Атопический дерматит, пробиотики и кишечный микробиом

Атопический дерматит, пробиотики и кишечный микробиом

Изменения микробиоты кишечника коррелируют с ответом на лечение пробиотиками у пациентов с атопическим дерматитом. Постфактум анализ клинического исследования

Резюме

Атопический дерматит (AD) - хроническое рецидивирующее воспалительное заболевание кожи, которое сильно влияет на комфорт тех, кто страдает и длительно лечится кортикостероидами с ограниченной эффективностью и высокой частотой рецидивов. Из-за ограниченной эффективности этих методов лечения постоянно исследуются новые стратегии восстановления после поражений AD. В этой статье мы описываем изменения микробиома кишечника, достигнутые в недавно опубликованном клиническом исследовании с пробиотическим составом Bifidobacterium animalis subsp. lactis CECT 8145, Bifidobacterium longum CECT 7347 и Lacticaseibacillus casei CECT 9104 (ранее Lactobacillus casei CECT 9104), демонстрируя значительное улучшение индекса SCORAD (оценка атопического дерматита) у детей (4-17 лет) с AD (идентификатор: Clinicaltrials.gov: NCT02585986). Настоящее апостериорное исследование микробиома кишечника не показало значительных изменений в разнообразии (индексы Шеннона и Симпсона) после употребления пробиотиков. В группе пробиотиков роды Bacteroides, Ruminococcus и Bifidobacterium значительно повысили свои уровни, в то время как Faecalibacterium снизились по сравнению с группой плацебо. Faecalibacterium показала самое высокое присутствие и значительную положительную корреляцию с тяжестью AD (индекс SCORAD), тогда как Abyssivirga, Bifidobacterium и Lactococcus были обратно коррелированы. Результаты показывают, что потребление исследуемой здесь пробиотической композиции модулирует микробиом кишечника со значительными изменениями в родах Bacteroides и Faecalibacterium. В свою очередь, улучшение SCORAD коррелирует, среди прочего, с уменьшением Faecalibacterium и увеличением Bifidobacterium.

1. Введение

Атопический дерматит (AD) ‐ это хроническое рецидивирующее воспалительное заболевание кожи, которое оказывает сильное влияние на комфорт тех, кто страдает от него, поскольку вызывает интенсивный зуд, воспаление и нарушение кожного барьера, что провоцирует трудности с засыпанием и чувство неловкости или гнева по поводу своего внешнего вида. Наибольшая его распространенность наблюдается у детей, на долю которых приходится до 20% младенческого населения во всем мире [1,2]. Это заболевание увеличивает свою распространенность, характеризуется ранним началом (до 5 лет), часто встречается у детей младше 1 года [3]. Несмотря на наличие генетического фона риска, в основном связанного с мутациями гена филаггрина (FLG) [4], нарушением функции кожного барьера и повышенным риском AD, хорошо известна решающая роль иммунитета. При AD возникает дисбаланс между Th2-клетками и Th1-клетками, что может усугубить его патогенез, повышая уровень иммуноглобулина Е (IgE) и активируя интерлейкины [5]. Кроме того, сообщалось, что интерлейкин IL‐17 снижает экспрессию FLG и инволюкрина [6], в то время как IL‐31 может индуцировать зуд у пациентов через высвобождение натрийуретического пептида [7].

Зависимый от культуры микробиологический анализ поражений кожи при AD выявил повышенную колонизацию Staphylococcus aureus по сравнению с непораженными участками, что влияет на степень тяжести, поскольку штаммы St. aureus, продуцирующие токсины, более распространены [8]. Предполагается, что нарушение целостности барьера, измененный метаболизм сфинголипидов и экспрессия антимикробных пептидов способствуют колонизации St. aureus [9,10] и специфическими грибами [11]. Массивные платформы для секвенирования привели к глубокому анализу роли микробиоты в патогенезе AD. Как и в случае культурально-зависимого подхода, в нескольких исследованиях анализировалась взаимосвязь между микробиотой кожи и AD. Основываясь на подходах к секвенированию следующего поколения, было обнаружено низкое микробное разнообразие у пациентов с AD, наряду с увеличением, а также снижением количества видов St. aureus, родов Acinetobacter, Corynebacterium, Prevotella, Pr pionibacterium и Streptococcus [12,13].

Однако новые данные свидетельствуют о том, что пищеварительный микробиом может влиять на здоровье хозяина не только локально, но и за пределами кишечника. В состоянии баланса (эубиоз) пищеварительный микробиом активно участвует в метаболических и физиологических процессах хозяина, обеспечивая ключевые молекулы и ферментативные процессы в экосистеме. Когда этот микробиом нарушен или неуравновешен (дисбиоз), либо как причина, либо как следствие процесса болезни, присутствующие или отсутствующие микроорганизмы могут изменять структуру этой экосистемы. Сообщалось, что существует тесный двунаправленный интерфейс между кишечником и печенью (ось кишечник-печень) через желчные пути, воротную вену и большой круг кровообращения [14]. Более того, если мы посмотрим дальше, в настоящее время есть надежные доказательства, показывающие путь связи между пищеварительным микробиомом и центральной нервной системой через кишечную нервную систему, при этом нейротрансмиттеры, нейрорегуляторы и гормоны играют разные роли [15]. В рамках этой активности целостность кишечного барьера явно является мишенью действия пищеварительного микробиома, обеспечивая защиту в состоянии эубиоза и влияя на его целостность при дисбиозе, приводящему к местному воспалению и бактериальной транслокации [14].

В последние годы обсуждается взаимосвязь между микробиомом кишечника и здоровьем кожи, что указывает на ось «микробиом кишечника – кожа». Предполагается, что микробиом кишечника в раннем возрасте может влиять на созревание иммунной системы посредством перекрестного взаимодействия между микробиомом и хозяином, что может повлиять на развитие AD [16,17] через воспаление, вызванное конкретными бактериями [18]. Было показано, что короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs) действуют в кишечнике благодаря своим противовоспалительным и иммуномодулирующим эффектам [19] и их роли в поддержании вышеупомянутой барьерной целостности [20], что было непосредственно связано с происхождением AD [21].

Местные кортикостероиды были краеугольным камнем фармакологического лечения легкой и умеренной AD [22], хотя долгосрочных данных по этим препаратам для педиатрических пациентов нет [23]. Системные препараты, такие как иммунодепрессанты, более эффективны, чем их аналоги для местного применения, но имеют существенно серьезные побочные эффекты и риск рецидива после прекращения лечения [24].

Из-за побочных эффектов этих методов лечения и частых рецидивов постоянно исследуются новые стратегии восстановления после поражений AD. С одной стороны, были проанализированы стратегии, основанные на местном применении соединений с бактерицидной способностью, таких как озон [25]. С другой стороны, благодаря взаимосвязи между микробиомом кишечника и AD, анализируются новые пути улучшения на основе модификации существующего дисбиоза. В связи с этим мы недавно опубликовали исследование, в котором использование смеси пробиотиков с противовоспалительными свойствами у детей (4–17 лет) с AD привело к значительному улучшению индекса SCORAD (оценка атопического дерматита) [26]. На основе этого клинического испытания было проведено апостериорное исследование для оценки воздействия использования пробиотиков на микробиоту кишечника с целью выявления маркеров улучшения. Настоящее исследование описывает полученные результаты.

2. Материалы и методы

2.1. Исследуемая популяция

Образцы были взяты из клинического исследования ATO / PRO1 AD (Clinicaltrials.gov Identifier NCT02585986), проведенного в больнице General Universitario de Alicante (Аликанте, Испания) [26]. Вкратце, дети в возрасте от 4 до 17 лет со средней степенью DA [27] были набраны в период с марта по июнь 2016 года. Все пациенты соответствовали критериям Ханифини и Райка (Hanifini and Raijka criteria) для DA, а степень тяжести DA измерялась с использованием индекса SCORAD. Критерии исключения были следующими: использование системных кортикостероидов, метотрексата, циклоспорина или препаратов противоопухолевого фактора некроза в предыдущие 3 месяца, антибиотиков в предыдущие 2 недели или сопутствующий диагноз непереносимости глютена и / или лактозы или признаков бактериальной инфекции, среди прочего [26]. У всех участников был взят образец периферической крови и проанализирован на предмет стандартных биохимических лабораторных показателей и уровней интерлейкина. Наконец, образцы стула были получены в начале и в конце исследования для массивного параллельного секвенирования.

2.2. Протокол

Дизайн исследования представлял собой рандомизированное двойное слепое плацебо-контролируемое исследование. Пациенты были включены в исследование (соотношение рандомизации 1:1) и ежедневно получали таблетки с пробиотическим составом (10⁹ колониеобразующих единиц (КОЕ) смеси пробиотических штаммов Bifidobacterium animalis subsp. Lactis CECT 8145, Bifidobacterium longum CECT 7347, и Lacticaseibacillus casei CECT 9104 (ранее Lactobacillus casei CECT 9104 [28]) с мальтодекстрином в качестве носителя в соотношении 1: 1: 1 или плацебо (только мальтодекстрин) в течение 12 недель. Показатель индекса SCORAD измерялся во время включения, а затем каждые четыре недели до конца 12-недельного периода вмешательства. Дальнейший протокол описан в Navarro ‐ López et al. [24].

2.3. Назначение и вмешательство

Все пациенты получали стандартное лечение в течение 12-недельного периода исследования в соответствии с клиническими рекомендациями по ведению DA [29]. Участники группы пробиотиков получали ежедневно таблетку, содержащую 10⁹ КОЕ смеси трех пробиотических штаммов [26]. Во время лечения исследователи и эксперты, собирающие данные о результатах, не знали о назначенном вмешательстве.

2.4. Определение микробиома

Образцы фекалий собирали на исходном уровне и после 12 недель лечения и хранили при -80°C до анализа. ДНК из образцов стула была выделена согласно Yuan et al. [30], добавляя этапы измельчения гранул и ферментативного лизиса перед экстракцией, чтобы избежать смещения при очистке ДНК в сторону искажения грамположительных бактерий, с помощью системы Magna Pure Compact (Roche Diagnostics, Барселона, Испания). Состав микробиома кишечника оценивали путем массивного параллельного секвенирования гипервариабельной области V3-V4 бактериального гена 16S рРНК. Амплификацию проводили с эубактериальными праймерами [31] и последовательностью, полученной с помощью MiSeq Illumina Platform (Illumina inc, Сан-Диего, Калифорния, США), в соответствии с рекомендациями Illumina. Полученные последовательности были разделены на каждого пациента. Программа PEAR версии 0.9.1 применялась для перекрытия операций чтения R1 и R2 с перекрытием 50 nts (нуклеотидов) и минимальным качеством Q20 [32], обеспечивая один файл FASTQ для каждого из образцов. Контроль качества последовательностей выполнялся: (I) качественная фильтрация (минимальный порог Q20) с использованием набора инструментов fastx версии 0.013, (II) обрезка праймеров и выбор длины (считывание более 300 nts) выполнялись с помощью программы cutadapt версии 1.4.1 [33]. Файлы FASTQ были преобразованы в файлы FASTA, а для удаления химер использовалась программа UCHIME версии 7.0.1001. Чистые файлы FASTA были обработаны методом BLAST для базы данных рРНК NCBI 16s с использованием blastn версии 2.2.29+. Полученные в результате файлы XML были обработаны с использованием сценария python, разработанного ADM Biopolis (Валенсия, Испания) для аннотирования каждой последовательности на разных филогенетических уровнях. Скрипичные графики были получены с использованием библиотеки ggpubr в R (https://CRAN.R-project.org/package=ggpubr, дата обращения 18 января 2021 года).

2.5. Статистический Анализ

Статистический анализ проводился с использованием R version 3.3.0. Нормальность данных микробиома отбрасывалась с помощью теста Шапиро (Saphiro test), а различия между группами на уровне микробиома проверялись с помощью парного критерия Уилкоксона–Манна-Уитни (Wilcoxon Mann–Whitney test). Все индексы разнообразия были получены с помощью пакета vegan, их нормальное распределение было подтверждено с помощью теста Шапиро, а различия между группами были проверены с помощью теста ANOVA. Изменения в микробиоме, связанные со значениями SCORAD, измеряли с помощью библиотеки DESeq2, корректируя отрицательную биномиальную модель с SCORAD в качестве числовой ковариаты.

3. Полученные результаты

3.1. Определение основного микробиома

В исследование были рандомизированы в общей сложности 50 пациентов, которым ранее был поставлен диагноз DA по клиническим, лабораторным и / или гистологическим данным [24]. Нам удалось получить и проанализировать образцы кала на исходном уровне и через 12 недель у 43 пациентов (21 в группе плацебо и 22 в группе пробиотиков).

Во-первых, бактериальный состав кишечника у пациентов с DA анализировали путем массивного параллельного секвенирования, проверяя в среднем более 68000 необработанных последовательностей на образец (необработанное и чистое количество последовательностей, средняя длина, общее количество секвенированных мегабаз и среднее качество на образец можно найти в дополнительной таблице S1). Кривые разрежения были получены с помощью vegan package in R для измерения охвата бактериального сообщества. Все кривые имели одинаковые уровни насыщения, что означало, что все микробиомы были одинаково покрыты и могут быть сопоставлены между собой. В таблице S2 приведены характеристики микробиома для каждого образца и таксономического уровня.

Изучен состав энтеротипов [34] (табл. 1). Исходно энтеротип 1 (преобладание Bacteroides) описывал 51,16% пациентов (22/43), энтеротип 3 (преобладание Ruminococcus) - 44,18% (19/43), а энтеротип 2 (преобладание Prevotella) - только 4,60. % (2/43).

Таблица 1. Анализ непредвиденного энтеротипа в группах пробиотиков и плацебо.

3.2. Эволюция микробиома

Микробиом изучали у пациентов с DA после 12 недель лечения плацебо или пробиотиками и анализировали изменения по сравнению с исходными образцами. Исходно не было обнаружено различий в бактериальном составе между пациентами в группе плацебо и в группе пробиотиков (рисунок S1).

В таблице 1 показан анализ непредвиденных обстоятельств для эволюции энтеротипа. Около 40% пациентов с AD с энтеротипом 1 перешли на другие энтеротипы, независимо от лечения (p-значение критерия Пирсона = 0,754). Два пациента с энтеротипом 2 на исходном уровне изменились на энтеротип 3. Из 11 пациентов, классифицированных как энтеротип 3 на исходном уровне в группе пробиотиков, 5 (45%) изменились на энтеротип 1, в то время как из восьми пациентов с энтеротипом 3 на исходном уровне в группе пробиотиков в контрольной группе только 2 (25%) изменились на энтеротип 1. Кроме того, изменения с 1-го на 3-й энтеротип произошли в обеих группах, но никакие различия между группами не были статистически значимыми (p-значение критерия Пирсона = 0,3437).

Три различных индекса были получены с использованием пакета vegan package of R: богатство (Richness) и разнообразие Шеннона (Shannon) и Симпсона (Simpson) (рис. 1). Как только распределение нормальности было подтверждено (тест Шапиро), тест ANOVA был применен для оценки изменений между группами плацебо и пробиотиков, что привело к незначительным изменениям.

Рисунок 1. Значения разнообразия, полученные в группах плацебо и пробиотиков.

Каждый из основных родов изучался индивидуально, чтобы проверить, имеет ли лечение какой-либо значительный эффект. Прежде всего, презумпция нормальности данных была отброшена с помощью теста нормальности Шапиро‐Уилка. Все сравнения производились с помощью непараметрического критерия Краскела–Уоллиса и критерия Уилкоксона. На рис. 2 показаны таксоны, которые достоверно различались у детей, потребляющих пробиотический продукт. Роды Agathobacter, Faecalibacterium, Fusicanibacter и Lachnoclostriudium, а также один неопознанный представитель семейства Ruminococcaceae уменьшились после 12 недель потребления пробиотиков. С другой стороны, представители родов Anaerostipes, Collinsella, Eubacterium и Gemmiger увеличили свой уровень. При анализе эффекта потребления пробиотиков по сравнению с плацебо в заключительное время (рис. 3) выявляется специфическая эволюция таксонов. Роды Bacteroides, Bifidobacterium и Ruminococcus значительно увеличивали свои уровни, в то время как Faecalibacterium, наоборот, снижались, в случае видов Bifidobacterium предполагаемые OTUs B. longum, B. bifidum и B. pseudocatenulatum были наиболее распространенными, но ни один из них не увеличивался значительно в группе пробиотиков по сравнению с плацебо (тест Крускала и Уилкоксона). В случае Faecalibacterium F. prausnitzii был идентифицирован на уровне вида.

Рисунок 2. Значимые роды до и после лечения пробиотиками.

Рисунок 3. Скрипичные графики, показывающие важные роды, сравнивающие эволюцию групп плацебо и пробиотиков: (а) род Bacteroides; (b) род Ruminococcus; (c) род Bifidobacterium; (d) род Faecalibacterium

3.3. Корреляция между индексом SCORAD и профилем микробиома

С целью выявления специфических биомаркеров среди 16S рРНК-микробиома, которые могли коррелировать с индексом SCORAD, независимо от полученного лечения и времени отбора образцов, был применен анализ DESeq2 (рисунок 4 и таблица S3). Индекс SCORAD использовался в качестве непрерывной числовой ковеременной в модели DESeq2, и полученный в результате log2 Fold-Change подразумевает изменение в каждом роде, когда SCORAD увеличивается на 1 пункт, с учетом как исходных, так и окончательных данных. Когда мы проанализировали таксоны, которые напрямую коррелируют с индексом SCORAD (и, следовательно, с тяжестью AD), тип Actinobacteria обратно коррелировал (log2 Fold-change = -0,04) и, следовательно, обратно коррелировал с оценкой тяжести AD. На уровне семейства ни один не коррелировал напрямую, тогда как Actinomycetaceae (log2 Fold-change = -0,006, p-value <0,01), Eggerthellaceae (log2 Fold-change = -0,04), Selenomonadaceae (log2 Fold-change = -0,06) и Bifidobacteriaceae (log2 Fold-change = -0,04) были обратно коррелированы с тяжестью AD, являясь таксоном Bifidobacteriaceae с наибольшим присутствием (базовое среднее = 1766,16 последовательностей). На уровне рода (рисунок 4) Butyrivibrio показал основное изменение log2 Fold-change (log2 Fold-change = 0,13), а Faecalibacterium продемонстрировал самое высокое присутствие и значительную положительную корреляцию с микробиомом тяжести AD (log2 Fold-change = 0,04, базовое среднее 1472,37 последовательностей). Напротив, роды Abyssivirga и Lactococcus обеспечили самую высокую отрицательную корреляцию (обратно коррелированную с тяжестью AD), составляя log2 Fold-change = -0,11 в обоих случаях. Bifidobacterium показал log2 Fold-change = -0,03 и самое высокое базовое среднее значение среди значимых популяций (базовое среднее = 1761,01 последовательностей).

Рисунок 4. Корреляция между индексом SCORAD и бактериальными родами.

4. Обсуждение

Кишечник является наиболее важным источником послеродовой микробной стимуляции иммунной системы, и дети с атопией могут иметь другой микробиом кишечника по сравнению с их сверстниками, не страдающими атопией. Хотя было заявлено об отсутствии информации о детях школьного возраста, поскольку исследования микробиома сосредоточены на младенцах и взрослых [35], были обнаружены различия между случаями экземы и здоровыми людьми в контрольной группе [36], а также между странами с высоким и низким уровнем частоты атопических заболеваний [21,37]. В клиническом исследовании, направленном на оценку эффекта консорциума пробиотиков (B. animalis subsp. Lactis CECT 8145, B. longum CECT 7347 и L. casei CECT 9104) прAD, мы продемонстрировали его эффективность в улучшении SCORAD и уменьшении использования местных стероидов у детей 4–17 лет [26]. В недавно опубликованном метаанализе эффективности пробиотических штаммов для лечения детской болезни AD этот консорциум был описан как наиболее эффективный [38]. Поскольку дисбактериоз кишечника наблюдался у пациентов с AD [21,39], мы хотели оценить, может ли положительный эффект этого консорциума пробиотиков быть в какой-то степени обусловлен модуляцией микробиома в сторону более близкого к здоровому профилю. Настоящая работа посвящена изучению эволюции микробиома кишечника в результате потребления пробиотика.

Эволюция альфа-разнообразия была проанализирована на уровне видов. В предыдущих исследованиях с участием детей с AD разнообразие было зарегистрировано ниже, чем в здоровой популяции [39]. В нашем исследовании индексы Шеннона и Симпсона не претерпели значительных изменений после употребления пробиотиков.

Открыто обсуждается, связана ли функциональная способность пробиотиков главным образом с их способностью сопротивляться пищеварительному тракту, поступать в кишечник биологически активными и колонизировать [14]. В нашем исследовании, когда анализируется эволюция микробиома, количество лактобацилл и предполагаемых B. animalis не обнаруживается в группе пробиотиков. Улучшение SCORAD, полученное в группе пробиотиков [26], несмотря на то, что не увеличивалось количество OTUs пробиотиков в образцах группы пробиотиков, указывает на то, что могут действовать другие механизмы, помимо простого увеличения количества потребляемых бактериальных групп.

В группе пробиотиков потребление пробиотика сопровождается снижением концентрации Faecalibacterium. Этот род ранее был связан с микробиомом кишечника у детей с AD [39]. Сонг (Song) и соавторы [21] сообщили о модели, в которой AD связан с дисбалансом в небутират-продуцирующих штаммах F. prausnitzii и определяется высвобождением питательных веществ в поврежденной слизистой оболочке кишечника и, как следствие, поддержанием проницаемости кишечника и аберрантными иммунными ответами Th2-типа в коже [21]. В случае Bacteroides потребление пробиотика увеличивало обнаруженный базовый уровень. В кишечнике Bacteroides spp. способны ферментировать сложные сахара в ряд побочных продуктов, включая SCFAs, такие как ацетат, бутират, формиат и пропионат [40]. Более низкие уровни этого рода могут означать меньшее производство этих соединений и, следовательно, более высокий воспалительный статус. В предыдущем исследовании Rios‐Covian et al. показали, что некоторые экзополисахарид (EPS)‐продуцирующие бифидобактерии (штаммы B. animalis subsp. lactis и B. longum) были способны стимулировать рост бактероидов путем питания их ЭПС, что указывает на роль этих биополимеров в перекрестном взаимодействии бактерий в кишечнике [41]. В нашем исследовании оба вида включены в пробиотический консорциум, и хотя мы не обнаружили значительного повышения их уровня, они обладают способностью продуцировать EPS (Silva et al., Biopolis S. L.‐ADM, Paterna, Spain, screening of EPS‐producing strains, 2014), так что это может быть одним из механизмов воздействия на дисбиоз кишечной микробиоты, не только основанным на прямом повышении их уровня, но и работающим в качестве модулятора микробиома.

Результаты нашего клинического исследования показали сильный положительный эффект в снижении тяжести DA на основе индекса SCORAD [26]. Когда мы анализируем корреляцию между индексом SCORAD и конкретными популяциями, ни тип, ни семейство не коррелировали положительно с индексом SCORAD. Тип Actinobacteria и семейства Actinomycetaceae, Bifidobacteriaceae, Eggerthellaceae и Selenomonadaceae были немного обратно коррелированы с SCORAD и впоследствии положительно связаны с улучшением AD. На уровне рода, даже несмотря на то, что Butyrivibrio показал самые высокие уровни изменений, его численность оказалась очень низкой, поэтому он может не повлиять на SCORAD. Однако род Faecalibacterium также показал положительную корреляцию со SCORAD и большое присутствие, что указывает на него как на маркер тяжести DA. Оба рода способны продуцировать бутират с использованием пируватного пути [42] и были показаны как комменсалы в исследованиях здорового кишечника [43,44]. Поскольку они способны продуцировать противовоспалительную молекулу бутирата как продукт своего метаболизма, может действовать механизм, который выбирает непродуцирующие штаммы. Альтернативное и менее правдоподобное объяснение может заключаться в потенциальном влиянии высоких концентраций бутирата на кишечный апоптоз и нарушение кишечного барьера, как это было описано Хуангом и его коллегами [45]. Потребуются новые исследования для анализа роли модуляции продуцирующих и не продуцирующих бутират штаммов Faecalibacterium в продукции SCFAs и дальнейшего улучшения SCORAD в популяции AD после употребления пробиотиков. Недавно описанный род Abyssivirga, а также род Lactococcus продемонстрировали наивысшую отрицательную корреляцию с SCORAD, хотя уровни их присутствия были довольно низкими, что, в принципе, исключало бы критическую роль биомаркеров.

Bifidobacterium был родом с наибольшим присутствием и отрицательной корреляцией SCORAD, что связано с увеличением обнаруженного типа актинобактерий. Этот нормальный обитатель кишечника здоровых младенцев и взрослых имеет широко описанные полезные функции. Большинство из них связаны с профилактикой и лечением кишечных заболеваний и иммунологических расстройств, таких как ВЗК или некротический энтероколит, а также с аллергическими симптомами путем модуляции баланса Th1 / Th2 и IgE [46], среди прочего, что связывает увеличение количества бифидобактерий с более низким индексом серьезности SCORAD. Несмотря на то, что наблюдаемые значения корреляции невелики, они дают приблизительный набросок того, какие бактерии-маркеры могут быть в кишечном микробиоме с DA, и указывают на модулирующий эффект пробиотика как источника его функциональности у детей с DA. Наконец, никаких изменений микробиоты, которые потенциально могут быть связаны с проблемами со здоровьем, не наблюдалось. В этом смысле в исследованиях должна быть гарантирована не только эффективность, но и безопасность приема пробиотиков, поскольку есть доказательства того, что определенные штаммы (либо из-за потребления пробиотиков, либо из-за загрязнения продуктов) вызывают проблемы со здоровьем [14].

Все эти результаты указывают на то, что потребление анализируемой здесь пробиотической смеси модулирует микробиом кишечника со значительными изменениями в роде Bacteroides и, в свою очередь, более низкие баллы SCORAD коррелируют со снижением Faecalibacterium и увеличением Bifidobacterium. Тем не менее, у этой работы все еще есть ограничения, наиболее заметными из которых является сокращение количества исследований, которые должны быть увеличены в будущей работе, и перевод этих результатов на детей младшего возраста и взрослых.

См. дополнительно:

• Функция пробиотиков в профилактике атопического дерматита у детей
• Атопический дерматит, микробиота и пробиотики
• Метаболиты кишечных бактерий, пропионат и бутират, защищают от аллергических расстройств (атопии)
• Бифидобактерии, экзема и гиперхолестеринемия
• Взаимосвязи между микробным дисбактериозом и кожными заболеваниями
• Пробиотическое лечение при атопическом дерматите
• Микробиота и иммуноопосредованные кожные заболевания
• Пробиотическая антиоксидантная терапия при АКНЕ
• Изменения микробиома кожи и кишечника при псориазе и псориатическом артрите
• Рекомендации Всемирной организации по аллергии и Университета Макмастера по профилактике аллергических заболеваний (GLAD-P): Пробиотики

Литература

1. Silverberg, N.B. A practical overview of pediatric atopic dermatitis, part 1: Epidemiology and pathogenesis. Cutis 2016, 97, 267– 271.
2. Garg, N.; Silverberg, J.I. Epidemiology of childhood atopic dermatitis. Clin. Derm. 2015, 33, 281–288, doi:10.1016/j.clindermatol.2014.12.004.
3. Mohn, C.H.; Blix, H.S.; Halvorsen, J.A.; Nafstad, P.; Valberg, M.; Lagerløv, P. Incidence Trends of Atopic Dermatitis in Infancy and Early Childhood in a Nationwide Prescription Registry Study in Norway. JAMA Netw. Open 2018, 1, e184145, doi:10.1001/jamanetworkopen.2018.4145.
4. Irvine, A.D.; McLean, W.H.; Leung, D.Y. Filaggrin mutations associated with skin and allergic diseases. N. Engl. J. Med. 2011,
5. 365, 1315–1327, doi:10.1056/NEJMra1011040.
6. Buzney, C.D.; Gottlieb, A.B.; Rosmarin, D. Asthma and Atopic Dermatitis: A Review of Targeted Inhibition of Interleukin‐4 and Interleukin‐13 As Therapy for Atopic Disease. J. Drugs Derm. 2016, 15, 165–171.
7. Tan, Q.; Yang, H.; Liu, E.; Wang, H. P38/ERK MAPK signaling pathways are involved in the regulation of filaggrin and involucrin by IL‐17. Mol. Med. Rep. 2017, 16, 8863–8867, doi:10.3892/mmr.2017.7689.
8. Stalder, J.F.; Fluhr, J.W.; Foster, T.; Glatz, M.; Proksch, E. The emerging role of skin microbiome in atopic dermatitis and its clinical implication. J. Dermatol. Treat. 2019, 30, 357–364, doi:10.1080/09546634.2018.1516030.
9. Totté, J.E.; van der Feltz, W.T.; Hennekam, M.; van Belkum, A.; van Zuuren, E.J.; Pasmans, S.G. Prevalence and odds of Staphylococcus aureus carriage in atopic dermatitis: A systematic review and meta‐analysis. Br. J. Derm. 2016, 175, 687–695, doi:10.1111/bjd.14566.
10. Arikawa, J.; Ishibashi, M.; Kawashima, M.; Takagi, Y.; Ichikawa, Y.; Imokawa, G. Decreased levels of sphingosine, a natural antimicrobial agent, may be associated with vulnerability of the stratum corneum from patients with atopic dermatitis to colonization by Staphylococcus aureus. J. Invest. Derm. 2002, 119, 433–439, doi:10.1046/j.1523‐1747.2002.01846.x.
11. Ong, P.Y.; Ohtake, T.; Brandt, C.; Strickland, I.; Boguniewicz, M.; Ganz, T.; Gallo, R.L.; Leung, D.Y. Endogenous antimicrobial peptides and skin infections in atopic dermatitis. N. Engl. J. Med. 2002, 347, 1151–1160, doi:10.1056/NEJMoa021481.
12. Darabi, K.; Hostetler, S.G.; Bechtel, M.A.; Zirwas, M. The role of Malassezia in atopic dermatitis affecting the head and neck of adults. J. Am. Acad. Derm. 2009, 60, 125–136, doi:10.1016/j.jaad.2008.07.058.
13. Kong, H.H.; Oh, J.; Deming, C.; Conlan, S.; Grice, E.A.; Beatson, M.A.; Nomicos, E.; Polley, E.C.; Komarow, H.D.; Murray, P.R.; et al. Temporal shifts in the skin microbiome associated with disease flares and treatment in children with atopic dermatitis. Genome Res. 2012, 22, 850–859, doi:10.1101/gr.131029.111.
14. Shi, B.; Bangayan, N.J.; Curd, E.; Taylor, P.A.; Gallo, R.L.; Leung, D.Y.M.; Li, H. The skin microbiome is different in pediatric versus adult atopic dermatitis. J. Allergy Clin. Immunol. 2016, 138, 1233–1236, doi:10.1016/j.jaci.2016.04.053.
15. Giuffrè, M.; Campigotto, M.; Campisciano, G.; Comar, M.; Crocè, L.S. A story of liver and gut microbes: How does the intestinal flora affect liver disease? A review of the literature. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2020, 318, G889–G906, doi:10.1152/ajpgi.00161.2019.
16. Giuffrè, M.; Moretti, R.; Campisciano, G.; da Silveira, A.B.M.; Monda, V.M.; Comar, M.; Di Bella, S.; Antonello, R.M.; Luzzati, R.; Crocè, L.S. You Talking to Me? Says the Enteric Nervous System (ENS) to the Microbe. How Intestinal Microbes Interact with the ENS. J. Clin. Med. 2020, 9, 3705, doi:10.3390/jcm9113705.
17. Arpaia, N.; Campbell, C.; Fan, X.; Dikiy, S.; van der Veeken, J.; deRoos, P.; Liu, H.; Cross, J.R.; Pfeffer, K.; Coffer, P.J.; et al. Metabolites produced by commensal bacteria promote peripheral regulatory T‐cell generation. Nature 2013, 504, 451–455, doi:10.1038/nature12726.
18. Olszak, T.; An, D.; Zeissig, S.; Vera, M.P.; Richter, J.; Franke, A.; Glickman, J.N.; Siebert, R.; Baron, R.M.; Kasper, D.L.; et al. Microbial exposure during early life has persistent effects on natural killer T cell function. Science 2012, 336, 489–493, doi:10.1126/science.1219328.
19. Zeng, M.Y.; Inohara, N.; Nuñez, G. Mechanisms of inflammation‐driven bacterial dysbiosis in the gut. Mucosal Immunol 2017,
20. 10, 18–26, doi:10.1038/mi.2016.75.
21. Smith, P.M.; Howitt, M.R.; Panikov, N.; Michaud, M.; Gallini, C.A.; Bohlooly, Y.M.; Glickman, J.N.; Garrett, W.S. The microbial metabolites, short‐chain fatty acids, regulate colonic Treg cell homeostasis. Science 2013, 341, 569–573, doi:10.1126/science.1241165.
22. Plöger, S.; Stumpff, F.; Penner, G.B.; Schulzke, J.D.; Gäbel, G.; Martens, H.; Shen, Z.; Günzel, D.; Aschenbach, J.R. Microbial butyrate and its role for barrier function in the gastrointestinal tract. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2012, 1258, 52–59, doi:10.1111/j.1749‐ 6632.2012.06553.x.
23. Song, H.; Yoo, Y.; Hwang, J.; Na, Y.C.; Kim, H.S. Faecalibacterium prausnitzii subspecies‐level dysbiosis in the human gut microbiome underlying atopic dermatitis. J. Allergy Clin. Immunol. 2016, 137, 852–860, doi:10.1016/j.jaci.2015.08.021.
24. Chong, M.; Fonacier, L. Treatment of Eczema: Corticosteroids and Beyond. Clin. Rev. Allergy Immunol. 2016, 51, 249–262, doi:10.1007/s12016‐015‐8486‐7.
25. Luger, T.; Boguniewicz, M.; Carr, W.; Cork, M.; Deleuran, M.; Eichenfield, L.; Eigenmann, P.; Fölster‐Holst, R.; Gelmetti, C.; Gollnick, H.; et al. Pimecrolimus in atopic dermatitis: Consensus on safety and the need to allow use in infants. Pediatr. Allergy Immunol. 2015, 26, 306–315, doi:10.1111/pai.12331.
26. Roekevisch, E.; Spuls, P.I.; Kuester, D.; Limpens, J.; Schmitt, J. Efficacy and safety of systemic treatments for moderate‐to‐severe atopic dermatitis: A systematic review. J. Allergy Clin. Immunol. 2014, 133, 429–438, doi:10.1016/j.jaci.2013.07.049.
27. Zeng, J.; Dou, J.; Gao, L.; Xiang, Y.; Huang, J.; Ding, S.; Chen, J.; Zeng, Q.; Luo, Z.; Tan, W.; et al. Topical ozone therapy restores microbiome diversity in atopic dermatitis. Int. Immunopharmacol. 2020, 80, 106191, doi:10.1016/j.intimp.2020.106191.
28. Navarro‐López, V.; Ramírez‐Boscá, A.; Ramón‐Vidal, D.; Ruzafa‐Costas, B.; Genovés‐Martínez, S.; Chenoll‐Cuadros, E.; Carrión‐Gutiérrez, M.; de la Parte, J.H.; Prieto‐Merino, D.; Codoñer‐Cortés, F.M. Effect of Oral Administration of a Mixture of Probiotic Strains on SCORAD Index and Use of Topical Steroids in Young Patients With Moderate Atopic Dermatitis: A Randomized Clinical Trial. JAMA Derm. 2018, 154, 37–43, doi:10.1001/jamadermatol.2017.3647.
29. Eichenfield, L.F.; Tom, W.L.; Berger, T.G.; Krol, A.; Paller, A.S.; Schwarzenberger, K.; Bergman, J.N.; Chamlin, S.L.; Cohen, D.E.; Cooper, K.D.; et al. Guidelines of care for the management of atopic dermatitis: Section 2. Management and treatment of atopic dermatitis with topical therapies. J. Am. Acad. Derm. 2014, 71, 116–132, doi:10.1016/j.jaad.2014.03.023.
30. Zheng, J.; Wittouck, S.; Salvetti, E.; Franz, C.; Harris, H.M.B.; Mattarelli, P.; O’Toole, P.W.; Pot, B.; Vandamme, P.; Walter, J.; et al. A taxonomic note on the genus Lactobacillus: Description of 23 novel genera, emended description of the genus Lactobacillus Beijerinck 1901, and union of Lactobacillaceae and Leuconostocaceae. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2020, 10.1099/ijsem.0.004107, doi:10.1099/ijsem.0.004107.
31. Saeki, H.; Furue, M.; Furukawa, F.; Hide, M.; Ohtsuki, M.; Katayama, I.; Sasaki, R.; Suto, H.; Takehara, K. Guidelines for management of atopic dermatitis. J. Derm. 2009, 36, 563–577, doi:10.1111/j.1346‐8138.2009.00706.x.
32. Yuan, S.; Cohen, D.B.; Ravel, J.; Abdo, Z.; Forney, L.J. Evaluation of methods for the extraction and purification of DNA from the human microbiome. PLoS ONE 2012, 7, e33865, doi:10.1371/journal.pone.0033865.
33. Klindworth, A.; Pruesse, E.; Schweer, T.; Peplies, J.; Quast, C.; Horn, M.; Glöckner, F.O. Evaluation of general 16S ribosomal RNA gene PCR primers for classical and next‐generation sequencing‐based diversity studies. Nucleic Acids Res. 2013, 41, e1, doi:10.1093/nar/gks808.
34. 34.  Zhang, J.; Kobert, K.; Flouri, T.; Stamatakis, A. PEAR: A fast and accurate Illumina Paired‐End reAd mergeR. Bioinformatics
35. 2014, 30, 614–620, doi:10.1093/bioinformatics/btt593.
36. Marcel, M. Cutadapt removes adapter sequences from high‐throughput sequencing reads. EMBnet. J. 2011, 17, 2.
37. Arumugam, M.; Raes, J.; Pelletier, E.; Le Paslier, D.; Yamada, T.; Mende, D.R.; Fernandes, G.R.; Tap, J.; Bruls, T.; Batto, J.M.; et al. Enterotypes of the human gut microbiome. Nature 2011, 473, 174–180, doi:10.1038/nature09944.
38. Derrien, M.; Alvarez, A.‐S.; de Vos, W.M. The Gut Microbiota in the First Decade of Life. Trends Microbiol. 2019, 27, 997–1010, doi:10.1016/j.tim.2019.08.001.
39. Watanabe, S.; Narisawa, Y.; Arase, S.; Okamatsu, H.; Ikenaga, T.; Tajiri, Y.; Kumemura, M. Differences in fecal microflora between patients with atopic dermatitis and healthy control subjects. J. Allergy Clin. Immunol. 2003, 111, 587–591, doi:10.1067/mai.2003.105.
40. Charoenngam, N.; Shirvani, A.; Kalajian, T.A.; Song, A.; Holick, M.F. The Effect of Various Doses of Oral Vitamin D(3) Supplementation on Gut Microbiota in Healthy Adults: A Randomized, Double‐blinded, Dose‐response Study. Anticancer Res. 2020, 40, 551–556, doi:10.21873/anticanres.13984.
41. Tan‐Lim, C.S.C.; Esteban‐Ipac, N.A.R.; Mantaring, J.B.V., 3rd; Chan Shih Yen, E.; Recto, M.S.T.; Sison, O.T.; Alejandria, M.M. Comparative effectiveness of probiotic strains for the treatment of pediatric atopic dermatitis: A systematic review and network meta‐analysis. Pediatr. Allergy Immunol. 2020, doi:10.1111/pai.13305.
42. Reddel, S.; Del Chierico, F.; Quagliariello, A.; Giancristoforo, S.; Vernocchi, P.; Russo, A.; Fiocchi, A.; Rossi, P.; Putignani, L.; El Hachem, M. Gut microbiota profile in children affected by atopic dermatitis and evaluation of intestinal persistence of a probiotic mixture. Sci. Rep. 2019, 9, 4996, doi:10.1038/s41598‐019‐41149‐6.
43. den Besten, G.; van Eunen, K.; Groen, A.K.; Venema, K.; Reijngoud, D.‐J.; Bakker, B.M. The role of short‐chain fatty acids in the interplay between diet, gut microbiota, and host energy metabolism. J. Lipid Res. 2013, 54, 2325–2340, doi:10.1194/jlr.R036012.
44. Rios‐Covian, D.; Cuesta, I.; Alvarez‐Buylla, J.R.; Ruas‐Madiedo, P.; Gueimonde, M.; de Los Reyes‐Gavilán, C.G. Bacteroides fragilis metabolises exopolysaccharides produced by bifidobacteria. BMC Microbiol. 2016, 16, 150, doi:10.1186/s12866‐016‐0773‐ 9.
45. Anand, S.; Kaur, H.; Mande, S.S. Comparative In silico Analysis of Butyrate Production Pathways in Gut Commensals and Pathogens. Front. Microbiol. 2016, 7, 1945, doi:10.3389/fmicb.2016.01945.Ohkawara, S.; Furuya, H.; Nagashima, K.; Asanuma, N.; Hino, T.
46. Oral administration of butyrivibrio fibrisolvens, a butyrate‐ producing bacterium, decreases the formation of aberrant crypt foci in the colon and rectum of mice. J. Nutr. 2005, 135, 2878– 2883, doi:10.1093/jn/135.12.2878.
47. Heinken, A.; Khan, M.T.; Paglia, G.; Rodionov, D.A.; Harmsen, H.J.; Thiele, I. Functional metabolic map of Faecalibacterium prausnitzii, a beneficial human gut microbe. J. Bacteriol. 2014, 196, 3289–3302, doi:10.1128/jb.01780‐14.
48. Huang, X.‐Z.; Li, Z.‐R.; Zhu, L.‐B.; Huang, H.‐Y.; Hou, L.‐L.; Lin, J. Inhibition of p38 Mitogen‐Activated Protein Kinase Attenuates Butyrate‐Induced Intestinal Barrier Impairment in a Caco‐2 Cell Monolayer Model. J. Pediatric Gastroenterol. Nutr. 2014, 59, 264–269, doi:10.1097/mpg.0000000000000369.
49. Hidalgo‐Cantabrana, C.; Delgado, S.; Ruiz, L.; Ruas‐Madiedo, P.; Sánchez, B.; Margolles, A. Bifidobacteria and Their Health‐ Promoting Effects. Microbiol. Spectr. 2017, 5, 1‐19, doi:10.1128/microbiolspec.BAD‐0010‐2016.