Терапевтический потенциал пропионовой кислоты при неврологических болезнях

ПРИМЕНЕНИЕ ПРОПИОНОВОЙ КИСЛОТЫ ПРИ НЕЙРОДЕГЕНЕРАТИВНЫХ ЗАБОЛЕВАНИЯХ

ТЕРАПЕВТИЧЕСКИЙ ПОТЕНЦИАЛ ПРОПИОНОВОЙ КИСЛОТЫ ПРИ РАССЕЯННОМ СКЛЕРОЗЕ И БОЛЕЗНИ ПАРКИНСОНА

Общеизвестно, что короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs), которые образуются в кишечники путем бактериальной ферментации углеводов, играют огромную роль в здоровье человека. Наиболее известными из SCFAs являются пропионовая, масляная и уксусная кислоты (и их производные – пропионат, бутират и ацетат, соответственно). Снижение продукции какой-либо из SCFAs может иметь пагубные последствия для здоровья человека, и известно, что при ряде патологий уровень различных SCFAs может снижаться. В данном разделе мы рассмотрим влияние одной из таких SCFAs, пропионовой кислоты, в рамках ее влияния на протекание нейродегенеративных заболеваний, таких как рассеянный склероз (кратко, в 1-й части раздела) и болезнь Паркинсона (во 2-й части раздела).

Чем здесь так примечательна пропионовая кислота? Ну во-первых, помимо основных известных функций (участие в глюконеогенезе, а также в регуляции метаболических процессов и липидного обмена в печени), пропионовая кислота ингибирует развитие патогенов в кишечнике, устраняя дисбиотические изменения в микробиоте, что как известно  благотворно влияет на все органы и системы человеческого организма.

Во-вторых, что особо значимо для нейродегенеративных состояний, пропионовая кислота обнаруживается в периферической крови и, как предполагается, оказывает непосредственное влияние на гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) [см.: Simon McArthur et al. Microbiome-host systems interactions: Protective effects of propionate upon the blood–brain barrier. Microbiome 2018, 6, 55. doi:10.1186/s40168-018-0439-y].

Стоит отметить, что пропионовую кислоту продуцируют не многие кишечные бактерии, и в случае необходимости поднятия (регуляции) ее уровеня (в т.ч. в периферической крови), полагаться лучше не на пребиотики, а на известные пробиотические продуценты этой кислоты – молочные пропионовокислые бактерии, либо на ферментированные ими молочные продукты. Пропионовокислые бактерии, выбранные на основании их незначительной приверженности автолизу, а также их устойчивости к воздействию желчных солей, способны оказывать значительное стимулирующее и усиливающее воздействие на синтез пропионовой кислоты и/или пропионатов на уровне ободочной кишки путем бактериальной анаэробной ферментации при условии регулярного перорального введения в организм достаточного количества микрофлоры указанных бактерий.

Примечание: по имеющимся данным, около 90% количества пропионовой кислоты метаболизируется печенью, а остальная часть транспортируется в периферическую кровь, где еe количество у человека достигает ≈6 мкмоль/л, что значительно превышает таковое у бутирата, но ниже, чем у ацетата. 

Пропионовая кислота формирует течение рассеянного склероза по иммуномодулирующему механизму

Рассеянный склероз (РС или англ. MS) - это нейродегенеративное заболевание головного и спинного мозга с развитием аутоиммунного воспаления нервной ткани, которое проявляется множеством неспецифических симптомов. При РС повреждаются нервы головного и спинного мозга, что приводит к проблемам с движением мышц, равновесием и зрением. Заболевание часто ведет к инвалидизации больного и значительному снижению качества жизни.

Ключевые слова: аутоиммунное заболевание, рассеянный склероз, пропионовая кислота, иммуномодуляция, регуляторные Т-клетки, микробиом, нейрорегенерация

Основные моменты

• Пропионовая кислота (PA) снижается у больных рассеянным склерозом (MS), особенно в ранние сроки после манифестации заболевания
• Снижение пропионовой кислоты связано с изменением состава микробиома кишечника
• Через 14 дней приема пропионовой кислоты был восстановлен дисбаланс клеток Treg / TH17
• Продольное добавление пропионовой кислоты может иметь благоприятные клинические последствия

Краткие сведения

Короткоцепочечные жирные кислоты перерабатываются из неусвояемых пищевых волокон бактериями кишечника и обладают иммуномодулирующими свойствами. Здесь мы исследуем пропионовую кислоту (PA) при рассеянном склерозе (MS), аутоиммунном и нейродегенеративном заболевании. Сыворотка и фекалии субъектов с MS показали значительно сниженное количество PA по сравнению с контрольной группой, особенно после первого рецидива. В исследовании, подтверждающем концепцию, мы добавили PA пациентам с MS и в качестве дополнения к иммунотерапии MS. После 2 недель приема PA мы наблюдали значительное и устойчивое увеличение функционально компетентных регуляторных T (Treg) клеток, тогда как Th1 и Th17 клетки значительно уменьшились. Апостериорный анализ выявил снижение годовой частоты рецидивов, стабилизацию инвалидности и снижение атрофии головного мозга после 3 лет приема PA. Функциональный микробиомный анализ выявил повышенную экспрессию генов, индуцирующих Treg-клетки, в кишечнике после приема PA. Кроме того, PA нормализует митохондриальную функцию и морфологию клеток Treg при MS.

ВЫВОД:

Наши результаты показывают, что пропионовая кислота может служить мощной иммуномодулирующей добавкой к препаратам от рассеянного склероза.

---

Пропионовая кислота и фасудил как средство против токсичности ротенона в модели болезни Паркинсона in vitro

---

Аннотация: Болезнь Паркинсона (БП) - это многофакторное нейродегенеративное заболевание. В последние годы несколько исследований показали, что желудочно-кишечная система и кишечный микробиом влияют на функцию центральной нервной системы. Патологические механизмы, запускаемые таким образом, изменяют функцию нейронов при нейродегенеративных заболеваниях, включая дофаминергические нейроны при болезни Паркинсона. В этом исследовании мы использовали модельную систему БП для культивируемых первичных мезенцефальных клеток и использовали пестицид ротенон для моделирования повреждения дофаминергических клеток. Мы исследовали нейропротекторное действие ингибитора ро-киназы (Rho-ассоциированной протеинкиназы (ROCK)) Фасудила и короткоцепочечной жирной кислоты (SCFAs) - пропионовой кислоты на первичные нейроны при морфологическом анализе клеток, выживаемости клеток, экспрессии генов и белков. Применение фасудила приводило к значительному увеличению нейритного отростка и увеличению выживаемости дофаминергических клеток. Применение пропионовой кислоты в первую очередь способствовало выживанию дофаминергических клеток против токсичности ротенона и увеличению роста нейритов в умеренной степени. Интересно, что Фасудил усиливал экспрессию генов синаптофизина, тогда как уровни экспрессии генов тирозин-гидроксилазы (TH) были существенно повышены пропионовой кислотой. Что касается экспрессии белка, то обработка пропионовой кислотой повышала уровень STAT3, но не приводила к повышенному фосфорилированию, свидетельствующему об активации пути. Наши результаты показывают, что как Фасудил, так и лечение пропионовой кислотой показывают благоприятный потенциал в пораженных ротеноном первичных мезенцефальных клетках (прим. ред - Мезенцефальные клетки - это клетки среднего мозга).

Ключевые слова: нейродегенерация, болезнь Паркинсона, ро-киназа, ротенон, пропионовая кислота

1. Введение

Болезнь Паркинсона (БП) является вторым наиболее распространенным нейродегенеративным заболеванием [1]. Клинические симптомы, такие как тремор покоя, брадикинезия, ригидность и постуральная нестабильность (нарушением способности удерживать равновесие – ред.), в значительной степени обусловлены потерей дофаминергических нейронов в черной субстанции. Другим отличительным признаком является наличие телец Леви и нейритов Леви, которые в основном состоят из неправильно сложенного альфа-синуклеина (aSyn) (нейриты Леви - белковые образования, аналогичные тельцам Леви, но расположенные не в телах нейронов, а в дендритах и аксонах – ред.). Интересно отметить, что немоторные симптомы, такие как гипосмия или депрессия, часто проявляются еще до появления двигательных симптомов [2,3]. Желудочно-кишечные дисфункции, такие как запор, являются другими распространенными проявлениями [4]. Хотя этиология БП еще не до конца понятна, предполагается, что как генетические, так и экологические факторы способствуют патогенезу [5].

С момента публикации гипотезы Браака о распространении aSyn из кишечника в мозг [6], ось кишка-мозг стала важным центром исследований БП. Изменения кишечника и его микробиома стали уникальными факторами патогенеза БП. Клинические исследования показывают изменение в микробиоме в образцах фекалий пациентов с БП по сравнению со здоровыми контролями [7]. В частности, роль короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs), таких как уксусная кислота, пропионовая кислота и масляная кислота в качестве метаболитов кишечных бактерий, была недавно изучена на БП человека и на различных животных моделях с разнородными описательными результатами [8–11]. SCFAs продуцируются анаэробными бактериями, такими как Propionibacterium, Fusobacterium, путем ферментации пищевых углеводов, таких как пищевые волокна [12,13]. Природная пропионовая кислота используется в качестве пищевого консерванта из-за ее фунгицидного и бактерицидного потенциала [14]. Помимо прямых эффектов в кишечнике, SCFAs обнаруживаются в периферической крови и, как предполагается, оказывают непосредственное влияние на гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) [15]. Однако прямое воздействие SCFAs на культивируемые мезенцефальные нейроны в условиях стресса и тем самым активируемые механизмы изучено не в полной мере.

Для моделирования дегенерации дофаминергических нейронов в экспериментах in vitro доступны различные парадигмы на основе токсинов. Часто используемым токсином является 1-метил-4-фенилпиридиний (MPP⁺), который избирательно поглощается дофаминергическими клетками, где он концентрируется в митохондриях и приводит к ингибированию цепи переноса электрона [16]. MPP⁺ является токсичным метаболитом соединения 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридина (MPTP), который впервые был описан как вызывающий паркинсонизм в 1983 году Langston et al. [17]. Помимо MPP⁺, пестицид ротенон оказывает токсическое действие путем ингибирования комплекса I и тем самым вызывает окислительный стресс дофаминергических клеток [18]. В отличие от MPP⁺, было показано, что ротенон способствует агрегации aSyn [19] и является известным фактором экологического риска для БП [20,21].

В наших экспериментах мы культивировали первичные мезэнцефальные нейроны эмбрионов крыс в стрессовых условиях с помощью ротенона для изучения механизмов поражения дофаминергических нейронов. Чтобы оценить новые терапевтические стратегии in vitro, мы воспользовались моделью токсичности ротенона и применили две разные стратегии. Пропионовая кислота использовалась в качестве потенциального регенеративного лечения, так как SCFAs уже обсуждались в связи с их влиянием на иммунные реакции в кишечнике [9] и было продемонстрировано, что они оказывают прямое влияние на нейроны после преодоления гематоэнцефалического барьера [22]. В частности, пропионовая кислота в основном метаболизируется в печени, но около 10% попадает в кровоток и может обнаруживаться в периферической крови [12]). Из-за ее способности преодолевать гематоэнцефалический барьер [23], мы исследовали прямое влияние пропионовой кислоты на нейрональные клетки центральной нервной системы. В качестве второго лечения мы использовали 5-(1,4-Диазепан-1-сульфонил) изохинолин (Фасудил), фармакологический ингибитор Rho-ассоциированной протеинкиназы (ROCK), являющейся эффектором белка RhoA из семейства GTPases, который регулирует организацию актинового цитоскелета. Было показано, что ингибирование ROCK опосредует разрастание нейритов, регенерацию аксонов, рост нейрональных клеток и нейропротекцию вследствие снижения индукции апоптоза [24]. Известно, что он способен защищать и облегчать регенерацию первичных дофаминергических нейронов после лечения токсином MPP⁺ [25]. Чтобы оценить возможные эффекты, стимулирующие рост нейритов, с помощью пропионовых кислот, Фасудила и их комбинации, мы применили эти вещества к модели токсичности ротенона in vitro. Таким образом, мы стремились проанализировать их потенциал для стимулирования роста нейритов и задействованных путей, чтобы подготовить будущие терапевтические исследования для модификации заболевания при БП.

2. Результаты

2.1. Лечение ротеноном уменьшало рост нейритов и количество дофаминергических клеток

Чтобы определить экспериментальную парадигму токсичности ротенона, мы вызвали окислительный клеточный стресс путем применения различных концентраций ротенона на первичных мезенцефальных нейронах. Клеточные культуры обрабатывали ротеноном, разведенным в диметилсульфоксиде (DMSO) и фосфатном буферном физиологическом растворе (PBS) до конечной концентрации 10 нМ, 20 нМ, 40 нМ и 100 нМ. DMSO в PBS добавляли в контрольную группу, но не превышали 0,01% DMSO, чтобы избежать токсического воздействия на нейроны. Чтобы гарантировать, что нейроны не будут снижать свой регенеративный потенциал из-за чрезмерного повреждения, мы титровали уменьшение длины нейритов максимум до 40%.

Общая длина нейрона была уменьшена ротеноном в зависимости от дозы. В то время как 10 нМ ротенон не оказывал значительного влияния на нейритную сеть по сравнению с контрольной группой (73 ± 24%), 20 нМ ротенон приводил к относительному уменьшению длины нейритов до 68 ± 22%. Лечение с использованием 40 нМ ротенона значительно уменьшило длину нейритов до 57 ± 16% в нейритной сети, а лечение с использованием 100 нМ ротенона вызвало очень значительное уменьшение длины нейронов до 34 ± 17% по сравнению с контролем (рис. 1 a, b ). Помимо влияния различных концентраций ротенона на нейриты, мы также проанализировали влияние на количество тирозин-гидроксилаза (TH)-положительных дофаминергических клеток, связанных с количеством меченных 4,6-диамидино-2 фенилиндолом (DAPI) ядер клеток. Концентрация 100 нМ ротенона приводила к значительному снижению до 31 ± 6% от контроля (р = 0,058). Влияние других концентраций не было значительным (рис. 1 a, c). Ни одна из концентраций ротенона не оказала значительного влияния на клетки, отличные от TH (рис. 1d).

Для дальнейших экспериментов мы решили использовать 20 нМ  ротенон в качестве лечения поражения, которое вызывало значительное повреждение с 32% - ным уменьшением нейритной сети.

Рисунок 1. Дозозависимый эффект различных концентраций ротенона (10 нМ, 20 нМ, 40 нМ и 100 нМ) на первичные мезэнцефальные нейроны: (a) Репрезентативные микрофотографии дофаминергических нейронов среднего мозга через 48 ч после обработки ротеноном, меченным против тирозин гидроксилазы (TH) (зеленый). Ядра клеток окрашивали DAPI (синий); Шкала бар = 50 мкм. (b) Эффект повреждения ротеноном в нейритной сети: средняя длина нейрита на клетку была измерена в шести полях зрения и нормализована для контроля (ctrl). (c) Процент TH-положительных клеток в культурах, обработанных ротеноном, нормализованных для контроля. (d) Количество не-TH-клеток в культурах, обработанных различными концентрациями ротенона, нормализованными для контроля. Столбцы представляют среднее значение ± стандартное отклонение. ns: не имеет значения. * р <0,05, ** р <0,01. R10 = 10 нМ, R20 = 20 нМ, R40 = 40 нМ и R100 = 100 нМ ротенона соответственно.

2.2. Фасудил и пропионовая кислота благотворно влияют на дофаминергические нейроны, обработанные ротеноном

Затем в шести независимых экспериментах мы исследовали влияние ROCK-ингибитора Фасудила и пропионовой кислоты на первичные дофаминергические нейроны среднего мозга. Клетки обрабатывали 20 нМ Фасудилом, 300 мкМ пропионовой кислоты или комбинацией того и другого на 1-й и 3-й дни. Ротенон добавляли в культуру в концентрации 20 нМ на третьи сутки в течение 48 ч. Рост нейритов измеряли для всех условий, связанных с количеством клеток в поле зрения и нормализованных к контрольной группе, получавшей PBS/ DMSO. Кроме того, мы определили количество TH⁺ клеток, нормализованных к контрольной группе. Чтобы изучить влияние на не-ТH клетки, мы подсчитали DAPI-ядра и вычитали количество ТH⁺ клеток для всех условий и нормализовали их к контролю.

Обработка ротеноном 20 нМ привела к уменьшению общей длины нейритов на 37 ± 12% по сравнению с контрольной группой, которая была установлена на 100%. Ингибирование ROCK было в состоянии эффективно предотвратить этот повреждающий эффект, поскольку Фасудил увеличил общую длину нейритов при лечении ротеноном. В дополнение к этому стимулирующему росту эффекту, Фасудил также значительно увеличил процент TH⁺ клеток (163 ± 50%) по сравнению с контрольной группой, получавшей ротенон (66 ± 34%). Эти результаты свидетельствуют о стимулирующем рост нейритов эффекте ингибирования ROCK на обработанный ротеноном дофаминергический нейрон in vitro (Рис. 2).

Помимо ингибирования рок с помощью Фасудила, мы дополнительно исследовали влияние пропионовой кислоты на дофаминергические нейроны, обработанные ротеноном. Нейриты в культурах, обработанных пропионовой кислотой 300 мкМ, достигли 112 ± 41% прироста по сравнению с контрольной группой. По сравнению с контрольной группой ротенона рост нейритов был увеличен, но не достиг значимости (р-значение 0,105). Однако процент выживших TH⁺ клеток, нормализованных к контролю, был значительно выше в культуре, обработанной пропионовой кислотой (142 ± 36%), чем в контрольной группе, обработанной ротеноном (66 ± 34%) (Рис.2).

Комбинация Фаcудила и пропионовой кислоты не оказывала дополнительного влияния на рост нейронов или количество TH⁺ клеток. Ни ротенон, ни лечение пропионовой кислотой или Фазудилом не оказывали существенного влияния на количество не-Т-клеток (рис.2 d).

Рисунок 2. Влияние ингибирования Rho-ассоциированной протеинкиназы (ROCK) и короткоцепочечной жирной кислоты (SCFA) на дофаминергические нейроны, обработанные ротеноном, в шести независимых экспериментах. (а) Репрезентативные микрофотографии TH⁺ дофаминергических нейронов (зеленый) и неспецифических ядер клеток (синий) в различных условиях. Культуры обрабатывали 20 нМ ротенона (R20) и 300 мкМ пропионовой кислоты (P300) или 20 мкМ Фасудила (F20) или их комбинацией (P + F); Шкала бар = 50 мкм. (b) Количественная оценка нейритного отростка дофаминергических нейронов. Измеряется в шести рандомизированных полях зрения на состояние, нормализованное к контролю (ctrl). (c) Процент TH⁺ клеток в описанных условиях. (d) Количество не-TH клеток, нормализованных к ctrl. Столбцы представляют среднее значение ± стандартное отклонение. TH = тирозин гидроксилаза. ns = несущественно. * р <0,05, ** р <0,01.

2.3. Относительная экспрессия генов нейрональных и дофаминергических белков при Ротеноновом стрессе

Праймеры для Real-Time Quantitative PCR были выбраны для анализа и характеристики функции первичных нейронов и для оценки влияния фаcудила и пропионовой кислоты на клетки среднего мозга в условиях стресса ротеноном. Метод ∆∆Ct, скорректированный по эффективности, был использован для расчета относительной экспрессии гена, которая была нормализована по гену домашнего хозяйства бета-актину (βAct) и контрольной группе. Обработка 20 нМ ротенона в течение 48 ч влияла на экспрессию различных генов по сравнению с контрольной группой, для которой было установлено значение 1. Ген переносчика дофамина (DAT) был значительно менее выражен в контрольной группе, получавшей ротенон (0,59 ± 0,19). Этот эффект не мог быть предотвращен ингибированием ROCK или обработкой пропионовой кислотой. Обработка ротеноном также привела к значительному снижению экспрессии генов белка 2, ассоциированного с микротрубочками (MAP2) (0,77 ± 0,12). Ни Фасудил, ни пропионовая кислота не повлияли на это изменение. Кроме того, экспрессия гена синаптофизина (SYP) была снижена при обработке 20 нМ ротенона (0,72 ± 0,13). Интересно, что 20 мкМ Фасудила мог противодействовать этому эффекту и значительно увеличивал экспрессию гена до 0,97 ± 0,18. Обработка ротеноном не оказала значительного влияния на экспрессию генов TH, но, по сравнению с контрольной группой, сама пропионовая кислота (2,12 ± 0,78) и в сочетании с Фасудилом (2,37 ± 0,82) увеличивала экспрессию генов при лечении ротеноном. По сравнению с контрольной группой, получавшей ротенон (1,24 ± 0,34), пропионовая кислота и ее комбинация с Фасудилом увеличивали экспрессию гена TH.

Экспрессия гена aSyn лишь незначительно увеличилась при обработке ротеноном (1,34 ± 0,31), но в сочетании с пропионовой кислотой его относительная экспрессия гена была значительно увеличена до 1,53 ± 0,30 по сравнению с контрольной группой. Экспрессия гена при лечении ингибитором ROCK Фасудилом и ротеноном (1,02 ± 0,18) была значительно ниже, чем в группе, получавшей пропионовую кислоту. Кроме того, комбинация пропионовой кислоты и Фазудила при лечении ротеноном (0,96 ± 0,21) имела тенденцию к снижению экспрессии гена aSyn по сравнению с контрольной группой с ротеноном (р = 0,051) (рис. 3).

Рис. 3. Относительная экспрессия генов после обработки пропионовой кислотой (P300) и Фазудилом (F20) при воздействии ротенона (R20) в течение 48 часов в шести независимых экспериментах. (a – f) Количественная оценка экспрессии гена по сравнению с домашним геном β-актина и нормализованным по отношению к контролю (ctrl). Представлены: (а) переносчик допамина (DAT), (b) белок, ассоциированный с микротрубочками MAP2, (c) синаптофизин (SYP), (d) тирозин-гидроксилаза (TH) и (е) альфа-синуклеин (aSyn). Столбцы представляют среднее значение ± стандартное отклонение. нс = несущественно. * р <0,05, ** р <0,01, *** р <0,01.

2.4. Вестерн-блот-анализ нейропротективных и регенеративных белков

Вестерн-блот-анализ проводили на 5-й день in vitro в пяти независимых экспериментах. Таким образом, мы стремились изучить влияние ротенона и лечения ингибитором ROCK Фаcудилом и пропионовой кислотой на уровни белка важных нейропротективных и нейрорегенеративных путей, включая преобразователь сигнала и активатор транскрипции STAT3, Akt и TH. Экспрессия белка STAT3 была повышена при обработке ротенона пропионовой кислотой по сравнению с необработанным контролем. Тем не менее, ни в одной из групп не удалось измерить каких-либо существенных изменений в соотношении pSTAT3 / STAT3 (р = фосфорилированный – ред.). Хотя мы обнаружили незначительные изменения в уровнях экспрессии белка для TH и Akt, они не достигли значительных уровней различия, включая анализ фосфорилированных и нефосфорилированных белков (Рис.4).

Рис. 4. Активация нейропротекторных и нейрорегенеративных сигнальных путей в дофаминергических нейронах среднего мозга, обработанных 20 нМ ротенона (R20) или 300 мкМ пропионовой кислоты (P300) и 20 мкМ Фасудила (F20) или без него. (a) репрезентативные иммуноблоты, демонстрирующие регуляцию Akt, pAkt (p = фосфорилированный – ред.), сигнального преобразователя и активатора транскрипции (STAT3), pSTAT3, тирозин-гидроксилазы (TH) и β-актина (βact). Использовали 10 мкг белка на условие. (b – f) интенсивность полос иммуноблота из пяти независимых экспериментов для (b) Akt, (c) pAkt / Akt, (d) STAT3, (e) pSTAT3 / STAT3 и (f) TH по сравнению с βAct и нормализованным к контролю (Ctrl). Столбцы представляют среднее значение ± стандартное отклонение. ** р <0,01.

3. Обсуждение

В нашем исследовании мы использовали основанную на токсинах модель in vitro для БП и оценили повреждающее действие ротенона на мезенцефальные дофаминергические нейроны. В нашем анализе изучалось влияние ингибирования ROCK и SCFA на рост нейритов и на выживаемость клеток в условиях ротенонового стресса. Кроме того, мы исследовали основные сигнальные пути как на уровне экспрессии генов, так и на уровне экспрессии белков мезенцефальных нейронов.

На первом этапе мы исследовали повреждающее действие различных концентраций ротенона на рост нейритов первичных дофаминергических клеток. Известно, что ротенон вызывает повреждение нейронов и апоптоз посредством ингибирования цепи переноса электронов в митохондриях, что приводит к снижению уровня аденозинтрифосфата (АТФ) и окислительному стрессу через активные формы кислорода (АФК) [18, 26] (рис. 5). Мы обнаружили дозозависимое уменьшение нейритной сети. Конечная концентрация ротенона, равная 20 нМ, была использована для дальнейших экспериментов, поскольку она приводила к снижению нейритной сети умеренной интенсивности примерно на 30% без повреждения дофаминергических клеток до сублетального уровня. Это согласуется с другими исследованиями, в которых ротенон использовался для первичных дофаминергических клеточных культур [27,28].

Для оценки поведения, способствующего росту нейритов, мы применили два различных соединения к парадигме ротенонов in vitro. Лечение ингибитором ROCK Фасудилом может не только спасти поврежденные нейриты, но также вызвать устойчивый нейритный отросток, который превышает среднюю длину нейритов в контрольной культуре. Кроме того, ингибирование ROCK приводило к увеличению выживаемости дофаминергических нейронов. В предыдущих исследованиях можно было показать, что ингибирование ROCK также про-регенеративно в других моделях на основе токсинов, таких как MPTP / MPP⁺, основанных на экспериментах in vitro и in vivo [25, 29]. Мы смогли перенести эти результаты в наши эксперименты на основе ротенона in vitro.

Влияние пропионовой кислоты на мезенцефальные дофаминергические нейроны было вторым фокусом в этом исследовании. Пропионовая кислота была способна индуцировать нейритный отросток при лечении ротеноном. Помимо этого стимулирующего рост нейритов эффекта, пропионовая кислота может значительно увеличить количество TH-позитивных дофаминергических рецепторов при лечении ротеноном (Рис.5). Прямое влияние SCFA на нейроны центральной нервной системы еще недостаточно изучено. Одно исследование показало пролиферативное влияние SCFA на клетки-предшественники человека в экспериментах in vitro [30], но дальнейшая информация о других клеточных системах все еще отсутствует. Аддитивный или даже синергетический эффект пропионовой кислоты и Фасудила не может наблюдаться при разрастании нейритов или сохранении дофаминергических TH⁺ клеток. Было обнаружено, что клеточная нейропротекция с увеличением выживаемости дофаминергических клеток при стрессе ротенона является значимой как для пропионовой кислоты, так и для Фасудила. Однако комбинаторно усиленная клеточная защита не была найдена, возможно, потому, что клеточная защита уже была максимизирована при каждом отдельном лечении.

Анализируя профили экспрессии генов в нашей экспериментальной установке, мы обнаружили, что ротенон оказывает уменьшающее влияние на экспрессию генов DAT, MAP2 и SYP. Другие исследования показали, что экспрессия белка DAT подавлялась в экспериментах in vivo с ротеноном на крысах [31]. Ротенон, по-видимому, влияет на регуляцию генной и белковой экспрессии повторного поглощения дофамина. MAP2 как поздний нейрональный маркер стабилизирует микротрубочки. Было показано, что ротенон оказывает ингибирующее воздействие на сборку микротрубочек в экспериментах in vitro [32]. Кроме того, пониженная регуляция белка приводит к активации апоптотических путей и была показана в исследованиях in vivo эффектов ротенона у крыс [33]. Снижение экспрессии SYP уже было описано в экспериментах in vivo на крысах, получавших ротенон [34]. Хотя Фасудил не оказывал благотворного влияния на экспрессию генов DAT, MAP2 или TH при стрессе ротенона, он значительно уменьшал влияние ротенона на SYP и, следовательно, подразумевал защитное воздействие на синаптическую целостность [35]. Экспрессия генов TH не была снижена ротеноном, но обработка одной пропионовой кислотой и в сочетании с Фасудил имела тенденцию увеличивать транскрипцию TH-РНК. Пропионовая кислота, по-видимому, влияет на синтез нейротрансмиттеров в дофаминергических нейронах посредством регуляции триптофана 5-гидроксилазы 1 и повышения уровня TH [22,36]. Подобно пропионовой кислоте Фасудил не оказывал влияния на относительную экспрессию генов DAT. Интересно, что обработка ротеноном активирует экспрессию генов aSyn. В этом контексте комбинация ротенона и пропионовой кислоты привела к значительному различию по сравнению с контрольной группой. Возможность SCFA индуцировать агрегацию aSyn in vivo [10] и увеличивать экспрессию эндогенного aSyn в нейронах [37] была описана ранее. В этом исследовании пропионовая кислота оказала активирующее влияние на механизмы транскрипции для экспрессии aSyn. Физиологическая функция эндогенного aSyn до конца не изучена, но предполагается, что он регулирует пресинаптические везикулы [38,39] и влияет на динамику везикул в клетках [40,41]. Поэтому влияние пропионовой кислоты на уровни aSyn, агрегацию белков и связанные с этим эффекты на физиологию дофаминергических нейронов должно быть подробно проанализировано в последующих исследованиях. Что касается Фасудила, то эффект ослабления агрегации aSyn уже был описан [42]. Таким образом, наши результаты показывают регулирующий эффект экспрессии гена aSyn после обработки Фасудилом и пропионовой кислотой в условиях стресса ротеноном (Рисунок 5).

Анализ нейропротективных и нейрорегенеративных путей экспрессии белка не привел к существенным модификациям путей, таких как выживание клеток Akt или сигнальный путь STAT3 в этой парадигме. Обнаружена тенденция к увеличению отношения pAkt / Akt при лечении ротеноном и Фасудилом. Что касается лечения ингибитором ROCK, другие публикации описывают увеличение активации Akt посредством фосфорилирования при обработке MPP⁺ [25]. Применение пропионовой кислоты в условиях стресса ротенона приводило к значительному увеличению экспрессии белка STAT3, но не влияло ни на соотношение pSTAT3 / STAT3, ни на соотношение pAkt / Akt. Таким образом, другие, еще не идентифицированные защитные механизмы, по-видимому, активируются пропионовой кислотой, которая, однако, не усиливает защитные эффекты Фасудила.

Особенностью данного исследования является то, что дофаминергические клетки представляют собой лишь небольшую долю клеток в смешанной мезенхимальной культуре - в среднем 2-5%. Тем не менее, клеточный гомеостаз также сильно зависит от наличия недопаминергических клеток. Следовательно, анализ экспрессии генов и белков действительно отражает функцию всех типов клеток в системе культивирования. В последующих исследованиях эти анализы будут представлять интерес для отдельных подтипов клеток после сортировки клеток или даже на уровне одной клетки в разные моменты времени.

Рисунок 5. Ротеноновая токсичность и нейропротекторное действие пропионовой кислоты и Фасудила на дофаминергические нейроны. Ротенон ингибирует дыхательную цепь митохондрий, что приводит к снижению уровня аденозинтрифосфата (АТФ), окислительному стрессу через активные формы кислорода (АФК) и, в конечном итоге, к повреждению нейритов и апоптозу. Уровни экспрессии генов дофаминового переносчика (DAT), белка, ассоциированного с микротрубочками 2 (MAP2), и синаптофизина (SYP) были снижены при лечении ротеноном. Пропионовая кислота увеличивала экспрессию генов тирозин-гидроксилазы (TH) и альфа-синуклеина (aSyn), тогда как обработка ингибитором Rho-киназы (ROCK) Фасудилом приводила к увеличению экспрессии гена SYP. Обе процедуры оказали положительное влияние на разрастание нейритов и выживаемость клеток при токсичности ротенона.

Терапевтический потенциал SCFAs при неврологических заболеваниях является предметом интереса во многих исследованиях. Благодаря своему ингибирующему действию на гистондеацетилазу (HDAC), которая приводит к ингибированию транскрипции генов, SCFA демонстрирует благоприятные эффекты при нейродегенеративных заболеваниях, таких как болезнь Альцгеймера [43,44]. Кроме того, SCFAs уже используются при других неврологических заболеваниях, например, вальпроевая кислота используется в качестве противоэпилептического препарата с 1967 года [45]. Помимо стимулирующего действия на нейронные клетки-предшественники [30], прямое воздействие SCFA на нейроны изучено слабо, но наблюдается влияние синтеза нейромедиаторов и уровней нейротрофических факторов [22]. Кроме того, постинсультное восстановление на мышиной модели было улучшено лечением SCFA за счет увеличения плотности позвоночника и синапсов и улучшения связи, а также иммунологических механизмов, таких как активация микроглии [46]. Исследования, касающиеся полезного действия пропионовой кислоты, в частности, были сосредоточены главным образом на ее противовоспалительных свойствах. В недавнем исследовании применения на людях с рассеянным склерозом пропионовая кислота значительно увеличивала регуляторные Т-клетки (Treg) и уменьшала провоспалительные клетки Th1 и Th17 в сыворотке и кале, что было связано с более благоприятным течением заболевания [47].

В исследованиях БП роль иммунной системы появилась только в последние годы. Несколько доклинических и клинических исследований подчеркивают влияние иммунологических нарушений, таких как активация воспалительных клеток, на БП [48]. Например, увеличение провоспалительных клеток Th17 можно наблюдать на моделях мышей с БП, а также в крови человека и головном мозге пациентов с БП [49, 50]. SCFA, как было показано, влияет на воспалительные клетки, такие как микроглия или лейкоциты, и влияет на выработку про- и противовоспалительных цитокинов, таких как интерлейкин 10 (IL-10) или фактор некроза опухоли альфа (TNFα) [47,51]. Следовательно, иммунная система пациентов с БП является важной мишенью для дальнейших терапевтических исследований [48]. В недавнем анализе концентрации пропионовой кислоты в плазме у пациентов с БП низкие уровни пропионовой кислоты коррелировали с ухудшением двигательной функции, что измерялось с помощью единой оценки по болезни Паркинсона, часть III (UPDRS-III) [52]. Помимо исследований, описывающих защитное и противовоспалительное действие, другие данные также демонстрируют отрицательные эффекты SCFA. В моделях БП in vivo наблюдалось увеличение активации микроглии после усиления aSyn-опосредованной патологии со стороны SCFA [10]. Было показано, что пропионовая кислота индуцирует глиоз и нейроинфламмацию, а также вызывает изменения в поведении, такие как гиперактивность и нарушения социального поведения в моделях расстройств аутистического спектра (ASD) [53-55]. Таким образом, полезные и вредные эффекты SCFAs, включая пропионовую кислоту, при заболеваниях ЦНС зависят от специфического контекста заболевания и должны быть изучены более подробно, особенно при нейродегенеративных заболеваниях.

Таким образом, наши данные по ингибированию ROCK и лечению пропионовой кислотой в парадигме ротенона in vitro подчеркивают их благоприятный потенциал для дофаминергических нейронов. Чтобы точно определить, в какой степени эффекты обоих методов лечения могут быть нейропротекторными или иметь нейрорегенеративный потенциал, необходимо провести дополнительные анализы. Полученные нами данные подчеркивают необходимость дальнейших исследований, посвященных непосредственному влиянию энтеральных метаболитов на нейрональные клетки центральной нервной системы. Для того чтобы выяснить, можно ли перенести нейропротекторный потенциал Фасудила и пропионовой кислоты и их комбинации в эксперименты in vivo, необходимо провести анализы на животных моделях для последующего изучения. Кроме того, недавно продемонстрированная важная роль пропионовой кислоты в нейровоспалительных заболеваниях, таких как рассеянный склероз, требует более глубокого анализа влияния на воспалительные механизмы при нейродегенеративных состояниях [47].

п. 4 «Материалы и методы» можно посмотреть самостоятельно в источнике

К разделу: ОСЬ "КИШЕЧНИК-МОЗГ"

См. также: Кишечный микробиом - ключевая цель для изучения болезни Альцгеймера

Литература

1. Erkkinen, M.G.; Kim, M.-O.; Geschwind, M.D. Clinical Neurology and Epidemiology of the Major Neurodegenerative Diseases. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2017, 10, a033118, doi:10.1101/cshperspect.a033118.
2. Klingelhoefer, L.; Reichmann, H. Pathogenesis of Parkinson disease—the gut–brain axis and environmental factors. Nat. Rev. Neurol. 2015, 11, 625–636, doi:10.1038/nrneurol.2015.197.
3. Poewe, W. Non-motor symptoms in Parkinson’s disease. Eur. J. Neurol. 2008, 15, 14–20, doi:10.1111/j.1468-1331.2008.02056.x.
4. Adler, C.H.; Beach, T.G. Neuropathological basis of nonmotor manifestations of Parkinson’s disease. Mov. Disord. 2016, 31, 1114–1119, doi:10.1002/mds.26605.
5. Kalia, L.V.; E.; Lang, A. Parkinson’s disease. Lancet 2015, 386, 896–912, doi:10.1016/s0140 6736(14)61393-3.
6. Braak, H.; Del Tredici, K.; Rüb, U.; De Vos, R.A.; Steur, E.N.J.; Braak, E. Staging of brain pathology related sporadic Parkinson’s disease. Neurobiol. Aging 2003, 24, 197–211, doi:10.1016/s0197 4580(02)00065-9.
7. Scheperjans, F.; Aho, V.T.E.; Pereira, P.; Koskinen, K.; Paulin, L.; Pekkonen, E.; Haapaniemi, E.; Kaakkola, S.; Eerola-Rautio, J.; Pohja, M.; et al. Gut microbiota are related to Parkinson’s disease and clinical phenotype. Mov. Disord. 2014, 30, 350–358, doi:10.1002/mds.26069.
8. Hawkes, C.; Del Tredici, K.; Braak, H. Parkinson’s disease: A dual-hit hypothesis. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2007, 33, 599–614, doi:10.1111/j.1365-2990.2007.00874.x.
9. Mulak, A. A controversy on the role of short-chain fatty acids in the pathogenesis of Parkinson’s disease. Mov. Disord. 2018, 33, 398–401, doi:10.1002/mds.27304.
10. Sampson, T.R.; Debelius, J.W.; Thron, T.; Janssen, S.; Shastri, G.G.; Ilhan, Z.E.; Challis, C.; Schretter, C.E.; Rocha, S.; Gradinaru, V.; et al. Gut Microbiota Regulate Motor Deficits and Neuroinflammation in a Model of Parkinson’s Disease. Cell 2016, 167, 1469–1480.e12, doi:10.1016/j.cell.2016.11.018.
11. Unger, M.M.; Spiegel, J.; Dillmann, K.-U.; Grundmann, D.; Philippeit, H.; Bürmann, J.; Fassbender, K.; Schwiertz, A.; Schäfer, K.-H. Short chain fatty acids and gut microbiota differ  between patients with Parkinson’s disease and age-matched controls. Park. Relat. Disord. 2016, 32, 66–72, doi:10.1016/j.parkreldis.2016.08.019.
12. Wong, J.M.W.; De Souza, R.J.; Kendall, C.W.C.; Emam, A.; A.; Jenkins, D.J. Colonic Health: Fermentation and Short Chain Fatty Acids. J. Clin. Gastroenterol. 2006, 40, 235–243, doi:10.1097/00004836-200603000-00015.
13. Ghaisas, S.; Maher, J.; Kanthasamy, A.G. Gut microbiome in health and disease: Linking the microbiome-gut-brain axis and environmental factors in the pathogenesis of systemic and neurodegenerative diseases. Pharmacol. Ther. 2015, 158, 52–62, doi:10.1016/j.pharmthera.2015.11.012.
14. Daihan, S.A.-; Bhat, R.S. Impact of Propionic Acid on Liver Damage in Rats. Int. J. Mol. Cell. Med. 2015, 4, 188–195.
15. Hoyles, L.; Snelling, T.; Umlai, U.-K.; Nicholson, J.K.; Carding, S.R.; Glen, R.C.; McArthur, S. Microbiome-host systems interactions: Protective effects of propionate upon the blood–brain barrier. Microbiome 2018, 6, 55. doi:10.1186/s40168-018-0439-y.
16. Langston, J.W. The MPTP Story. J. Park. Dis. 2017, 7, S11–S19, doi:10.3233/jpd-179006.
17. Langston, J.; Ballard, P.; Tetrud, J.; Irwin, I. Chronic Parkinsonism in humans due to a product of meperidine-analog synthesis. Sci. 1983, 219, 979–980, doi:10.1126/science.6823561.
18. Sherer, T.B.; Betarbet, R.; Testa, C.M.; Seo, B.B.; Richardson, J.; Kim, J.H.; Miller, G.;  Yagi, T.; Matsuno-Yagi, A.; Greenamyre, J.T. Mechanism of Toxicity in Rotenone Models of Parkinson’s Disease. J. Neurosci. 2003, 23, 10756–10764, doi:10.1523/JNEUROSCI.23-34-10756.2003.
19. Yuan, Y.-H.; Yan, W.-F.; Sun, J.; Huang, J.-Y.; Mu, Z.; Chen, N.-H. The molecular  mechanism of rotenone-induced α-synuclein aggregation: Emphasizing the role of the calcium/GSK3β pathway. Toxicol. Lett. 2015, 233, 163–171, doi:10.1016/j.toxlet.2014.11.029.
20. Ascherio, A.; Chen, H.; Weisskopf, M.G.; O’Reilly, E.; McCullough, M.L.; Calle, E.E.; A.; Schwarzschild, M.; Thun, M.J. Pesticide exposure and risk for Parkinson’s disease. Ann. Neurol. 2006, 60, 197–203. doi:10.1002/ana.20904.
21. Jackson, A.; Forsyth, C.B.; Shaikh, M.; Voigt, R.M.; Engen, P.A.; Ramirez, V.; Keshavarzian, A. Diet in Parkinson’s Disease: Critical Role for the Microbiome. Front. Neurol. 2019, 10, 1245. doi:10.3389/fneur.2019.01245.
22. Silva, Y.P.; Bernardi, A.; Frozza, R.L. The Role of Short-Chain Fatty Acids From Gut Microbiota in Gut-Brain Communication. Front. Endocrinol. 2020, 11, 25. doi:10.3389/fendo.2020.00025.
23. Bonnet, U. Intracellular pH modulates spontaneous and epileptiform bioelectric activity of hippocampal CA3-neurones. Eur. Neuropsychopharmacol. 2000, 10, 97–103. doi:10.1016/s0924-977x(99)00063-2.
24. Koch, J.C.; Tatenhorst, L.; Roser, A.-E.; Saal, K.-A.; Tönges, L.; Lingor, P. ROCK inhibition in models of neurodegeneration and its potential for clinical translation. Pharmacol. Ther. 2018, 189, 1–21, doi:10.1016/j.pharmthera.2018.03.008.
25. Tönges, L.; Frank, T.; Tatenhorst, L.; Saal, K.A.; Koch, J.C.; Szegő, Éva, M.; Bähr, M.; Weishaupt, J.H.; Lingor, P. Inhibition of rho kinase enhances survival of dopaminergic neurons and attenuates axonal loss in a mouse model of Parkinson’s disease. Brain 2012, 135, 3355–3370, doi:10.1093/brain/aws254.
26. Li, N.; Ragheb, K.; Lawler, G.; Sturgis, J.; Rajwa, B.; Melendez, J.A.; Robinson, P.J. Mitochondrial Complex I Inhibitor Rotenone Induces Apoptosis through Enhancing Mitochondrial Reactive Oxygen Species Production. J. Boil. Chem. 2002, 278, 8516–8525, doi:10.1074/jbc.m210432200.
27. Mouhape, C.; Costa, G.; Ferreira, M.; Abin-Carriquiry, J.A.; Dajas, F.; Prunell, G. Nicotine Induced Neuroprotection in Rotenone In Vivo and In Vitro Models of Parkinson’s Disease: Evidences for the Involvement of the Labile Iron Pool Level as the Underlying Mechanism. Neurotox. Res. 2018, 35, 71–82, doi:10.1007/s12640-018-9931-1.
28. Radad, K.; Moldzio, R.; Rausch, W.-D. Rapamycin protects dopaminergic neurons against rotenone-induced cell death in primary mesencephalic cell culture. Folia Neuropathol. 2015, 3, 250–261, doi:10.5114/fn.2015.54426.
29. Zhao, Y.-F.; Zhang, Q.; Xi, J.-Y.; Li, Y.-H.; Ma, C.-G.; Xiao, B.-G. Multitarget intervention of Fasudil in the neuroprotection of dopaminergic neurons in MPTP-mouse model of Parkinson’s disease. J. Neurol. Sci. 2015, 353, 28–37, doi:10.1016/j.jns.2015.03.022.
30. Yang, L.L.; Millischer, V.; Rodin, S.; Macfabe, D.F.; Villaescusa, J.C.; Lavebratt, C. Enteric short-chain fatty acids promote proliferation of human neural progenitor cells. J. Neurochem. 2019, e14928, doi:10.1111/jnc.14928.
31. Lin, C.-H.; Huang, J.-Y.; Ching, C.-H.; Chuang, J.-I. Melatonin reduces the neuronal loss, downregulation of dopamine transporter, and upregulation of D2 receptor in rotenone-induced parkinsonian rats. J. Pineal Res. 2008, 44, 205–213, doi:10.1111/j.1600-079x.2007.00510.x.
32. Srivastava, P.; Panda, D. Rotenone inhibits mammalian cell proliferation by inhibiting microtubule assembly through tubulin binding. FEBS J. 2007, 274, 4788–4801, doi:10.1111/j.1742-4658.2007.06004.x.
33. Yuan, J.; Ren, J.; Wang, Y.; He, X.; Zhao, Y. Acteoside Binds to Caspase-3 and Exerts Neuroprotection in the Rotenone Rat Model of Parkinson’s Disease. PLoS ONE 2016, 11, e0162696, doi:10.1371/journal.pone.0162696.
34. Serrano-García, N.; Fernández-Valverde, F.; Luis-Garcia, E.R.; Granados-Rojas, L.; Juárez Zepeda, T.E.; Orozco-Suarez, S.; Trujillo, J.; Orozco-Ibarra, M.; Jiménez-Anguiano, A. Docosahexaenoic acid protection in a rotenone induced Parkinson’s model: Prevention of tubulin and synaptophysin loss, but no association with mitochondrial function. Neurochem. Int. 2018, 121, 26–37, doi:10.1016/j.neuint.2018.10.015.
35. Chen, C.; Yu, J.-Z.; Zhang, Q.; Zhao, Y.-F.; Liu, C.-Y.; Li, Y.-H.; Yang, W.-F.; Ma, C.-G.; Xiao, B.-G. Role of Rho Kinase and Fasudil on Synaptic Plasticity in Multiple Sclerosis. NeuroMolecular Med. 2015, 17, 454–465, doi:10.1007/s12017-015-8374-6.
36. Nankova, B.; Agarwal, R.; Macfabe, D.F.; La Gamma, E.F. Enteric Bacterial Metabolites Propionic and Butyric Acid Modulate Gene Expression, Including CREB-Dependent Catecholaminergic Neurotransmission, in PC12 Cells - Possible Relevance to Autism Spectrum Disorders. PLoS ONE 2014, 9, e103740, doi:10.1371/journal.pone.0103740.
37. Leng, Y.; Chuang, D.-M. Endogenous α-Synuclein Is Induced by Valproic Acid through Histone Deacetylase Inhibition and Participates in Neuroprotection against Glutamate-Induced Excitotoxicity. J. Neurosci. 2006, 26, 7502–7512, doi:10.1523/JNEUROSCI.0096-06.2006.
38. Murphy, D.D.; Rueter, S.M.; Trojanowski, J.Q.; Lee, V.M.-Y. Synucleins Are Developmentally Expressed, and α-Synuclein Regulates the Size of the Presynaptic Vesicular Pool in Primary Hippocampal Neurons. J. Neurosci. 2000, 20, 3214–3220, doi:10.1523/JNEUROSCI.20-09-03214.2000.
39. Cabin, D.E.; Shimazu, K.; Murphy, D.; Cole, N.B.; Gottschalk, W.; McIlwain, K.L.; Orrison, B.; Chen, A.; Ellis, C.E.; Paylor, R.; et al. Synaptic Vesicle Depletion Correlates with Attenuated Synaptic Responses to Prolonged Repetitive Stimulation in Mice Lacking α-Synuclein. J. Neurosci. 2002, 22, 8797–8807, doi:10.1523/JNEUROSCI.22-20-08797.2002.
40. Burré, J. The Synaptic Function of α-Synuclein. J. Park. Dis. 2015, 5, 699–713, doi:10.3233/jpd-150642.
41. Scott, D.; Roy, S. α-Synuclein inhibits intersynaptic vesicle mobility and maintains recycling-pool homeostasis. J. Neurosci. 2012, 32, 10129–10135, doi:10.1523/JNEUROSCI.0535-12.2012.
42. Tatenhorst, L.; Eckermann, K.; Dambeck, V.; Fonseca-Ornelas, L.; Walle, H.; Da Fonseca, T.L.; Koch, J.C.; Becker, S.; Tönges, L.; Bähr, M.; et al. Fasudil attenuates aggregation of α-synuclein in models of Parkinson’s disease. Acta Neuropathol. Commun. 2016, 4, 39, doi:10.1186/s40478-016-0310-y.
43. Lei, E.; Vacy, K.; Boon, W.C. Fatty acids and their therapeutic potential in neurological disorders. Neurochem. Int. 2016, 95, 75–84, doi:10.1016/j.neuint.2016.02.014.
44. Hahnen, E.; Hauke, J.; Tränkle, C.; Eyüpoglu, I.; Wirth, B.; Blumcke, I. Histone deacetylase inhibitors: Possible implications for neurodegenerative disorders. Expert Opin. Investig. Drugs 2008, 17, 169–184, doi:10.1517/13543784.17.2.169.
45. Perucca, E. Pharmacological and Therapeutic Properties of Valproate. CNS Drugs 2002, 16, 695–714, doi:10.2165/00023210-200216100-00004.
46. Sadler, R.; Cramer, J.V.; Heindl, S.; Kostidis, S.; Betz, D.; Zuurbier, K.R.; Northoff, B.H.;  Heijink, M.; Goldberg, M.P.; Plautz, E.J.; et al. Short-Chain Fatty Acids Improve Poststroke Recovery via Immunological Mechanisms. J. Neurosci. 2019, 40, 1162–1173, doi:10.1523/JNEUROSCI.1359-19.2019.
47. Duscha, A.; Gisevius, B.; Hirschberg, S.; Yissachar, N.; Stangl, G.I.; Eilers, E.; Bader, V.; Haase, S.; Kaisler, J.; David, C.; et al. Propionic Acid Shapes the Multiple Sclerosis Disease Course by an Immunomodulatory Mechanism. Cell 2020, 180, 1067–1080.e16, doi:10.1016/j.cell.2020.02.035.
48. Tan, E.-K.; Chao, Y.-X.; West, A.; Chan, L.-L.; Poewe, W.; Jankovic, J. Parkinson disease and the immune system - associations, mechanisms and therapeutics. Nat. Rev. Neurol. 2020, 1–16, doi:10.1038/s41582-020-0344-4.
49. Liu, Z.; Huang, Y.; Cao, B.-B.; Qiu, Y.-H.; Peng, Y.-P. Th17 Cells Induce Dopaminergic Neuronal Death via LFA-1/ICAM-1 Interaction in a Mouse Model of Parkinson’s Disease. Mol.  Neurobiol. 2016, 54, 7762–7776, doi:10.1007/s12035-016-0249-9.
50. Sommer, A.; Marxreiter, F.; Krach, F.; Fadler, T.; Grosch, J.; Maroni, M.; Graef, D.; Eberhardt, E.; Riemenschneider, M.J.; Yeo, G.W.; et al. Th17 Lymphocytes Induce Neuronal Cell Death in a Human iPSC-Based Model of Parkinson’s Disease. Cell Stem Cell 2018, 23, 123–131.e6, doi:10.1016/j.stem.2018.06.015.
51. Vinolo, M.A.; Rodrigues, H.G.; Nachbar, R.T.; Curi, R. Regulation of Inflammation by Short Chain Fatty Acids. Nutr. 2011, 3, 858–876, doi:10.3390/nu3100858.
52. Shin, C.; Lim, Y.; Lim, H.; Ahn, T.-B. Plasma Short-Chain Fatty Acids in Patients With Parkinson’s Disease. Mov. Disord. 2020, 28016, doi:10.1002/mds.28016.
53. Abdelli, L.S.; Samsam, A.; Naser, S.A. Propionic Acid Induces Gliosis and Neuro inflammation through Modulation of PTEN/AKT Pathway in Autism Spectrum Disorder. Sci. Rep. 2019, 9, 8824, doi:10.1038/s41598-019-45348-z.
54. Macfabe, D.F.; Cain, D.P.; Rodriguez-Capote, K.; Franklin, A.E.; Hoffman, J.E.; Boon, F.; Taylor, A.R.; Kavaliers, M.; Ossenkopp, K.-P. Neurobiological effects of intraventricular propionic acid in rats: Possible role of short chain fatty acids on the pathogenesis and characteristics of autism spectrum disorders. Behav.
55. Brain Res. 2007, 176, 149–169, doi:10.1016/j.bbr.2006.07.025.Shultz, S.; Macfabe, D.F.; Ossenkopp, K.-P.; Scratch, S.; Whelan, J.; Taylor, R.; Cain, D.P. Intracerebroventricular injection of propionic acid, an enteric bacterial metabolic end-product, impairs social behavior in the rat: Implications for an animal model of autism. Neuropharmacol. 2008, 54, 901–911, doi:10.1016/j.neuropharm.2008.01.013.

Будьте здоровы!