дополнительный файл 1: Таблица S1). Большинство других таксонов были сокращены в изобилии (рис. 2a, Дополнительный файл 1: Таблица S1): Клостридии (Clostridia) на 66% (р < 0,0001, GLS) и гаммапротеобактерии (Gammaproteobacteria) на 58% (р < 0,0001, обобщенная линейная модель, GLM, с отрицательным биномиальным распределением). Напротив, у младенцев на искусственном вскармливании общее количество бифидобактерий было незначительно, но значительно снижено в группе, получавшей добавку (на 7%, р < 0,0001, GLM, Дополнительный файл 1: Таблица S2), несмотря на специфическое увеличение B. breve. Кроме того, в группе с добавлением смеси было увеличено количество таксонов фирмикутов (Firmicutes) и протеобактерий (Proteobacteria) по сравнению с контрольной группой, получавшей смесь (рис. 2): анаэростипес (Anaerostipes) в четыре раза (р = 0,05, GLM), вейлонелла (Veillonella) в семь раз (р < 0,0001, GLM) и клебсиелла (Klebsiella) в шесть раз (р = 0,05, GLM).

Рисунок 2. Эффект дополнительного лечения у новорожденных, рожденных естественным путем, младенцев, находящихся на грудном вскармливании, не получавших антибиотики, и младенцев, вскармливаемых смесями. Кратные изменения представляют собой разницу в относительной численности таксона между группой, получавшей добавку, и контрольной группой. Звездочки указывают на значимость разницы (на основе GLM или GLS, см. Дополнительный файл 1: Таблицы S1 и S2): * p <0,05, ** p <0,01, *** p <0,001

Добавка предотвратила потерю бифидобактерий, связанную с кесаревым сечением, и нормализовала функции микробиоты

После установления сильного общего эффекта лечения мы проверили, улучшила ли добавка некоторые изменения в составе микробиоты, вызванные кесаревым сечением. В контрольной группе микробиота новорожденных, родившихся после кесарева сечения, явно отличалась от младенцев, рожденных естественным путем (рис. 3а), в первую очередь из-за более низкой численности наиболее распространенных родов, Bifidobacterium (снижение на 75%, p = 0,01, GLS, дополнительный файл 1: таблица S3) и Bacteroides (снижение 96%, p <0,0001, GLM). В целом, 6% (p = 0,001) межличностных вариаций в составе микробиоты было статистически отнесено к способу рождения в контрольной группе в соответствии с пермутационным многофакторным дисперсионным анализом ANOVA. Примечательно, что в группе, получавшей добавку, режим рождения не оказал значительного влияния на состав микробиоты (1% p = 0,08). Относительное увеличение Enterococcaceae, Clostridiaceae и Veillonellaceae, которое наблюдалось у новорожденных из контрольной группы, рожденных кесаревым сечением, не наблюдалось в группе, получавшей добавку (рис. 3b, дополнительный файл 1: таблица S3). Кроме того, благодаря добавке было предотвращено снижение количества Bifidobacteriaceae, а уменьшение количества Coriobacteriaceae, Porphyromonadaceae и Bacteroidaceae было уменьшено по величине (рис. 3b, дополнительный файл 1: таблица S3).

Рисунок 3. Влияние добавок и режима родов на микробиоту. Общий средний состав микробиоты на уровне класса в различных группах, основанный на данных ампликона 16S рРНК (а). Значительные групповые различия на уровне семьи по сравнению с контрольной группой, рожденной естественным путем (b). Влияние дополнительного лечения и способа родов на метапротеом (c) и метагеном (d) в анализе основных координат (различия Брея-Кертиса)

Связанное с кесаревым сечением сокращение Bifidobacterium и Bacteroides spp., двух наиболее важных групп бактерий с точки зрения деградации углеводов у младенцев, было отражено в прогнозируемом потенциале деградации углеводов микробиоты. Основываясь на таксономическом составе (количество таксонов в образцах) и базе данных CAZy [25] (углеводно-активные ферменты, присутствующие в таксонах), был предсказан потенциал деградации углеводов в образцах. Прогнозируемое суммарное содержание углеводно-активных ферментов (CAZymes), участвующих в деградации различных типов углеводов, включая олигосахариды грудного молока, было значительно снижено среди младенцев, рожденных после кесарева сечения (дополнительный файл 2: Рисунок S1). Прогнозируемые количества этих групп ферментов были увеличены у младенцев, получавших добавки, независимо от способа рождения.

Мы провели анализ метапротеома в подгруппе когорты, включающей 11 контрольных младенцев, рожденных вагинально, 12 контрольных младенцев, рожденных кесаревым сечением, 13 дополненных младенцев, рожденных вагинально, и 12 дополненных младенцев, рожденных кесаревым сечением. Все они находились на полном грудном вскармливании и не получали лечения антибиотиками. Бактериальные метапротеомы различались между режимами рождения в контрольной группе, но были схожи между режимами рождения в дополненной группе (рис. 3c). Таким образом, лечение добавкой, по-видимому, устраняло влияние режима родов на функции, производные от метапротеома (дополнительный файл 1: таблица S4). Это подтверждается выводом о том, что группы, получавшие добавку (младенцы, рожденные кесаревым сечением и родившиеся через естественные родовые пути) по сравнению с контрольной группой, рожденной естественным путем, показали высокий уровень индукции (до 50 раз; дополнительный файл 1: таблица S4) бета-галактозидазы и бета-галактозил N-ацетилгексозаминфосфорилазы (синоним: LNBP - lacto-N-biose phosphorylase), обычные бифидобактериальные ферменты, участвующие в деградации лактозы и олигосахаридов грудного молока (HMOs), соответственно [26]. Напротив, бактерии у младенцев, рожденных после кесарева сечения, экспрессировали сравнительно более высокие уровни аспартатаминотрансферазы и аспартатаммиаклиазы, ферментов, участвующих в потенциально нежелательной деградации белка. Данные метапротеома также использовались для прогнозирования таксономического происхождения белков, и полученные результаты оказались аналогичными результатам, полученным при исследовании гена 16S рРНК (дополнительный файл 2: рисунок S2).

Хотя размер выборки в нашем метагеномном анализе был небольшим, основываясь на визуальном осмотре участка PCoA, геномное содержание микробиоты, по-видимому, группировалось по способу рождения и лечению: метагеномы разделялись в соответствии с режимами рождения в контрольной группе, но группировались вместе в дополненной группе (рис. 3d). Поскольку способы рождения четко не различались в дополненной группе, мы сгруппировали фекальные метагеномы дополненных младенцев для статистического анализа. По сравнению с метагеномами в контрольной группе, рожденной вагинально, наблюдалось сильное увеличение генов деградации лактозы/галактозы и рамнозы (примерно в 20 и 4 раза соответственно), в то время как несколько путей синтеза аминокислот и витамина В (особенно фолиевой кислоты) были значительно снижены (почти в 30 раз) в контрольной группе, рожденной кесаревым сечением (дополнительный файл 1: таблица S5). Эти пути были увеличены или не изменились в дополненной группе (дополнительный файл 1: Таблица S5).

Добавка предотвращает искажение микробиоты, связанное с антибиотиками

Затем мы оценили влияние антибиотиков на микробиоту и предотвратила ли пробиотическая добавка эти эффекты. В контрольной группе младенцы, которых лечили одним или несколькими курсами антибиотиков, демонстрировали явно другой состав микробиоты по сравнению с детьми, не получавшими антибиотики (рис. 4a, дополнительный файл 1: таблица S6). В контрольной группе использование антибиотиков объясняло 4% (p = 0,001) состава микробиоты, в то время как в группе лечения пробиотиком использование антибиотиков не имело значительного общего воздействия (<1%, p = 0,56). В контрольной группе использование антибиотиков было связано с уменьшением количества бифидобактерий на 17% (p = 0,015) и увеличением Enterococcus и грамотрицательных классов Gammaproteobacteria и Bacteroidia в два, два и шесть раз (p = 0,017, p = 0,04 и p <0,0001) соответственно. Добавка предотвратила или скорректировала связанное с антибиотиками увеличение Bacteroidaceae, Enterococcaceae и Enterobacteriaceae и снижение Bifidobacteriaceae (рис. 4b).

Рисунок 4. Влияние дополнительного лечения и использования антибиотиков на состав микробиоты в данных ампликона 16S рРНК. (а) Общий средний состав микробиоты на уровне класса в различных группах; (b) Значительные различия в группах на уровне семьи по сравнению с контрольной группой, не получавшей антибиотики.

Обсуждение

Используя комбинацию таксономического, метагеномного и метапротеомного подходов, мы показали, что большинство изменений фекальной микробиоты младенцев, связанных с антибиотиками и кесаревым сечением, можно скорректировать или уменьшить путем добавления пробиотиков матери и младенцу. Результаты показывают, что грудное вскармливание вместе с добавкой пробиотиков дает оптимальные результаты с точки зрения поддержки развития микробиоты у этих младенцев. И мать, и младенец получали одни и те же пробиотические добавки. Основываясь на результатах, мы не можем сделать вывод о том, какую роль (если вообще) имел пробиотик, принимаемый матерью, на микробиоту младенца.

Хотя добавка содержала олигосахариды, влияние добавки на состав микробиоты зависело от грудного вскармливания, что позволяет предположить, что количество олигосахаридов в добавке было недостаточным для продвижения пробиотических штаммов. Фактически, относительное количество бифидобактерий снизилось в группе, получавшей питательные смеси, что указывает на недостаточную доступность субстрата для поддержки сообщества бифидобактерий. Грудное молоко содержит разнообразную смесь олигосахаридов грудного молока (HMOs), общее количество которых составляет примерно 1 г / дл [27, 28], что соответствует общему потреблению 5–13 г в день у младенца, потребляющего от 5 до 13 дл грудного молока [29]. Это значительно больше, чем количество галактоолигосахаридов (0,8 г / день) в нашей исследуемой добавке. Дозозависимый бифидогенный эффект добавок олигосахаридов в диапазоне 0,4–0,8 г / дл ранее был показан у детей, вскармливаемых смесями [30], и было показано, что добавление пребиотиков в дозе 0,8 г/дл приводит к таким же уровням бифидобактерий, как и при полном грудном вскармливании [31]. Вероятно, для достижения полного бифидогенного эффекта требуется количество олигосахаридов, близкое к количеству олигосахаридов, которое наблюдается в грудном молоке. В дополнение к количеству олигосахаридов, их состав может играть определенную роль. В этом отношении HMOs предлагают более разнообразную смесь субстратов, чем галактоолигосахариды, и несколько штаммов B. breve способны использовать HMOs [32]. Результаты показывают, что младенцам, находящимся на искусственном вскармливании, может потребоваться дополнительная добавка пребиотиков, имитирующих естественное изобилие HMOs в грудном молоке, для достижения преимуществ пробиотиков.

Примечательно, что L. rhamnosus, по-видимому, извлекает пользу из грудного вскармливания, даже несмотря на то, что он не может использовать HMOs. Наблюдаемое преимущество грудного вскармливания, вероятно, отражает вторичный эффект увеличения обилия бифидобактерий, что делает условия в кишечнике более благоприятными для L. rhamnosus. Бифидобактерии могли генерировать соединения из HMOs, которые поддерживают рост L. rhamnosus, такие как фукоза [33]. Это говорит о том, что пробиотические продукты, содержащие синергетическую смесь бактерий, могут быть более полезными, чем продукты с одним штаммом.

Наиболее очевидным эффектом кесарева сечения и применения антибиотиков было относительное снижение количества бифидобактерий, которое было исправлено добавлением пробиотиков. Поскольку бифидобактерии, как правило, являются наиболее распространенной группой бактерий в этом возрасте, они вносят значительный вклад в общую метаболическую способность микроорганизмов. Таким образом, добавка исправила или уменьшила большинство связанных с кесаревым сечением изменений в функции микробиоты. У младенцев, рожденных кесаревым сечением, в контрольной группе была микробиота с пониженной способностью к деградации углеводов, что важно, включая деградацию НМОs. Вместо того, чтобы деградировать сложные НМОs, микробиота, связанная с кесаревым сечением, по-видимому, была сосредоточена на утилизации лактозы. Большое количество неперевариваемых олигосахаридов в грудном молоке способствует ферментации у младенца и, следовательно, производству питательных веществ для бактерий. Поскольку способ рождения влияет на состав кишечных микробов и их функциональную способность, вполне вероятно, что типы и количество продуктов бактериальной ферментации различаются у младенцев, рожденных естественным путем, и младенцев, родившихся после кесарева сечения. Таким образом, результаты показывают, что кесарево сечение может влиять на состав питательных веществ, которые младенец получает с грудным молоком, возможно, уменьшая количество и изменяя состав SCFAs, доступных для хозяина. Кроме того, несколько путей синтеза витаминов были снижены у младенцев, родившихся после кесарева сечения, и скорректированы добавкой. Фолат, в частности, важен для здорового развития плода и младенца [34] и вырабатывается некоторыми штаммами бифидобактерий, в том числе штаммами B. breve [35]. Было показано, что добавление штаммов бифидобактерий, продуцирующих фолат, и галактоолигосахаридов, или грудного молока, которое увеличивает количество бифидобактерий, увеличивает уровень фолиевой кислоты в сыворотке крови у крыс [36, 37]. Таким образом, бифидобактерии могут вносить значительное количество фолиевой кислоты, доступной младенцу, находящемуся на грудном вскармливании.

Низкое содержание Bacteroides, которое повсеместно встречается у младенцев, рожденных после кесарева сечения [7, 9, 38–43], не было полностью исправлено лечением пробиотиками. В настоящее время нет известного метода восстановления популяции Bacteroides у младенцев, рожденных после кесарева сечения. Было показано, что взятие мазка из влагалища матери не позволяет восстановить как Bacteroides, так и Bifidobacterium [40], поскольку эти таксоны обычно не встречаются во влагалище [44]. Кроме того, вагинальный мазок сопряжен со значительным риском для здоровья [45].

Несмотря на низкую численность Bacteroides spp. у младенцев, рожденных после кесарева сечения, лечение пробиотиками было успешным в снижении частоты аллергических заболеваний в этой группе [24], что позволяет предположить, что восстановление микробиоты, достигнутое с помощью добавки, было достаточным, чтобы вызвать пользу для здоровья. Это может быть связано с нормализацией баланса Clostridium-Bifidobacterium, поскольку высокая численность Clostridium spp. а низкая численность бифидобактерий в младенчестве связана с повышенным риском развития аллергических заболеваний [46, 47]. Кроме того, как B. breve Bb99, так и L. rhamnosus GG являются иммуномодулирующими бактериями с противовоспалительным действием [48, 49]. L. rhamnosus GG, как было показано, вызывает повышенную продукцию INF-γ у младенцев с аллергией на коровье молоко [50] и уменьшает симптомы атопического дерматита у IgE-сенсибилизированных младенцев [51]. Оба вида обладают способностью связываться со слизью кишечника [52]. Было показано, что бифидобактерии, выделенные из фекалий здоровых младенцев, в том числе B. breve, обладают большей способностью связывать слизь, чем бифидобактерии, выделенные от детей с аллергией, в основном B. adolescentis [52]. Адгезия к кишечной слизи делает более вероятным прямое взаимодействие с клетками-хозяевами и может быть важным фактором раннего образования иммунной системы, а также обеспечения устойчивости к колонизации и долговременной колонизации слизистой оболочки.

Ранее мы показали, что прием L. rhamnosus GG в течение 7 месяцев у детей дошкольного возраста предотвратил многие изменения микробиоты, связанные с пенициллином / амоксициллином, но не смог предотвратить связанную с макролидами потерю бифидобактерий [53]. Вместе с настоящими результатами это указывает на то, что оптимальная защита от разрушения микробиоты, связанного с антибиотиками, может быть достигнута с помощью смеси штаммов Bifidobacterium и Lactobacillus. Действительно, исследования на взрослых показали, что добавление Lactobacillus-Bifidobacterium во время и после эрадикационной терапии H. pylori (амоксициллин-кларитромицин-лансопрацол) и во время лечения амоксициллином помогло облегчить связанное с антибиотиками нарушение микробиоты [54-56] и уменьшить общее количество желудочно-кишечных симптомов [57]. Было показано, что смесь пребиотиков, содержащая 2,25 г фруктоолигосахаридов и инулина, увеличивает количество бифидобактерий и лактобактерий у детей 1-2 лет, получавших амоксициллин [58].

Оптимальная продолжительность приема пробиотиков для предотвращения нарушения микробиоты не установлена. Поскольку дисбаланс микробиоты у младенцев, рожденных после кесарева сечения, был восстановлен путем ежедневного приема пробиотиков к возрасту 3 месяцев, вполне возможно, что это достаточная продолжительность лечения. Предыдущие исследования с участием субъектов, получавших антибиотики, получали ежедневные добавки с пробиотиками / пребиотиками в течение 3 недель во время и после курса антибиотиков с хорошими результатами [54–58]. Однако может быть полезно постоянно давать младенцам смесь пробиотиков в критическое время созревания микробиоты и иммунной системы.

Выводы

Лечение антибиотиками в раннем возрасте и кесарево сечение влияют на значительную часть населения мира и связаны с глобальными эпидемическими проблемами здоровья, такими как избыточный вес у детей и иммунологические заболевания. Следовательно, лечение, позволяющее добиться даже скромных улучшений на уровне отдельных людей, может принести большую пользу для здоровья на уровне населения. Наши результаты показывают, что длительный ежедневный прием добавок B. Breve, L. Rhamnosus и P. freundenreichii subsp. shermanii в сочетании с грудным вскармливанием является безопасным и эффективным методом поддержания микробиоты у новорожденных, рожденных после кесарева сечения и леченных антибиотиками. Поскольку эти штаммы уже представлены на рынке, их использование можно легко внедрить в клиническую практику.

Методы

Дизайн исследования

Мы проанализировали состав кишечной микробиоты с использованием образцов фекалий и секвенирования ампликона гена 16S рРНК у 428 младенцев в возрасте 3 месяцев, включая все высококачественные фекальные образцы когорты. Подмножество образцов было дополнительно проанализировано на предмет полного метагенома и метапротеомного состава. Младенцы участвовали в испытании пробиотиков (идентификатор ClinicalTrials.gov: NCT00298337), подробности которого были опубликованы ранее [24]. Беременных матерей, младенцы которых имели повышенный риск развития аллергии (по крайней мере, у одного из родителей было диагностировано аллергическое заболевание), набирали в женские консультации и через рекламу в районе Хельсинки в 1999–2000 годах. В общей сложности 1223 матери были рандомизированы в группы по шесть человек на 35 неделе беременности в контрольную группу, получавшую две ежедневные капсулы с микрокристаллической целлюлозой, и группу лечения, получавшую одни и те же капсулы, содержащие смесь клеток пробиотических бактерий (Bifidobacterium breve Bb99 (Bp99 2×10⁸ КОЕ), Propionibacterium freundenreichii subsp. shermanii JS (2×10⁹ КОЕ), Lactobacillus rhamnosus Lc705 (5×10⁹ КОЕ) и Lactobacillus rhamnosus GG (5×10⁹ КОЕ)) один раз в день, до рождения. В течение первых 6 месяцев после рождения младенцы получали те же капсулы, которые открывали и смешивали с сахарным сиропом, в который в экспериментальной группе дополнительно добавляли 0,8 г галактоолигосахаридов (GOS). Побочные эффекты не наблюдались ни в одной из групп. Рандомизация проводилась статистиком, и распределение было скрыто от участников исследования, лиц, обеспечивающих уход, всех врачей-исследователей и медсестер. Ослепление сохранялось до тех пор, пока не была проведена 5-летняя оценка. Образцы фекалий собирали у младенцев в возрасте 3 месяцев и хранили при -40 °C. Для настоящего исследования были получены образцы фекалий 428 младенцев (Таблица 1). Родители предоставили информацию о способе родов, продолжительности грудного вскармливания, использовании смеси для кормления и применении антибиотиков с помощью анкет.

Таблица 1. Характеристики когорты, за исключением шести младенцев с недостаточным количеством считываний секвенирования (<100 считываний)

	Контроль грудного вскармливания	Контроль искусственного вскармливания	Добавка на грудном вскармливании	Добавка на искусственном вскармливании	Всего N
Всего N	201	22	168	31	422
Кесарево сечение	39 (19%)	5 (23%)	28 (16%)	7 (23%)	79 (19%)
Антибиотики	27 (13%)	3 (14%)	15 (9%)	2 (7%)	47 (11%)

Обработка образцов

ДНК экстрагировали из образцов фекалий с использованием протокола повторного взбивания шариков [59], а бактериальный состав анализировали с помощью Illumina MiSeq, секвенируя гипервариабельную область V3-V4 гена 16S рРНК. Подготовка библиотеки в основном выполнялась в соответствии с протоколом Illumina, за исключением того, что амплификацию гена 16S рРНК и штрих-кодирование выполняли в одной реакции. Реакция ПЦР включала 1 нг / мкл матрицы, 1X Phusion® Master Mix (ThermoFisher, каталожный номер: F-531 L), 0,25 мкМ локус-специфичных праймеров V3-V4 и 0,375 мкМ двухиндексных праймеров TruSeq. ПЦР проводилась при следующих настройках: 98 °C в течение 30 с, 27 циклов при 98 °C в течение 10 с, 62 °C в течение 30 с, 72 °C в течение 15 с и, наконец, 10 мин при 72 °C, где после образцы хранили при 4 °C. ПЦР-очистку проводили с использованием гранул AMPure XP (Beckman Coulter, Копенгаген, Дания), а подтверждение правильного размера ампликона (примерно 640 пар оснований) выполняли на чипе Bioanalyzer DNA 1000 (Agilent Technology, Санта-Клара, США). Калифорния, США). Произвольно объединенные библиотеки секвенировали с помощью Illumina MiSeq или HiSeq 2500 в режиме Rapid Run.

Мы дополнительно проанализировали метагеномы небольшой подгруппы младенцев, в том числе шести контрольных младенцев, рожденных вагинально, двух контрольных младенцев, рожденных с помощью кесарева сечения, одного вагинально рожденного и трех младенцев, рожденных с помощью кесарева сечения, в группе лечения. Все они находились на полном грудном вскармливании и не получали лечения антибиотиками. Для метагеномного анализа выбранные образцы ДНК были очищены с помощью набора DNA Clean & Concentrator TM-5 (ZYMO Research, Онтарио, Канада) и элюированы в буфере с низким содержанием TE, после чего библиотеки были подготовлены с использованием набора ДНК Nextera и секвенированы в HiSeq Rapid SE200-run с использованием 50% проточной ячейки.

Отобранные образцы фекалий (n = 48) были подвергнуты метапротеомному анализу путем обработки аликвоты (125 мг) свежеоттаявших образцов фекалий и извлечения белков путем взбивания шариков, как описано ранее [60]. Анализ белка и последующая пептидная идентификация бактериальных белков были выполнены, как описано ранее [61]. Белки подвергали денатурирующему SDS-полиакриламидному гель-электрофорезу для удаления примесей, и белки с ожидаемым размером субъединицы 5-500 кД извлекали из геля, алкилировали и переваривали трипсином, как описано ранее. Наконец, переваривание белка было проанализировано методом LC-MS/MS на системе ВЭЖХ с нанопотоком (Easy-NLCII, Thermo Fisher Scientific), подключенной к масс-спектрометру LTQ Orbitrap Elite (Thermo Fisher Scientific, Бремен, Германия), оснащенному источником ионизации наноэлектроспрея. Эта и последующая пептидная идентификация бактерий были выполнены по существу так, как описано ранее [61].

Статистический анализ

Считывания ампликона 16S рРНК были проанализированы с помощью R-пакета mare [62]. Среднее число считываний, полученных на выборку, составило 46 934 и варьировалось от 105 до 151 840. Образцы с < 100 считываниями (N = 6) были исключены из анализа, поскольку они, по-видимому, имели недостаточный охват, основанный на предполагаемом богатстве. Хотя было проведено парное секвенирование, мы использовали только прямые чтения, усеченные до 150 оснований, как мы наблюдали, используя искусственные сообщества известного состава, которые при более длительном чтении дают ненадежные результаты [62]. Потенциальные ошибки последовательности были устранены путем отбрасывания уникальных считываний, которые происходили < 100 раз в общем наборе данных. Таксономическая аннотация была выполнена с использованием USEARCH [63] путем сопоставления считываний с справочной базой данных рРНК SILVA 16S версии 115 [64], ограниченной таксонами, связанными с кишечником. Метагеномные последовательности были качественно отфильтрованы с помощью USEARCH, а затем проанализированы с использованием HUMAnN2 и Metaphlan2 [65].

Статистический анализ проводился на языке R с помощью пакета mare [62], инструментов из пакетов vegan [66], MASS [67] и nlme [68]. Основываясь на таксономических данных, мы спрогнозировали способность микробиоты к углеводному обмену, используя базу данных CAZy [25]. Связь между общим составом микробиоты и фоновыми переменными оценивалась с использованием анализа основных координат и многомерного пермутационного дисперсионного анализа. Для оценки влияния способа родов младенцы были разделены на четыре группы в зависимости от режима лечения и способа родов, используя контрольную группу, рожденную естественным путем, в качестве контрольной группы, и модели были скорректированы с учетом использования антибиотиков и типа кормления. При оценке эффекта от использования антибиотиков младенцы были разделены на четыре группы в зависимости от лечения и использования антибиотиков, используя контрольную группу, не получавшую антибиотики, в качестве контрольной группы, и модели были скорректированы для режима рождения и типа кормления. Влияние лечения, воздействия антибиотиков, кесарева сечения и типа вскармливания (полное или частичное грудное вскармливание или вскармливание исключительно смесью) на численность бактериальных таксонов анализировалось с использованием отрицательных биномиальных моделей с количеством считываний на образец в качестве компенсации. Если подобранная модель не соответствовала допущениям модели (в первую очередь гетероскедастичности остатков), наблюдаемые проблемы исправлялись с использованием обобщенных моделей наименьших квадратов. По этой причине статистический тест не является одинаковым для всех таксонов, поскольку распределение данных варьируется между таксонами. Только роды, наблюдаемые в> 10% образцов, анализировались индивидуально.

Мы включили набор отрицательных контрольных образцов, состоящих только из реагентов для ПЦР, и секвенировали их вместе с реальными образцами. В целом, количество считываний для отрицательных контролей было очень небольшим (медиана 260 считываний) по сравнению с реальными образцами (медиана 46 674 считывания). Это указывает на то, что загрязняющие вещества, вероятно, внесли всего несколько сотен считываний на образец, что не сильно повлияет на общий наблюдаемый состав. Самыми многочисленными таксонами в отрицательном контроле были Pseudomonas и Rhodococcus, которые составляли очень небольшую численность в реальных образцах, составляя соответственно 0,2% и 1,2% от общего числа считываний в среднем. Кроме того, мы ранее публиковали данные по образцам положительного контроля (фиктивные сообщества), подтверждающие методы секвенирования и биоинформатики [69].

Дополнительные файлы

Дополнительный файл 1: ^{(154K, xlsx)}

Результаты моделирования. (XLSX 153 кб)

Дополнительный файл 2: ^{(2.3M, docx)}

Рисунок S1. Значительные различия между группами, определяемыми способом рождения и дополнительным лечением, по прогнозируемому содержанию углеводно-активных ферментов. Контрольная группа, рожденная естественным путем, представляет собой контрольную группу, с которой сравниваются другие группы (красный = контрольная группа, рожденная кесаревым сечением, темно-синий = группа, рожденая кесаревым сечением + добавка, голубой = группа, рожденная естественным путем + добавка). Незначимые (p> 0,05) различия установлены на 0.

Рисунок S2. Сравнение наблюдаемых различий в относительном обилии родов бактерий в контрольной группе с кесаревым сечением, пробиотической группе с кесаревым сечением и пробиотической группе с естественными родами с контрольной группой с естественными родами. Столбики (сплошные = данные 16S рРНК; пунктирные = данные метапротеома) указывают величину разницы (изменение в логарифмическом порядке), а звездочки указывают уровень значимости: ***p < 0,001; **p < 0,01; *p < 0,05).

Дополнительная информация:

Литература

1. Milani C, Duranti S, Bottacini F, Turroni F, Mahony J, et al. The first microbial colonizers of the human gut: composition, activities, and health implications of the infant gut microbiota. Microbiol Mol Biol Rev. 2017;81(4). 10.1128/MMBR.00036-17. [PMC free article] [PubMed]

2. Korpela K, Costea P, Coelho LP, Kandels-Lewis S, Willemsen G, Boomsma DI, et al. Selective maternal seeding and environment shape the human gut microbiome. Genome Res. 2018;28(4):561–568. doi: 10.1101/gr.233940.117. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

3. Krautkramer KA, Kreznar JH, Romano KA, Vivas EL, Barret-Wilt GA, Rabaglia ME, et al. Diet-microbiota interactions mediate global epigenetic programming in multiple host tissues. Mol Cell. 2016;64:982–992. doi: 10.1016/j.molcel.2016.10.025. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

4. Maynard CL, Elson CO, Hatton RD, Weaver CT. Reciprocal interactions of the intestinal microbiota and immune system. Nature. 2012;489:231–241. doi: 10.1038/nature11551. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

5. Gensollen T, Iyer SS, Kasper DL, Blumberg RS. How colonization by microbiota in early life shapes the immune system. Science. 2016;352:539–544. doi: 10.1126/science.aad9378. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

6. Blanton LV, Charbonneau MR, Salih T, Barratt MJ, Venkatesh S, Ilkaveya O, et al. Gut bacteria that prevent growth impairments transmitted by microbiota from malnourished children. Science. 2016;351:aad3311. doi: 10.1126/science.aad3311. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

7. Biasucci G, Rubini M, Riboni S, Morelli L, Bessi E, Retetangos C. Mode of delivery affects the bacterial community in the newborn gut. Early Hum Dev. 2010;86:13–15. doi: 10.1016/j.earlhumdev.2010.01.004. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

8. Dominguez-Bello MG, Costello EK, Contreras M, Magris M, Hidalgo G, Fierer N, et al. Delivery mode shapes the acquisition and structure of the initial microbiota across multiple body habitats in newborns. Proc Natl Acad Sci. 2010;107:11971–11975. doi: 10.1073/pnas.1002601107. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

9. Bäckhed F, Roswall J, Peng Y, Feng Q, Jia H, Kovatcheva-Datchary P, et al. Dynamics and stabilization of the human gut microbiome during the first year of life. Cell Host Microbe. 2015;17:690–703. doi: 10.1016/j.chom.2015.04.004. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

10. Persaud R, Azad B, Konya T, Guttman D, Chari R, Sears M, et al. Impact of perinatal antibiotic exposure on the infant gut microbiota at one year of age. Allergy Asthma Clin Immunol. 2014;10:A31. doi: 10.1186/1710-1492-10-S1-A31. [CrossRef] [Google Scholar]

11. Korpela K, Salonen A, Virta LJ, Kekkonen RA, de Vos WM. Association of early-life antibiotic use and protective effects of breastfeeding: role of the intestinal microbiota. JAMA Pediatr. 2016;170(8):750–757. doi: 10.1001/jamapediatrics.2016.0585. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

12. Mueller NT, Whyatt R, Hoepner L, Oberfield S, Dominguez-Bello MG, Widen EM, et al. Prenatal exposure to antibiotics, cesarean section and risk of childhood obesity. Int J Obes. 2015;39:665–670. doi: 10.1038/ijo.2014.180. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

13. Saari A, Virta LJ, Sankilampi U, Dunkel L, Saxen H. Antibiotic exposure in infancy and risk of being overweight in the first 24 months of life. Pediatrics. 2015;135:617–626. doi: 10.1542/peds.2014-3407. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

14. Bager P, Wohlfahrt J, Westergaard T. Caesarean delivery and risk of atopy and allergic disesase: meta-analyses. Clin Exp Allergy. 2008;38:634–642. doi: 10.1111/j.1365-2222.2008.02939.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

15. van Nimwegen FA, Penders J, Stobberingh EE, Postma DS, Koppelman GH, Kerkhof M, et al. Mode and place of delivery, gastrointestinal microbiota, and their influence on asthma and atopy. J Allergy Clin Immunol. 2011;128:948–955. doi: 10.1016/j.jaci.2011.07.027. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

16. Cardwell C, Stene L, Joner G, Cinek O, Scensson J, Goldacre MJ, et al. Caesarean section is associated with an increased risk of childhood-onset type 1 diabetes mellitus: a meta-analysis of observational studies. Diabetologia. 2008;51:726–735. doi: 10.1007/s00125-008-0941-z. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

17. Hviid A, Svanstrom H, Frisch M. Antibiotic use and inflammatory bowel diseases in childhood. Gut. 2011;60:49–54. doi: 10.1136/gut.2010.219683. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

18. Virta L, Auvinen A, Helenius H, Huovinen P, Kolho K. Association of repeated exposure to antibiotics with the development of pediatric Crohn’s disease-a nationwide, register-based Finnish case-control study. Am J Epidemiol. 2012;175:775–784. doi: 10.1093/aje/kwr400. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

19. Russell SL, Gold MJ, Hartmann M, Willing BP, Thorson L, Wlodarska M, et al. Early life antibiotic-driven changes in microbiota enhance susceptibility to allergic asthma. EMBO Rep. 2012;13:440–447. doi: 10.1038/embor.2012.32. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

20. Cox LM, Yamanishi S, Sohn J, Alekseyenko AV, Leung JM, Cho I, et al. Altering the intestinal microbiota during a critical developmental window has lasting metabolic consequences. Cell. 2014;158:705–721. doi: 10.1016/j.cell.2014.05.052. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

21. Bergus GR, Levy BT, Levy SM, Slager SL, Kiritsy MC. Antibiotic use during the first 200 days of life. Arch. Fam. Med. 1996;5:523–526. doi: 10.1001/archfami.5.9.523. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

22. Betrán AP, Ye J, Moller AB, Zhang J, Gülmezoglu AM, Torloni MR. The increasing trend in caesarean section rates: global, regional and national estimates: 1990-2014. PLoS One. 2016;11:e0148343. doi: 10.1371/journal.pone.0148343. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

23. Corrêa NB, Péret Filho LA, Penna FJ, Lima FMS, Nicoli JR. A randomized formula controlled trial of Bifidobacterium lactis and Streptococcus thermophilus for prevention of antibiotic-associated diarrhea in infants. J Clin Gastroenterol. 2005;39:385–389. doi: 10.1097/01.mcg.0000159217.47419.5b. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

24. Kuitunen M, Kukkonen K, Juntunen-Backman K, Korpela R, Poussa T, Tuure T, et al. Probiotics prevent IgE-associated allergy until age 5 years in cesarean-delivered children but not in the total cohort. J Allergy Clin Immunol. 2009;123:335–341. doi: 10.1016/j.jaci.2008.11.019. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

25. Lombard V, Golaconda Ramulu H, Drula E, Coutinho PM, Henrissat B. The carbohydrate-active enzymes database (CAZy) in 2013. Nucleic Acids Res. 2013;42:D490–D495. doi: 10.1093/nar/gkt1178. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

26. James K, Motherway MO, Bottacini F, Van Sinderen D. Bifidobacterium breve UCC2003 metabolises the human milk oligosaccharides lacto-N-tetraose and lacto-N-neo-tetraose through overlapping, yet distinct pathways. Sci Rep. 2016;6:38560. doi: 10.1038/srep38560. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

27. Coppa GV, Gabrielli O, Pierani P, Catassi C, Carlucci A, Giorgi PL. Changes in carbohydrate composition in human milk over 4 months of lactation. Pediatrics. 1993;91:637–641. [PubMed] [Google Scholar]

28. Thurl S, Müller-Werner B, Sawatzki G. Quantification of individual oligosaccharide compounds from human milk using high-pH anion-exchange chromatography. Anal Biochem. 1996;235:202–206. doi: 10.1006/abio.1996.0113. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

29. Kent JC, Mitoulas LR, Cregan MD, Ramsay DT, Doherty DA, Hartmann PE. Volume and frequency of breastfeedings and fat content of breast milk throughout the day. Pediatrics. 2006;117:387–395. doi: 10.1542/peds.2005-1417. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

30. Moro G, Minoli I, Mosca M, Fanaro S, Jelinek J, Stahl B, et al. Dosage-related bifidogenic effects of galacto-and fructooligosaccharides in formula-fed term infants. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 2002;34:291–295. doi: 10.1097/00005176-200203000-00014. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

31. Rinne M, Gueimonde M, Kalliomäki M, Hoppu U, Salminen SJ, Isolauri E. Similar bifidogenic effects of prebiotic-supplemented partially hydrolyzed infant formula and breastfeeding on infant gut microbiota. FEMS Immunol Med Microbiol. 2005;43:59–65. doi: 10.1016/j.femsim.2004.07.005. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

32. Ruiz-Moyano S, Totten S, Garrido D, Smilowitz J, German J, Lebrilla C, et al. Variation in consumption of human milk oligosaccharides by infant gut-associated strains of Bifidobacterium breve. Appl. Environ. Microbiol. 2013;79:6040–6049. doi: 10.1128/AEM.01843-13. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

33. Douillard FP, Ribbera A, Kant R, Pietilä T, Järvinen H, Messing M, et al. Comparative genomic and functional analysis of 100 Lactobacillus rhamnosus strains and their comparison with strain GG. PLoS Genet. 2013;9:e1003683. doi: 10.1371/journal.pgen.1003683. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

34. Molloy AM, Kirke PN, Brody LC, Scott JM, Mills JL. Effects of folate and vitamin B12 deficiencies during pregnancy on fetal, infant, and child development. Food Nutr Bull. 2008;29:101–111. doi: 10.1177/15648265080292S114. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

35. Deguchi Y, Morishita T, Mutai M. Comparative studies on synthesis of water-soluble vitamins among human species of bifidobacteria. Agric Biol Chem. 1985;49:13–19. [Google Scholar]

36. Krause LJ, Forsberg CW, Connor DL. Feeding human milk to rats increases Bifidobacterium in the cecum and colon which correlates with enhanced folate status. J Nutr. 1996;126:1505. doi: 10.1093/jn/126.5.1505. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

37. Pompei A, Cordisco L, Amaretti A, Zanoni S, Raimondi S, Matteuzzi D, et al. Administration of folate-producing bifidobacteria enhances folate status in Wistar rats. J Nutr. 2007;137:2742–2746. doi: 10.1093/jn/137.12.2742. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

38. Penders J, Thijs C, Vink C, Stelma FF, Snijders B, Kummeling I, et al. Factors influencing the composition of the intestinal microbiota in early infancy. Pediatrics. 2006;118:511–521. doi: 10.1542/peds.2005-2824. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

39. Penders J, Gerhold K, Stobberingh EE, Thijs C, Zimmermann K, Lau S, et al. Establishment of the intestinal microbiota and its role for atopic dermatitis in early childhood. J Allergy Clin Immunol. 2013;132:601–607. doi: 10.1016/j.jaci.2013.05.043. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

40. Dominguez-Bello MG, Jesus-laboy K, Shen N, Cox L, Amir A, Gonzalez A, et al. Partial restoration of the microbiota of cesarean-born infants via vaginal microbial transfer. Nat. Med. 2016;22:250–253. doi: 10.1038/nm.4039. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

41. Madan JC, Hoen AG, Lundgren SN, Farzan SF, Cottingham KL, Morrison HG, et al. Association of cesarean delivery and formula supplementation with the intestinal microbiome of 6-week-old infants. JAMA pediatrics. 2016;170:212–219. doi: 10.1001/jamapediatrics.2015.3732. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

42. Chu DM, Ma J, Prince AL, Antony KM, Seferovic MD, Aagaard KM. Maturation of the infant microbiome community structure and function across multiple body sites and in relation to mode of delivery. Nat Med. 2017;23:314–326. doi: 10.1038/nm.4272. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

43. Sordillo JE, Zhou Y, McGeachie MJ, Ziniti J, Lange N, Laranjo N, et al. Factors influencing the infant gut microbiome at age 3-6 months: findings from the ethnically diverse vitamin D antenatal asthma reduction trial (VDAART) J Allergy Clin Immunol. 2017;139:482–491. doi: 10.1016/j.jaci.2016.08.045. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

44. Ravel J, Gajer P, Abdo Z, Schneider GM, Koenig SS, McCulle SL, et al. Vaginal microbiome of reproductive-age women. Proc Natl Acad Sci U S A. 2011;108:4680–4687. doi: 10.1073/pnas.1002611107. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

45. Cunnington AJ, Sim K, Deierl A, Kroll J, Brannigan E, Darby J. “Vaginal seeding” of infants born by caesarean section. BMJ. 2016;352:i227. doi: 10.1136/bmj.i227. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

46. Björkstén B, Sepp E, Julge K, Voor T, Mikelsaar M. Allergy development and the intestinal microflora during the first year of life. J Allergy Clin Immunol. 2001;108:516–520. doi: 10.1067/mai.2001.118130. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

47. Kalliomäki M, Kirjavainen P, Eerola E, Kero P, Salminen S, Isolauri E. Distinct patterns of neonatal gut microflora in infants in whom atopy was and was not developing. J Allergy Clin Immunol. 2001;107:129–134. doi: 10.1067/mai.2001.111237. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

48. Li N, Russell WM, Douglas-esobar M, Hauser N, Lopez M, Neu J. Live and heat-killed Lactobacillus rhamnosus GG: effects on proinflammatory and anti-inflammatory cytokines/chemokines in gastrostomy-fed infant rats. Pediatr Res. 2009;66:203–207. doi: 10.1203/PDR.0b013e3181aabd4f. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

49. Jeon SG, Kayama H, Ueda Y, Takahashi T, Asahara T, Tsuji H, et al. Probiotic Bifidobacterium breve induces IL-10-producing Tr1 cells in the colon. PLoS Pathog. 2012;8:e1002714. doi: 10.1371/journal.ppat.1002714. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

50. Pohjavuori E, Viljanen M, Korpela R, Kuitunen M, Tiittanen M, Vaarala O, et al. Lactobacillus GG effect in increasing IFN-γ production in infants with cow’s milk allergy. J Allergy Clin Immunol. 2004;114:131–136. doi: 10.1016/j.jaci.2004.03.036. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

51. Viljanen M, Savilahti E, Haahtela T, Juntunen-Backman K, Korpela R, Poussa T, et al. Probiotics in the treatment of atopic eczema/dermatitis syndrome in infants: a double-blind placebo-controlled trial. Allergy. 2005;60:494–500. doi: 10.1111/j.1398-9995.2004.00514.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

52. He F, Ouwehand A, Isolauri E, Hashimoto H, Benno Y, Salminen S. Comparison of mucosal adhesion and species identification of bifidobacteria isolated from healthy and allergic infants. FEMS Immunol Med Microbiol. 2001;30:43–47. doi: 10.1111/j.1574-695X.2001.tb01548.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

53. Korpela K, Salonen A, Virta L, Kumpu M, Kekkonen R, de Vos W. Lactobacillus rhamnosus GG intake modifies preschool Children’s intestinal microbiota, alleviates penicillin-associated changes, and reduces antibiotic use. PLoS One. 2016;11:e0154012. doi: 10.1371/journal.pone.0154012. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

54. Plummer SF, Garaiova I, Sarvotham T, Cottrall SL, Le Scouiller, Weaver MA, et al. Effects of probiotics on the composition of the intestinal microbiota following antibiotic therapy. Int J Antimicrob Agents. 2005;26:69–74. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2005.04.004. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

55. Myllyluoma E, Ahlroos T, Veijola L, Rautelin H, Tynkkynen S, Korpela R. Effects of anti-helicobacter pylori treatment and probiotic supplementation on intestinal microbiota. Int J Antimicrob Agents. 2007;29:66–72. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2006.08.034. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

56. Engelbrektson A, Korzenik JR, Pittler A, Sanders ME, Klaenhammer TR, Leyer G, et al. Probiotics to minimize the disruption of faecal microbiota in healthy subjects undergoing antibiotic therapy. J Med Microbiol. 2009;58:663–670. doi: 10.1099/jmm.0.47615-0. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

57. Myllyluoma E, Veijola L, Ahlroos T, Tynkkynen S, Kankuri E, Vapaatalo H, et al. Probiotic supplementation improves tolerance to helicobacter pylori eradication therapy–a placebo-controlled, double-blind randomized pilot study. Aliment. Pharmacol. Ther. 2005;21:1263–1272. doi: 10.1111/j.1365-2036.2005.02448.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

58. Brunser O, Gotteland M, Cruchet S, Figueroa G, Garrido D, Steenhout P. Effect of a milk formula with prebiotics on the intestinal microbiota of infants after an antibiotic treatment. Pediatr Res. 2006;59:451–456. doi: 10.1203/01.pdr.0000198773.40937.61. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

59. Salonen A, Nikkilä J, Jalanka-Tuovinen J, Immonen O, Rajilić-Stojanović M, Kekkonen RA, et al. Comparative analysis of fecal DNA extraction methods with phylogenetic microarray: effective recovery of bacterial and archaeal DNA using mechanical cell lysis. J Microbiol Methods. 2010;81:127–134. doi: 10.1016/j.mimet.2010.02.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

60. Kolmeder CA, de Been M, Nikkilä J, Ritamo I, Mättö J, Valmu L, et al. Comparative metaproteomics and diversity analysis of human intestinal microbiota testifies for its temporal stability and expression of core functions. PLoS One. 2010;7:e29913. doi: 10.1371/journal.pone.0029913. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

61. Kolmeder CA, Salojärvi J, Ritari J, de Been M, Raes J, Falony G, et al. Faecal metaproteomic analysis reveals a personalized and stable functional microbiome and limited effects of a probiotic intervention in adults. PLoS One. 2016;11:e0153294. doi: 10.1371/journal.pone.0153294. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

62. Korpela, K. mare: Microbiota Analysis in R Easily. R package version 1.0. 2016.

63. Edgar RC. Search and clustering orders of magnitude faster than BLAST. Bioinformatics. 2010;26:2460–2461. doi: 10.1093/bioinformatics/btq461. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

64. Quast C, Pruesse E, Yilmaz P, Gerken J, Schweer T, Yarza P, et al. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools. Nucleic Acids Res. 2012;41:D590–D596. doi: 10.1093/nar/gks1219. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

65. Truong DT, Franzosa EA, Tickle TL, Scholz M, Weingart G, Pasolli E, et al. MetaPhlAn2 for enhanced metagenomic taxonomic profiling. Nat Methods. 2015;12:902–903. doi: 10.1038/nmeth.3589. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

66. Oksanen, J. et al. vegan: Community Ecology Package. R package version 2.0-6. 2013.

67. Venables W, Ripley B. Modern Applied Statistics with S. New York: Springer; 2002. [Google Scholar]

68. Pinheiro, J., Bates, D., DebRoy, S., Sarkar, D. & the R Development Core Team. nlme: Linear and Nonlinear Mixed Effects Models. R package version 3.1-108. 2013.

69. Korpela K, Blakstad EW, Moltu S, Strommen K, Nakstad B, Ronnestad, et al. Intestinal microbiota development and gestational age in preterm neonates. Sci Rep. 2018;8:2453. doi: 10.1038/s41598-018-20827-x. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

Будьте здоровы!

Перейти к ссылкам к основным разделам

Пробиотическая смесь устраняет вредные последствия у детей, получавших антибиотики или рожденных путем кесарева сечения

Смесь бифидо-, лакто- и пропионовокислых бактерий устраняет вредные последствия у детей, рожденных путем кесарева сечения или получавших антибиотики

Добавки с пробиотиками восстанавливают нормальный состав и функции микробиоты у детей, получавших антибиотики, и у детей, родившихся путем кесарева сечения

Комментарии