Микробиом при остром лимфобластном лейкозе у детей

Микробиом при остром лимфобластном лейкозе у детей

Примечание: Острый лимфобластный лейкоз (ОЛЛ) - злокачественное заболевание системы кроветворения, характеризующееся неконтролируемой пролиферацией незрелых лимфоидных клеток (лимфобластов). Острый лимфобластный лейкоз является самым распространённым злокачественным заболеванием в детском и юношеском возрасте. Пик заболеваемости приходится на возраст от 1 года до 6 лет. Чаще болеют мальчики. Заболевание протекает с поражением костного мозга, лимфатических узлов, селезёнки,    вилочковой железы, а также других органов. Поражение центральной нервной системы более характерно при рецидивах после химиотерапии.

Простое резюме: роль микробиома в развитии и лечении острого лимфобластного лейкоза (ОЛЛ) изучена недостаточно. Иммунная система и микробиота тесно взаимодействуют, и нарушения имеют серьезные последствия для развития ОЛЛ и курса лечения. Существенные различия в микробиоме с уменьшенным разнообразием наблюдаются уже в начале заболевания и имеют потенциальные последствия для лейкемогенеза. Кроме того, обычный режим химиотерапевтического лечения серьезно нарушает микробиом, что связано с серьезными побочными эффектами, такими как мукозит, системное воспаление или инфекции. Здесь мы рассматриваем последние исследования микробиома у педиатрических пациентов с ОЛЛ, а также даем обзор текущих и будущих вариантов модуляции микробиома для улучшения результатов лечения или даже предотвращения развития лейкемии.

Аннотация

В течение почти 30 лет термин «холобионт» относился к экологической единице, в которой хозяин (например, человек) и все виды, живущие внутри или вокруг него, рассматриваются вместе. Концепция подчеркивает сложные взаимодействия между хозяином и другими видами, нарушение которых может привести к болезням и преждевременному старению. В частности, влияние изменений микробиома на этиологию острого лимфобластного лейкоза (ОЛЛ) у детей до конца не изучено, но в последние годы было предметом многочисленных исследований. У пациентов с ОЛЛ значительное сокращение разнообразия микробиома наблюдается уже в начале болезни. Остается неясным, связаны ли такие изменения при постановке диагноза этиологически с лейкемогенезом или просто с иммунологическими изменениями, предшествующими возникновению ОЛЛ. Тем не менее, все схемы химиотерапевтического лечения серьезно влияют на микробиом, что сопровождается серьезными побочными эффектами, включая мукозит, системное воспаление и инфекцию. В частности, преобладание Enterococcaceae является предиктором инфекций во время химиотерапии. Длительный дисбиоз, как и истощение запасов Faecalibacterium, наблюдался у выживших после ОЛЛ. Модуляция микробиома (например, трансплантация фекальной микробиоты, пробиотики или пребиотики) в настоящее время исследуется на предмет потенциальных защитных эффектов. Здесь мы проводим обзор последних исследований микробиома у педиатрических пациентов с ОЛЛ.

Современное состояние анализа микробиома при детском лимфобластном лейкозе

Острый лимфобластный лейкоз (ОЛЛ) является наиболее частым типом рака у детей [1] с частотой 5,4 на 100 000 случаев у пациентов в возрасте до 15 лет в 2017 году. Пик заболеваемости приходится на 2–5 лет [1]. Три основных фактора увеличивают риск развития ОЛЛ: облучение, предыдущее лечение рака и генетические нарушения. Различают В- и Т-клеточные линии ОЛЛ. Наиболее распространенной формой является В-клеточный лимфобластный лейкоз, который включает несколько генетических нарушений, таких как ETV6-RUNX1, BCR-ABL1 или гипердиплоидия [1]. В последнее десятилетие было показано, что микробный дисбаланс влияет на развитие ряда иммунных заболеваний, включая системную красную волчанку, ревматоидный артрит и системный склероз [2-4]. Это также было связано с онкогенезом и прогрессированием рака, например, в молочной железе, поджелудочной железе и лейкоцитах [4,5]. Влияние микробиома на развитие рака изучается с 2012 года [6], а исследования у взрослых начались два года спустя [7]. Хотя микробный дисбаланс оказывает существенное влияние на несколько иммунных заболеваний, при раке, примечательно, что до 2016 г. не было опубликовано соответствующих исследований ОЛЛ у детей [8]. Это может быть связано с тем, что анализы микробиома подвержены различным проблемам, таким как загрязнение во время подготовки с помощью буферов или обработки, или неправильный выбор обработки из-за высоких затрат на секвенирование. За последнее десятилетие развитие технологий и снижение стоимости повысили интерес к микробным исследованиям и, следовательно, повысили количество исследований микробиома при лейкемии [9]. Эксперименты на мышах на доклинической модели мышей Pax5 / - и Sca1-ETV6-Runx1 уже указывают на генетическую предрасположенность, изменяющую микробиом кишечника [10]. До начала заболевания микробиом мышей отличался у разных генотипов мышей [10]. Это может еще больше повлиять на развитие лейкемии и даже может быть использовано в качестве диагностического инструмента в будущем. Кроме того, на основе эпидемиологических данных текущая гипотеза вызванного инфекцией лейкоза наиболее распространенных подтипов ОЛЛ (ETV6-RUNX1 и хромосомы с высоким содержанием гипердиплоидов) в раннем детстве предполагает, что отсутствие воздействия микробов в младенчестве может способствовать возникновению этого заболевания. [11]. В 2018 г. были проанализированы образцы стула 42 педиатрических пациентов в разные моменты терапии [12]. Сравнение пациентов с острым миелоидным лейкозом (ОМЛ), ОЛЛ и трансплантацией костного мозга выявило микробиом, отличный от рака. В частности, исследование 2020 года выявило микробиом человека как инструмент диагностики определенных типов рака [13].

Микробный состав хорошо адаптирован к конкретным условиям в различных областях человеческого тела, в зависимости от возраста, экологического образа жизни, антибактериальной терапии и диеты. Симбиотическое взаимодействие между хозяином и бактериями приводит к здоровой слизистой оболочке, которая обеспечивает защиту от явных патогенов и обеспечивает питательными веществами, такими как короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs) и аминокислоты с разветвленной цепью, а также производство гликанов и молочных кислот (Таблица 1) [14–20]. Более того, микробиом формирует и положительно влияет на иммунную систему, вызывая врожденные и адаптивные иммунные ответы [4]. Исследования также показали глубокое влияние на раннее развитие врожденной иммунной системы, называемое тренированным иммунитетом [15].

Таблица 1. Влияние бактерий на питание и иммунитет.

Поглощение различных бактерий в раннем детстве, например, при грудном вскармливании [27], имеет решающее значение для развития здоровой иммунной защиты, которая снижает восприимчивость к различным инфекционным патогенам и аутоиммунным заболеваниям [4]. Кроме того, определенные комменсальные бактерии напрямую влияют на иммунные клетки; например, Fusobacterium nucleatum взаимодействует с естественными клетками-киллерами (NK-клетками), подавляя цитотоксичность (Таблица 1) [21]. Инфекция Helicobacter приводит к воспалению, инфильтрации Т-лимфоцитов и апоптозу [24]. Streptomyces carpaticus, выделенный из образцов стула здоровых детей, инкубировали с раковыми клетками in vitro и оказывали убивающее действие на злокачественные клетки, полученные от пациента с хроническим лимфолейкозом [28]. Кроме того, внутриопухолевая инъекция Streptomyces carpaticus мышам также предотвращает проникновение раковых клеток в легкие и, до сих пор, метастазирование [28].

Интересно, что пациенты с острым миелоидным лейкозом и более высокими исходными уровнями Porphyromonadaceae оказались защищены от инфекций [29], а клинический результат трансплантации аллогенных гемопоэтических стволовых клеток можно предсказать с помощью специфических кишечных биомаркеров [30]. Напротив, ни одна конкретная микробиота полости рта или кишечника еще не идентифицирована как играющая роль в ОЛЛ.

Микробиом при остром лимфобластном лейкозе

Микробиом на момент постановки диагноза

Несколько исследований изучали дисбаланс микробиома во время и после начала ОЛЛ (таблица 2). Хотя симбиотическое взаимодействие между микробиомом и хозяином может стать важным инструментом диагностики в будущем, оно также может привести к стратегиям терапии, которые увеличивают эффективность лечения и предотвращают побочные эффекты. Зная, что состав микробиоты предотвращает колонизацию патогенов, взаимодействует с иммунной системой и усиливает барьерную функцию против бактериального заражения кровотока [4], важно понимать, как увеличение или уменьшение количества бактерий влияет на стратегию лечения (Рисунок 1).

Рисунок 1. Микробный сдвиг и побочные эффекты во время терапии. Во время терапии рака микробный состав меняется в зависимости от медикаментозного лечения. Бактерии с повышением (красная стрелка) и понижением (зеленая стрелка) перечислены с момента постановки диагноза, индукции, консолидации, обслуживания и фазы восстановления. Побочные эффекты возникают между всеми фазами и не могут быть назначены на определенное время. Терапия подразделяется на стандартную и терапию высокого риска с различиями в терапевтическом лечении.

Гены-маркеры или полное содержание ДНК многих видов бактерий, вирусов, грибов и архей, составляющих единый микробиом, в настоящее время обычно секвенируются с помощью платформ короткого чтения, таких как Illumina, или в растущем количестве с помощью платформ с длинным считыванием, таких как Pacbio или Oxford Nanopore. Альфа-разнообразие - это мера сложности сообщества в одном образце, которая определяется количественно, например, по количеству различных бактериальных «видов». Термин «вид» представляет собой таксономический ранг, который еще предстоит присвоить данным секвенирования, и нам лучше использовать термины «Оперативная таксономическая единица» (OTU), «Вариант секвенирования ампликона» (ASV) или «особенность» вместо «виды» в контексте. Другие показатели альфа-разнообразия оценивают неоднородность (индекс Шеннона) или дополнительно учитывают эволюционные отношения между элементами (филогенетическое разнообразие (Faith PD)). Чтобы выразить различия между двумя микробными сообществами, были разработаны различные показатели бета-разнообразия, например, Jaccard, который количественно определяет количество общих характеристик между двумя образцами, или Bray Curtis, который основан на Jaccard, но взвешивает характеристики с их относительной численностью в обоих образцах. Как и в случае с Faith PD, UniFrac учитывает расстояния. Гораздо более дешевые платформы для короткого чтения ограничивают секвенирование только частями полного маркерного гена 16S рРНК. Популярными вариантами являются V1-V2, V3-4 или V6, но все они имеют значительные отклонения в филогенетическом разрешении, то есть разные виды имеют одинаковую последовательность, что делает практически невозможным метаанализ в разных исследованиях (Таблица 2).

Таблица 2. Исследования микробиома у детей, больных лимфобластным лейкозом.

Сравнение образцов кала человека с различными регионами 16S в качестве мишеней показало региональные различия, указывающие на плохо классифицированные последовательности в типах или на уровне рода [43]. Имея это в виду, микробиологический анализ во время диагностики лейкемии встречается редко, но необходим для выявления бактерий, которые способствуют ранней диагностике развития лейкемии и профилактическим стратегиям для улучшения состояния здоровья во время химиотерапии.

Микробиом полости рта

Микробиом, обитающий в полости рта, является вторым по величине и вторым по разнообразию в организме. Дисбаланс может привести к лейкозным проявлениям, таким как бледность слизистой оболочки полости рта, изменение цвета десен, петехии десен, язвенно-некротические поражения [44] или язвы слизистой оболочки [45]. Повреждение слизистой оболочки как первого естественного защитного барьера приводит к последующим заболеваниям. Зная влияние ОЛЛ на полость рта при диагностике и во время химиотерапии, удивительно, что только в одном исследовании была исследована микробиота на момент постановки диагноза [31].

В некоторых случаях пациенты страдают от боли в зубах и челюсти, отека десен и выпадения зубов, на которые может влиять нарушенный микробиом [31]. Образцы полости рта у 13 недавно диагностированных пациентов и 12 здоровых детей контрольной группы были собраны через 2 часа после завтрака [31]. Из 12 идентифицированных типов Proteobacteria, Firmicutes, Fusobacteria, Actinobacteria и Bacteroidetes  были наиболее заметны как у пациентов, так и у здоровых детей. При сравнении ОЛЛ-пациентов и здоровых контрольных групп, Firmicutes и Fusobacteria значительно различались. У ОЛЛ-пациентов наблюдалось повышенное обилие Firmicutes, в то время как обилие Fusobacteria было снижено. Granulicatella и Veillonella, принадлежащие к Firmicutes, были более распространены у ОЛЛ-пациентов [31]. Взятые вместе, образцы ОЛЛ-пациентов показали снижение микробного разнообразия и меньшее богатство, что указывает на дисбаланс, который может увеличить риск заражения.

Примечательно, что вышеупомянутое исследование отличалось от других методами сбора образцов, поскольку исследователи извлекли наддесневой налет с зубов, а не со слизистой оболочки щеки или языка, поэтому требуется дальнейшее исследование, посвященное микробиому полости рта.

Кишечный микробиом

Были опубликованы дополнительные исследования, посвященные микробиому желудочно-кишечного тракта как потенциальному фактору долгосрочных эффектов после терапии (таблица 2). Образцы стула при остром B-клеточном лейкозе и соответствующие здоровые контрольные образцы показывают повышенное содержание Faecalibacterium, Bacterioides или Parabacterioides, но значительно сниженное альфа-разнообразие в образцах пациентов [8,32]. Вместо этого в контрольных группах таксоны, такие как Roseburia [8,33] и Firmicutes [32], демонстрируют более высокую численность. Интересно, что вызывающие диарею Clostridiales менее распространены у детей с ОЛЛ, как и Lachnospiraceae, представители которых, включая Roseburia и Blautia, продуцируют короткоцепочечные жирные кислоты с противовоспалительным действием (Рисунок 1) [8,32,46].

Во время начальных проявлений заболевания некоторые пациенты с ОЛЛ получают лечение антибиотиками из-за повышенной восприимчивости к инфекции. Прием антибиотиков временно нарушает микрофлору, а иногда и навсегда. Разнообразие микробиоты значительно снижается у пациентов с ОЛЛ, получавших антибиотики в течение одного месяца до постановки диагноза [8,32]. Сравнение состава микробиома ОЛЛ-пациентов, получавших краткосрочные и долгосрочные медикаментозные препараты до химиотерапии, выявило дальнейшее изменение альфа-разнообразия с уменьшением числа специфических бактерий, таких как Firmicutes и Bacteroidetes [8,32]. У ОЛЛ пациентов представителей Firmicutes было меньше, а Bacteroidetes значительно увеличивались [32]. Это соотношение также наблюдалось у пациентов с ОЛЛ, получавших антибиотики, по сравнению с пациентами, не получавшими лечения, что означает, что лечение антибиотиками меньше влияет на соотношение Firmicutes / Bacteroidetes у пациентов с ОЛЛ [32]. Основываясь на этих результатах, Bai et al. считали, что Bacteriodales и Enterococcaceae являются представителями типа Firmicutes в качестве возможного биомаркера ОЛЛ, но только у детей без лечения антибиотиками [32].

В 2020 году на момент постановки диагноза была набрана самая большая на сегодняшний день когорта - 70 вновь диагностированных ОЛЛ-пациентов [33]. В конечном итоге были проанализированы образцы кала 60 пациентов с ОЛЛ и 23 здоровых детей, за исключением тех, кто получал антибиотики или пробиотические добавки. Хотя различий в альфа-разнообразии не было, это исследование также подтвердило увеличение числа видов бактероидов в бета-разнообразии. В частности, Bacterioides uniformis и Bacteroides fragiles были значительно увеличены в образцах пациентов до химиотерапии [41]. Вариации в альфа- и бета-разнообразии могут быть вызваны анализом различных областей 16S рРНК. В первых исследованиях амплифицировались области V1-V3, тогда как Bai et al. пошли дальше в гипервариабельные области V3-V4, V1-V9 и последнюю область V4 (Таблица 2) [8,31–33].

Изменения во время терапии

Ранние симптомы ОЛЛ в детстве, такие как усталость, вызванная анемией, лихорадка, инфекция и даже легкое кровотечение, часто являются результатом пониженного количества клеток крови. Терапия начинается сразу после постановки диагноза, при этом химиотерапия проводится в 3 фазы в течение 2–3 лет (рис. 1). Химиотерапия приводит к изменению бактериального состава и снижению количества лейкоцитов; вместе это часто приводит к инфекции, вызванной бактериями. В исследовании с участием 409 впервые диагностированных пациентов с ОЛЛ во время терапии было зарегистрировано 1313 микробиологических инфекций [47], и было высказано предположение, что кишечные микробные изменения вызывают инфекционные побочные эффекты. Хотя ущерб, нанесенный микробиому химиотерапией, известен давно, систематическое исследование измененного микробного состава у пациентов с ОЛЛ началось только в 2016 году. Образцы стула были собраны у 28 впервые выявленных пациентов с ОЛЛ на разных этапах лечения и у 23 контрольных пациентов [8]. Сравнивая микробиом до и после лечения, разнообразие составов было значительно уменьшено, со специфическим уменьшением количества Lachnospiraceae и Roseburia в образцах пациентов. Более крупное исследование Hakim et al. при исследовании различных временных точек проанализировано 199 образцов кала пациентов с ОЛЛ в трех разных точках во время химиотерапии [35]. Интересно, что при сравнении разных временных точек друг с другом не было обнаружено значительных различий в среднем разнообразии, и, кроме того, оно «восстановилось» до исходного уровня, но микробное разнообразие значительно уменьшилось с другим бактериальным составом после химиотерапии (рис. 2).

Рисунок 2. Изменения микробного состава во время фаз терапии. На момент постановки диагноза состав больных ОЛЛ уже отличается от здоровых детей. Clostridiaceae и Bacteroidaceae являются преобладающими видами у здоровых детей [31,48]. На момент постановки диагноза у пациентов с ОЛЛ преобладает численность Bacteroidaceae, а у больных ОЛЛ - количество Clostridiaceae и Lachnospiraceae - уменьшается [31]. В течение первых 6 недель терапии, а именно фазы индукции, количество Ruminococcacea уменьшается, в отличие от Streptococcaceae и Enterococcaceae, численность которых увеличивается [35,36,38]. В то время как бактериальная нагрузка в целом снижается в течение фазы консолидации (9 месяцев) и поддерживающей фазы (2–3 года), численность Lachnospiraceae и Clostridiceae резко снижается, тогда как появляется спектр Bifidobacteriaceae, Streptococcacea и Enterococcaceae [35]. По окончании терапии микробный состав значительно отличается от здоровых детей. У детей с ОЛЛ по-прежнему наблюдается увеличение Bifidobacteriaceae и Staphylococcaceae и уменьшение Clostridiaceae и Bacteroidaceae [41]. Этот рисунок является схематическим изображением и отображает тенденции, а не точные числа.

Во время терапии Bacterioidetes, Faecalibacterium, Ruminococcaceae, Actinobacteria и Verrucomicrobia значительно снизились, в то время как другие таксоны, Clostridiaceae, Streptococcaceae, Lactobacillaceae, Enterococcaceae и Firmicutes, увеличились [35]. Еще два исследования подчеркнули снижение микробного разнообразия, связанное с химиотерапевтическим лечением, анализируя в каждом случае 32 и 51 впервые диагностированных пациентов с ОЛЛ с 13 различными временными точками в течение года и 5 временными точками в течение месяца, соответственно [36,38].

Похоже, что бета-разнообразие семейства Ruminococcaceae уменьшилось [35], но определенные виды (например, Ruminococcus gnavus и Ruminococcus torques) имели тенденцию увеличиваться в результате химиотерапии и повышались через год [36]. Однако не только уменьшилось бета-разнообразие, но и альфа-разнообразие в образцах пациентов также уменьшилось в течение одного месяца после химиотерапии, а затем увеличилось на 29 день [38].

Пять лет спустя, основываясь на своем первоначальном исследовании, Rajagopala et al. основное внимание уделяли профилактическому лечению антибиотиками во время терапии для предотвращения побочных эффектов [36]. Аналогичным образом, De Pietri et al. прямо указали на взаимодействие между видами бактерий и специфическими белками системного воспаления и потери энтероцитов [38].

Первое исследование временных изменений микробиома кишечника было проведено с помощью продольного наблюдения с образцами, взятыми у семи ОЛЛ-пациентов до, во время и после химиотерапии, а также у контрольной группы [41]. Лечение антибиотиками перед химиотерапией не имело никакого значения, что могло бы объяснить наблюдаемую большую межиндивидуальную вариабельность у пациентов с ОЛЛ по сравнению со здоровыми детьми. Тем не менее, Bacteroidetes были значительно обогащены до химиотерапии, и хотя их численность снизилась после терапии, они все еще были выше, чем в контрольных образцах [41]. С другой стороны, количество Firmicutes и Actinobacteria увеличилось после химиотерапии до уровня, аналогичного здоровому контролю. Выделились пять родов с меньшей численностью после терапии: Bacteroides и Prevotella, принадлежащие к типу Bacteroidetes; Fusobacterium; и Atopobium и Corynebacterium из Fusobacteria и Actinobacteria соответственно. Интересно, что только Bifidobacterium (Actinobacteria) была значительно выше в образцах после химиотерапии. Этот комменсал возникает сразу после рождения [49], и было описано, что он может использовать олигосахариды грудного молока, а также другие источники углерода [50]. Кроме того, он играет защитную роль в предотвращении воспаления кишечника у младенцев, поскольку предотвращает увеличение Proteobacteria, которые связаны с дисбиозом и негативными последствиями для здоровья [50].    

Осложнения, инфекции

Лечение антибиотиками и химиотерапия пагубно влияют на микробный состав. Во время терапии часто возникают фебрильная нейтропения, диарея и, следовательно, системное воспаление и потеря энтероцитов [35,38]. Например, чрезмерный рост патогенных бактерий отрицательно влияет на слизистую оболочку и, следовательно, на связанную с ней иммунную систему [51,52]. Инфекции кровотока возникают из-за неэффективного естественного барьера против вторгающихся микроорганизмов [52], что указывает на то, что здоровый микробиом не только обеспечивает питание и естественный барьер, но также влияет на результат лечения.

Firmicutes и Bacteroidetes являются наиболее важными типами микробиома кишечника. Соотношение между Firmicutes (уменьшение) и Bacteroidetes (увеличение) было введено как индикатор дисрегулируемого микробиома [32]. Изменение Firmicutes и Bacteroidetes у пациентов с ОЛЛ не зависит от лечения антибиотиками, но приводит к нарушению регуляции у здоровых людей [32]. Например, Megamonas, вид, который принадлежит к типу Firmicutes и коррелирует с воспалением, более распространен у пациентов с ОЛЛ, принимающих антибиотики [32,53].

Во время химиотерапии пациенты страдают инфекциями кровотока, диарейными заболеваниями или фебрильной нейтропенией, а также могут развиваться заболевания полости рта. В когорте из 39 детей с диагнозом ОЛЛ и 39 здоровых детей только у пациентов с ОЛЛ развились мукозиты полости рта и кандидоз (15,4% и 2,6% соответственно) [40]. Лактобациллы, принадлежащие к типу Firmicutes, были более многочисленны у пациентов с ОЛЛ. Увеличение количества штаммов Lactobacillus [40] связано со снижением способности заживления ран [54]. Кариес и гингивит также чаще встречались у пациентов с ОЛЛ (69,4% против 38,5%) [40].

В когорте из 199 получавших лечение детей с диагнозом ОЛЛ 13% страдали инфекцией кровотока, 61% - фебрильной нейтропенией и 37% - диарейным заболеванием [35]. Enterococcus, Staphylococcus и Enterobacter были обнаружены в кровотоке, что соответствовало увеличению Enterococcaceae или Streptococcaceae во время терапии [35]. Увеличение количества Streptococcaceae было также связано с диарейным заболеванием, а Enterococcaceae - с развитием фебрильной нейтропении. Исследование на крысиной модели показало, что диарея сопровождалась уменьшением присутствия комменсальных защитных анаэробных видов, таких как Ruminococci и толерантные к кислороду Streptococci [55]. Эта тенденция также наблюдается у пациентов с ОЛЛ, но влияние отдельных терапевтических средств на микробиом менее изучено на людях. Одним из таких соединений является метотрексат, химиотерапевтический препарат, обычно применяемый при лечении ОЛЛ (рис. 2) [56]. Его влияние на микробиом было исследовано на моделях мышей и крыс, а также у детей с диагнозом ОЛЛ [34,55,57]. После терапии высокими дозами метотрексата у пациентов с ОЛЛ численность Bifidobacteria, Lactobacillus и Escherischia coli (E. coli) снизилась [34]. E. coli защищает мышей от воспаления кишечника, вызванного инфекцией Salmonella typhimurium [25]. Кроме того, было описано, что она предотвращает колонизацию кишечника синегнойной палочкой [52]. Было описано, что Lactobacillus уменьшает воспаление за счет регуляции регуляторных Т-клеток, которые секретируют противовоспалительный цитокин IL-10 [58]. Поверхностно‐ассоциированные молекулы бифидобактерий действуют путем активации рецепторов распознавания образов (PRRs) на иммунных клетках, вызывая иммуномодулирующий ответ [59]. В модели на мышах повреждение слизистой оболочки сопровождалось инфильтрацией воспалительных клеток, а также постепенным уменьшением разнообразия [57]. По сравнению с исследованиями на людях численность Bacteroidetes была снижена, в то время как, в отличие от пациентов с ОЛЛ, во время терапии количество Lachnospiraceae увеличивалось [57]. Во время фазы консолидации пациентов обычно лечат кортикостероидами (например, преднизоном или дексаметазоном) в дополнение к метотрексату (рисунок 1), которые, как известно, напрямую влияют на микробиом. Например, применение дексаметазона приводит к увеличению количества Bifidobacterium и Lactobacilli и уменьшению Mucispirillum, в то время как лечение преднизоном оказывает возрастающее влияние на обилие Streptococci и Bifidobacteria [60]. Увеличение Faecalibacterium происходит при усилении экспрессии окклюдина и E-кадгерина [60]. Кишечная микробиота также мешает лечению, расщепляя кортикостероиды на неактивные соединения. Было показано, что Clostridium scindens метаболизирует преднизон на модели мышей [61], но этот эффект еще не исследовался у пациентов с ОЛЛ. Цитостатический препарат 6-меркаптопурин метаболизируется до 6-тиогуанина, что приводит к остановке клеточного цикла и апоптозу [62]. Интересно, что было показано, что E. coli также метаболизирует 6-меркаптопурин до активных тиогуаниновых нуклеотидов без ферментативной реакции хозяина [60]. Bacteroides fragilis и Enterococcus faecalis обеспечивают ферменты, которые необходимы для преобразования в активное соединение, такие как гипоксантин-гуанинфосфорибозил-трансфераза (HGPRT) или гуанозинмонофосфат-синтетаза (GMPS) [60,63], что указывает на важность микробного состава. Доступны дополнительные исследования для препаратов высокого риска, таких как доксорубицин, этопозид и циклофосфамид. В модели на мышах введение доксорубицина увеличивало проницаемость эпителиального барьера, что приводило к бактериальной транслокации и, как следствие, к повреждению слизистой оболочки [64]. В толстой кишке Raoultella planticola, член семейства Enterobacteriaceae, инактивирует доксорубицин посредством анаэробно-зависимого пути дегликозилирования [65]. Лечение циклофосфамидом приводит к увеличению кишечной проницаемости и, как следствие, к бактериальной транслокации [66]. Кроме того, может иметь место преобладание потенциально патогенных видов, относящихся к Enterobacteriaceae, Enterococcaceae и Pseudomonaceae [67]. Viaud et al. продемонстрировали на мышиной модели, что грамположительные представители Firmicutes, такие как Lactobacillus johnsonii, Lactobacillus murinus или Enterococcus hirae, были обнаружены в мезентериальных лимфатических узлах и селезенке, что привело к стимуляции иммунных реакций TH17 и TH1-памяти, что, возможно, усиливает противоопухолевые иммунные ответы [68].

Кроме того, леченные антибиотиками ОЛЛ-пациенты, перенесшие инфекцию в течение первых 6 месяцев терапии, имели более низкое филогенетическое разнообразие в 9 из 16 случаев [39]. Хотя уровень инфицирования был выше у женщин, не было обнаружено различий между полами по филогенетическому разнообразию (Faith PD - Faith's Phylogenetic Diversity). При сравнении микробного состава у пациентов с ОЛЛ с инфекцией и без нее, Faecalibacterium prausnitzii был более распространен у неинфицированных пациентов и полностью отсутствовал у пациентов с инфекцией и лечением антибиотиками [39]. Этот комменсал продуцирует бутират и снижает провоспаление, блокируя воспалительный цитокин Интерлейкин-8 [23]. Кроме того, количество видов Lachnospiraceae и Roseburia, которые также продуцируют бутират [69], снижено у пациентов с ОЛЛ [8], что, как предполагается, увеличивает риск химиотерапии мукозита. С другой стороны, численность неферментирующей бактерии Brevudnimonas diminuta, которая может быть устойчивой ко многим различным антибиотикам, увеличивается у ОЛЛ-пациентов с инфекционными заболеваниями [39,70]. Чтобы исследовать факторы, вызывающие кишечный мукозит, который может быть обнаружен по уровням цитруллина в плазме, образцы стула у 51 ребенка были проанализированы в разные моменты времени химиотерапии [38]. У детей с острым миелоидным лейкозом мукозит можно диагностировать с помощью воспаления и потери клеток путем измерения интерлейкина-8 и цитруллина в плазме соответственно [71]. Цитруллин плазмы вырабатывается энтероцитами [38]. Более низкие уровни цитруллина соответствуют потере клеток и, следовательно, повреждению тканей и воспалению [72]. Мукозит также был введен как маркер повышенного риска бактериемии при ОЛЛ [72]. Кроме того, уровень С-реактивного белка (СРБ) в плазме действует как индикатор воспаления, и его прямое увеличение в местах инфекции также коррелировало с увеличением количества конкретных бактерий в различные моменты времени терапии [38]. Альфа-разнообразие снижалось до +22 дня и было связано с низким уровнем цитруллина в плазме и высоким уровнем СРБ во время эпизодов мукозита [38]. Интересно, что высокий уровень цитруллина и низкий уровень СРБ были связаны с увеличением численности бактерий Lachnospiraceae, которые участвуют в биосинтезе ацетата и бутирата. С другой стороны, высокие уровни СРБ и низкие концентрации цитруллина были связаны с увеличением количества Enterococcus и максимальной тяжестью мукозита и воспаления [38]. Низкое микробное разнообразие, которое уменьшается в течение первого месяца, связано с увеличением потери энтероцитов и системным воспалением.

Восстановление после терапии

Несмотря на восстановление нормального здоровья после завершения химиотерапии, несколько исследований показали, что изменения микробного профиля кишечника у пациентов после лечения ОЛЛ продолжаются [41]. По крайней мере, через 3 месяца после лечения полный бактериальный состав ОЛЛ-пациентов оставался четко отличным от здорового контроля (Рисунок 2) [37].

Хотя никаких существенных различий в альфа-разнообразии обнаружить не удалось, различия в составе и численности некоторых бактерий все же были идентифицированы [37]. Thomas et al. смогли обнаружить различия между микробиомом кишечника ОЛЛ-выживших (не менее 1 года после завершения лечения) и здоровых братьев и сестер [42]. Несмотря на то, что не удалось обнаружить статистически значимых различий в альфа- или бета-разнообразии, истощение членов семейств Lachnospiraceae и Ruminococcaceae, включая Faecalibacterium, было значительным [42]. Еще одно исследование показало, что через год после начала химиотерапевтического лечения микробиота кишечника стабилизировалась, но видовое богатство так и не восстановилось полностью [36]. В частности, количество, например, Ruminococcus gnavus и Ruminococcus Torques все еще увеличивалось через год после химиотерапии [36]. Это говорит о том, что состав кишечной микробиоты модулируется, причем некоторые виды существенно изменяются.

Взрослые люди, долгое время оставшиеся в живых после педиатрической ОЛЛ, завершившие терапию как минимум за 5 лет до исследования Chua et al. показали снижение микробного разнообразия по сравнению со здоровым контролем, с заметным обогащением Actinobacteria и истощением Faecalibacterium [41]. Более того, у этих людей наблюдались повышенная активация Т-клеток и хроническое воспаление, что указывает на корреляцию между дисрегулируемыми таксонами микробов и иммунной дисрегуляцией [41]. Были исследованы повышенный риск инфицирования выживших [73], высокая распространенность хронических заболеваний [74,75] и повышенный риск смертности и заболеваемости [76]. Таким образом, микробная дисрегуляция из-за влияния химиотерапии и антибиотиков во время лечения ОЛЛ может иметь долгосрочные последствия для развития других заболеваний, таких как ожирение или диабет, у взрослых, переживших педиатрическую ОЛЛ [41,42].

Прогноз: модуляция микробиома

Из-за описанных изменений микробиома у пациентов с ОЛЛ при постановке диагноза, в течение курса химиотерапии и сохраняющихся даже через несколько лет, модуляция микробиома является предметом текущих исследований, связанных с ее потенциальными защитными эффектами против развития лейкемии и ее влиянием на течение лечения и исхода пациента.

Возможные стратегии предотвращения побочных эффектов, такие как трансплантация фекальной микробиоты (FMT), введение пробиотиков или пребиотиков, также изучаются.

FMT - это передача фекального вещества от донора реципиенту с намерением изменить микробиоту кишечника реципиента и, таким образом, улучшить здоровье [77,78]. В недавних исследованиях FMT использовалась для лечения инфекции Clostridium difficile (C. difficile) с коэффициентом успеха до 85% [79,80]. Однако, например, при воспалительных заболеваниях кишечника FMT оказался не таким эффективным методом, как при лечении инфекции C. difficile [77]. Возможное объяснение может заключаться в том, что патофизиология этих заболеваний многофакторна [77]. Клинические испытания лечения воспалительных заболеваний кишечника у педиатрических пациентов продолжаются [81]. Однако исследований, посвященных гематологическим злокачественным новообразованиям у детей, в настоящее время не зарегистрировано. Пока что есть только данные для экспериментов на мышах и отчеты о случаях для взрослых пациентов [78,82,83]. У мышей FMT смогла восстановить микробиом кишечника после нарушения с помощью антибиотиков и химиотерапии [83]. У взрослых пациентов с заболеваниями крови, у которых были обнаружены устойчивые к антибиотикам бактерии, FMT проводилась для уничтожения этих бактерий с коэффициентом успеха 75% для полной деколонизации и 80% для частичной деколонизации [82]. Однако при этой процедуре существует теоретический риск инфекций, поскольку точный микробный состав трансплантата не всегда известен [77]. Кроме того, необходимо дополнительно изучить влияние этой процедуры на пациентов с ослабленным иммунитетом. Стандартизация скрининга и отбора доноров, а также подготовки проб, пути введения и режимов дозирования необходима, чтобы иметь возможность систематически исследовать эффекты и риски этого лечения [77,78,80]. Из-за отсутствия данных о педиатрических пациентах с ОЛЛ, оптимальные подходы для пациентов с ослабленным иммунитетом все еще необходимо определить, чтобы минимизировать риск инфекций и связанных с процедурой осложнений [78]. В частности, необходимо идентифицировать критически важные организмы и привлекать оптимальных доноров и проверять их на наличие потенциальных патогенных микробов, чтобы гарантировать максимально возможный уровень безопасности, поскольку состав фекального вещества донора будет влиять на результат процедуры.

Еще одна возможность для изменения микробиома - использование пробиотиков. Пробиотики определяются как «изолированные жизнеспособные организмы, вводимые для улучшения здоровья хозяина» [78], которые можно принимать как часть диеты (например, йогурт, кефир) или в капсулах в качестве лекарства [84,85]. Что касается педиатрических пациентов, на сегодняшний день опубликовано лишь несколько исследований, изучающих влияние пробиотиков. В двух исследованиях Reyna-Figueroa et al. постхимиотерапевтические осложнения, такие как побочные эффекты со стороны желудочно-кишечного тракта, были уменьшены у детей с ОЛЛ благодаря использованию пробиотиков, а именно Lactobacillus rhamnosus GG [86,87]. Однако у взрослых пациентов сообщалось об осложнениях из-за инфекции, вызванной пробиотиками [88,89], из-за присутствия живых организмов, которые представляют риск для пациентов с ослабленным иммунитетом. Таким образом, использование пробиотиков следует применять с осторожностью, требуя дальнейших исследований. Может потребоваться прецизионная медицина с характеристикой микробиоты кишечника пациента, основного заболевания и побочных эффектов, чтобы гарантировать наиболее эффективное лечение пробиотиками.

В то время как FMT и пробиотики используют живые организмы для модуляции микробиома, пребиотики представляют собой «субстрат (субстраты), который селективно утилизируются микроорганизмами-хозяевами, приносящими пользу для здоровья» [90], например крахмалы или галактоолигосахариды, содержащиеся в молоке [78]. Эти вещества ферментируются микроорганизмами с образованием короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs), таких как бутират, которые, среди прочего, влияют на передачу сигналов иммунных клеток, токсичность и эффективность химиотерапии [16,78]. Было показано, что SCFAs модулируют регуляторные Т-клеточные ответы в кишечнике, что приводит к подавлению провоспалительных иммунных клеток [17,22,78,91,92]. Таким образом, добавление пребиотиков пациентам с ОЛЛ может привести к благоприятному исходу и уменьшить побочные эффекты во время терапии. Однако необходимы дальнейшие исследования, чтобы лучше понять взаимосвязь между диетой, размножением микроорганизмов и клиническими исходами [78].

Выводы

В этом обзоре представлен обзор изменений микробиома у пациентов с острым лимфобластным лейкозом (ОЛЛ) детского возраста на момент постановки диагноза и во время лечения, с возможными последствиями для осложнений и сохраняющимися различиями после завершения терапии. В начале болезни уже наблюдается снижение разнообразия у пациентов с ОЛЛ в микробиомах полости рта и кишечника. Дальнейшее уменьшение разнообразия происходит во время лечения из-за приема химиотерапевтических средств и антибиотиков. Нарушенный микробиом также имеет последствия для побочных эффектов во время лечения, при этом преобладание Enteroccocaceae является предиктором инфекций. Изменения микробиома, включая истощение Faecalibacterium, могут быть обнаружены в течение нескольких лет после завершения лечения с возможными последствиями для долгосрочного здоровья. Однако даже после всех этих исследований остается неясным, являются ли наблюдаемые изменения причинной связью для развития ОЛЛ или вызваны иммунологическими изменениями, предшествующими появлению ОЛЛ. Мониторинг больших педиатрических когорт может быть полезным для получения прямых доказательств того, что генотип уже определяет микробный состав, даже без начала заболевания.

Взяв все это вместе, существует очевидная потребность в точной характеристике и изменении микробиомов пациентов в каждый момент времени во время терапии, чтобы лучше понять влияние микробов на лейкемогенез, минимизировать побочные эффекты и повысить эффективность лечения.

К разделу: Микробиом и рак

Литература

1. Greaves, M. A causal mechanism for childhood acute lymphoblastic leukaemia. Nat. Rev. Cancer 2018, 18, 471–484, doi:10.1038/s41568‐018‐0015‐6.
2. De Luca, F.; Shoenfeld, Y. The microbiome in autoimmune diseases. Clin. Exp. Immunol. 2019, 195, 74–85, doi:10.1111/cei.13158.
3. Khan, M.F.; Wang, H. Environmental Exposures and Autoimmune Diseases: Contribution of Gut Microbiome. Front. Immunol.2019, 10, 3094, doi:10.3389/fimmu.2019.03094.
4. Zheng, D.; Liwinski, T.; Elinav, E. Interaction between microbiota and immunity in health and disease. Cell Res. 2020, 30, 492– 506, doi:10.1038/s41422‐020‐0332‐7.
5. Wen, Y.; Jin, R.; Chen, H. Interactions Between Gut Microbiota and Acute Childhood Leukemia. Front. Microbiol. 2019, 10, 1300, doi:10.3389/fmicb.2019.01300.
6. Schwabe, R.F.; Jobin, C. The microbiome and cancer. Nat. Rev. Cancer 2013, 13, 800–812, doi:10.1038/nrc3610.
7. Holler, E.; Butzhammer, P.; Schmid, K.; Hundsrucker, C.; Koestler, J.; Peter, K.; Zhu, W.; Sporrer, D.; Hehlgans, T.; Kreutz, M.; et al. Metagenomic analysis of the stool microbiome in patients receiving allogeneic stem cell transplantation: Loss of diversity is associated with use of systemic antibiotics and more pronounced in gastrointestinal graft‐versus‐host disease. Biol. Blood Marrow Transplant. 2014, 20, 640–645, doi:10.1016/j.bbmt.2014.01.030.
8. Rajagopala, S.V.; Yooseph, S.; Harkins, D.M.; Moncera, K.J.; Zabokrtsky, K.B.; Torralba, M.G.; Tovchigrechko, A.; Highlander, S.K.; Pieper, R.; Sender, L.; et al. Gastrointestinal microbial populations can distinguish pediatric and adolescent ALL (ALL) at the time of disease diagnosis. BMC Genom. 2016, 17, 635, doi:10.1186/s12864‐016‐2965‐y.
9. Cullen, C.M.; Aneja, K.K.; Beyhan, S.; Cho, C.E.; Woloszynek, S.; Convertino, M.; McCoy, S.J.; Zhang, Y.; Anderson, M.Z.; Alvarez‐Ponce, D.; et al. Emerging Priorities for Microbiome Research. Front. Microbiol. 2020, 11, 136, doi:10.3389/fmicb.2020.00136.
10. Vicente‐Dueñas, C.; Janssen, S.; Oldenburg, M.; Auer, F.; González‐Herrero, I.; Casado‐García, A.; Isidro‐Hernández, M.; Raboso‐Gallego, J.; Westhoff, P.; Pandyra, A.A.; et al. An intact gut microbiome protects genetically predisposed mice against leukemia. Blood 2020, 136, 2003–2017, doi:10.1182/blood.2019004381.
11. Greaves, M.; Cazzaniga, V.; Ford, A. Can we prevent childhood Leukaemia? Leukemia 2021, 35, 1258–1264, doi:10.1038/s41375‐ 021‐01211‐7.
12. Nycz, B.T.; Dominguez, S.R.; Friedman, D.; Hilden, J.M.; Ir, D.; Robertson, C.E.; Frank, D.N. Evaluation of bloodstream infections, Clostridium difficile infections, and gut microbiota in pediatric oncology patients. PLoS ONE 2018, 13, e0191232, doi:10.1371/journal.pone.0191232.
13. Poore, G.D.; Kopylova, E.; Zhu, Q.; Carpenter, C.; Fraraccio, S.; Wandro, S.; Kosciolek, T.; Janssen, S.; Metcalf, J.; Song, S.J.; et al. Microbiome analyses of blood and tissues suggest cancer diagnostic approach. Nature 2020, 579, 567–574, doi:10.1038/s41586‐ 020‐2095‐1.
14. Neis, E.P.; Dejong, C.H.; Rensen, S.S. The role of microbial amino acid metabolism in host metabolism. Nutrients 2015, 7, 2930– 2946, doi:10.3390/nu7042930.
15. Hauer, J.; Fischer, U.; Borkhardt, A. Towards prevention of childhood ALL by early‐life immune training. Blood 2021, doi:10.1182/blood.2020009895.
16. Coates, M.; Lee, M.J.; Norton, D.; MacLeod, A.S. The Skin and Intestinal Microbiota and Their Specific Innate Immune Systems. Front. Immunol. 2019, 10, 2950, doi:10.3389/fimmu.2019.02950.
17. Tamanai‐Shacoori, Z.; Smida, I.; Bousarghin, L.; Loreal, O.; Meuric, V.; Fong, S.B.; Bonnaure‐Mallet, M.; Jolivet‐Gougeon, A. Roseburia spp.: A marker of health? Future Microbiol. 2017, 12, 157–170, doi:10.2217/fmb‐2016‐0130.
18. Švec, P.; Franz, C.M.A.P. The genus Enterococcus. In Lactic Acid Bacteria: Biodiversity and Taxonomy; Holzapfel, W.H., Wood, B.J.B., Eds.; 2014; © 2021 by John Wiuley & Sons, Ltd. Registered office: Chichester West Sussex, UK. pp. 175–211.
19. Duncan, S.H.; Louis, P.; Flint, H.J. Lactate‐Utilizing Bacteria, Isolated from Human Feces, That Produce Butyrate as a Major Fermentation Product. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 70, 5810–5817, doi:doi:10.1128/AEM.70.10.5810‐5817.2004.
20. Briliute, J.; Urbanowicz, P.A.; Luis, A.S.; Basle, A.; Paterson, N.; Rebello, O.; Hendel, J.; Ndeh, D.A.; Lowe, E.C.; Martens, E.C.; et al. Complex N‐glycan breakdown by gut Bacteroides involves an extensive enzymatic apparatus encoded by multiple co‐ regulated genetic loci. Nat. Microbiol. 2019, 4, 1571–1581, doi:10.1038/s41564‐019‐0466‐x.
21. Gur, C.; Ibrahim, Y.; Isaacson, B.; Yamin, R.; Abed, J.; Gamliel, M.; Enk, J.; Bar‐On, Y.; Stanietsky‐Kaynan, N.; Coppenhagen‐ Glazer, S.; et al. Binding of the Fap2 protein of Fusobacterium nucleatum to human inhibitory receptor TIGIT protects tumors from immune cell attack. Immunity 2015, 42, 344–355, doi:10.1016/j.immuni.2015.01.010.
22. Takahashi, K.; Nishida, A.; Fujimoto, T.; Fujii, M.; Shioya, M.; Imaeda, H.; Inatomi, O.; Bamba, S.; Sugimoto, M.; Andoh, A. Reduced Abundance of Butyrate‐Producing Bacteria Species in the Fecal Microbial Community in Crohn’s Disease. Digestion 2016, 93, 59–65, doi:10.1159/000441768.
23. Lenoir, M.; Martin, R.; Torres‐Maravilla, E.; Chadi, S.; Gonzalez‐Davila, P.; Sokol, H.; Langella, P.; Chain, F.; Bermudez‐ Humaran, L.G. Butyrate mediates anti‐inflammatory effects of Faecalibacterium prausnitzii in intestinal epithelial cells through Dact3. Gut Microbes 2020, 12, 1826748, doi:10.1080/19490976.2020.1826748.
24. Tsai, H.F.; Hsu, P.N. Interplay between Helicobacter pylori and immune cells in immune pathogenesis of gastric inflammation and mucosal pathology. Cell Mol. Immunol. 2010, 7, 255–259, doi:10.1038/cmi.2010.2.
25. Kittana, H.; Gomes‐Neto, J.C.; Heck, K.; Geis, A.L.; Segura Munoz, R.R.; Cody, L.A.; Schmaltz, R.J.; Bindels, L.B.; Sinha, R.; Hostetter, J.M.; et al. Commensal Escherichia coli Strains Can Promote Intestinal Inflammation via Differential Interleukin‐6 Production. Front. Immunol. 2018, 9, 2318, doi:10.3389/fimmu.2018.02318.
26. Christofi, T.; Panayidou, S.; Dieronitou, I.; Michael, C.; Apidianakis, Y. Metabolic output defines Escherichia coli as a health‐ promoting microbe against intestinal Pseudomonas aeruginosa. Sci. Rep. 2019, 9, 14463, doi:10.1038/s41598‐019‐51058‐3.
27. van den Elsen, L.W.J.; Garssen, J.; Burcelin, R.; Verhasselt, V. Shaping the Gut Microbiota by Breastfeeding: The Gateway to Allergy Prevention? Front. Pediatr 2019, 7, 47, doi:10.3389/fped.2019.00047.
28. Zhou, Y.J.; Zhao, D.D.; Liu, H.; Chen, H.T.; Li, J.J.; Mu, X.Q.; Liu, Z.; Li, X.; Tang, L.; Zhao, Z.Y.; et al. Cancer killers in the human gut microbiota: Diverse phylogeny and broad spectra. Oncotarget 2017, 8, 49574–49591, doi:10.18632/oncotarget.17319.
29. Galloway‐Pena, J.R.; Shi, Y.; Peterson, C.B.; Sahasrabhojane, P.; Gopalakrishnan, V.; Brumlow, C.E.; Daver, N.G.; Alfayez, M.; Boddu, P.C.; Khan, M.A.W.; et al. Gut Microbiome Signatures Are Predictive of Infectious Risk Following Induction Therapy for Acute Myeloid Leukemia. Clin. Infect. Dis. 2020, 71, 63–71, doi:10.1093/cid/ciz777.
30. Mancini, N.; Greco, R.; Pasciuta, R.; Barbanti, M.C.; Pini, G.; Morrow, O.B.; Morelli, M.; Vago, L.; Clementi, N.; Giglio, F.; et al. Enteric Microbiome Markers as Early Predictors of Clinical Outcome in Allogeneic Hematopoietic Stem Cell Transplant: Results of a Prospective Study in Adult Patients. Open Forum Infect. Dis. 2017, 4, ofx215, doi:10.1093/ofid/ofx215.
31. Wang, Y.; Xue, J.; Zhou, X.; You, M.; Du, Q.; Yang, X.; He, J.; Zou, J.; Cheng, L.; Li, M.; et al. Oral microbiota distinguishes ALL pediatric hosts from healthy populations. PLoS ONE 2014, 9, e102116, doi:10.1371/journal.pone.0102116.
32. Bai, L.; Zhou, P.; Li, D.; Ju, X. Changes in the gastrointestinal microbiota of children with acute lymphoblastic leukaemia and its association with antibiotics in the short term. J. Med. Microbiol. 2017, 66, 1297–1307, doi:10.1099/jmm.0.000568.
33. Liu, X.; Zou, Y.; Ruan, M.; Chang, L.; Chen, X.; Wang, S.; Yang, W.; Zhang, L.; Guo, Y.; Chen, Y.; et al. Pediatric ALL Patients Exhibit Distinctive Alterations in the Gut Microbiota. Front. Cell Infect. Microbiol. 2020, 10, 558799, doi:10.3389/fcimb.2020.558799.
34. Huang, Y.; Yang, W.; Liu, H.; Duan, J.; Zhang, Y.; Liu, M.; Li, H.; Hou, Z.; Wu, K.K. Effect of high‐dose methotrexate chemotherapy on intestinal Bifidobacteria, Lactobacillus and Escherichia coli in children with ALL. Exp. Biol. Med. (Maywood) 2012, 237, 305–311, doi:10.1258/ebm.2011.011297.
35. Hakim, H.; Dallas, R.; Wolf, J.; Tang, L.; Schultz‐Cherry, S.; Darling, V.; Johnson, C.; Karlsson, E.A.; Chang, T.C.; Jeha, S.; et al. Gut Microbiome Composition Predicts Infection Risk During Chemotherapy in Children With ALL. Clin. Infect. Dis. 2018, 67, 541–548, doi:10.1093/cid/ciy153.
36. Rajagopala, S.V.; Singh, H.; Yu, Y.; Zabokrtsky, K.B.; Torralba, M.G.; Moncera, K.J.; Frank, B.; Pieper, R.; Sender, L.; Nelson, K.E. Persistent Gut Microbial Dysbiosis in Children with ALL (ALL) During Chemotherapy. Microb. Ecol. 2020, 79, 1034–1043, doi:10.1007/s00248‐019‐01448‐x.
37. Chua, L.L.; Rajasuriar, R.; Lim, Y.A.L.; Woo, Y.L.; Loke, P.; Ariffin, H. Temporal changes in gut microbiota profile in children with ALL prior to commencement‐, during‐, and post‐cessation of chemotherapy. BMC Cancer 2020, 20, 151, doi:10.1186/s12885‐020‐6654‐5.
38. De Pietri, S.; Ingham, A.C.; Frandsen, T.L.; Rathe, M.; Krych, L.; Castro‐Mejia, J.L.; Nielsen, D.S.; Nersting, J.; Wehner, P.S.; Schmiegelow, K.; et al. Gastrointestinal toxicity during induction treatment for childhood ALL: The impact of the gut microbiota. Int J. Cancer 2020, 147, 1953–1962, doi:10.1002/ijc.32942.
39. Nearing, J.T.; Connors, J.; Whitehouse, S.; Van Limbergen, J.; Macdonald, T.; Kulkarni, K.; Langille, M.G.I. Infectious Complications Are Associated With Alterations in the Gut Microbiome in Pediatric Patients With ALL. Front. Cell Infect. Microbiol. 2019, 9, 28, doi:10.3389/fcimb.2019.00028.
40. Wang, Y.; Zeng, X.; Yang, X.; Que, J.; Du, Q.; Zhang, Q.; Zou, J. Oral Health, Caries Risk Profiles, and Oral Microbiome of Pediatric Patients with Leukemia Submitted to Chemotherapy. Biomed Res. Int 2021, 2021, 6637503, doi:10.1155/2021/6637503.
41. Chua, L.L.; Rajasuriar, R.; Azanan, M.S.; Abdullah, N.K.; Tang, M.S.; Lee, S.C.; Woo, Y.L.; Lim, Y.A.; Ariffin, H.; Loke, P. Reduced microbial diversity in adult survivors of childhood ALL and microbial associations with increased immune activation. Microbiome 2017, 5, 35, doi:10.1186/s40168‐017‐0250‐1.
42. Thomas, R.; Wong, W.S.W.; Saadon, R.; Vilboux, T.; Deeken, J.; Niederhuber, J.; Hourigan, S.K.; Yang, E. Gut microbial composition difference between pediatric ALL survivors and siblings. Pediatr Hematol. Oncol. 2020, 37, 475–488, doi:10.1080/08880018.2020.1759740.
43. Johnson, J.S.; Spakowicz, D.J.; Hong, B.Y.; Petersen, L.M.; Demkowicz, P.; Chen, L.; Leopold, S.R.; Hanson, B.M.; Agresta, H.O.; Gerstein, M.; et al. Evaluation of 16S rRNA gene sequencing for species and strain‐level microbiome analysis. Nat. Commun 2019, 10, 5029, doi:10.1038/s41467‐019‐13036‐1.
44. Lim, H.C.; Kim, C.S. Oral signs of acute leukemia for early detection. J. Periodontal. Implant. Sci. 2014, 44, 293–299, doi:10.5051/jpis.2014.44.6.293.
45. Lauritano, D.; Petruzzi, M.; Fumagalli, T.; Giacomello, M.S.; Caccianiga, G. Oral Manifestations in Children with ALL. Eur. J. Inflamm. 2012, 10, 65–68, doi:10.1177/1721727x120100s213.
46. Vacca, M.; Celano, G.; Calabrese, F.M.; Portincasa, P.; Gobbetti, M.; De Angelis, M. The Controversial Role of Human Gut Lachnospiraceae. Microorganisms 2020, 8, 573, doi:10.3390/microorganisms8040573.
47. Inaba, H.; Pei, D.; Wolf, J.; Howard, S.C.; Hayden, R.T.; Go, M.; Varechtchouk, O.; Hahn, T.; Buaboonnam, J.; Metzger, M.L.; et al. Infection‐related complications during treatment for childhood ALL. Ann. Oncol. 2017, 28, 386–392, doi:10.1093/annonc/mdw557.
48. Tidjani Alou, M.; Lagier, J.‐C.; Raoult, D. Diet influence on the gut microbiota and dysbiosis related to nutritional disorders. Hum. Microbiome J. 2016, 1, 3–11, doi:10.1016/j.humic.2016.09.001.
49. Milani, C.; Duranti, S.; Bottacini, F.; Casey, E.; Turroni, F.; Mahony, J.; Belzer, C.; Delgado Palacio, S.; Arboleya Montes, S.; Mancabelli, L.; et al. The First Microbial Colonizers of the Human Gut: Composition, Activities, and Health Implications of the Infant Gut Microbiota. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2017, 81, 20121173, doi:10.1128/MMBR.00036–17.
50. Henrick, B.M.; Chew, S.; Casaburi, G.; Brown, H.K.; Frese, S.A.; Zhou, Y.; Underwood, M.A.; Smilowitz, J.T. Colonization by B. infantis EVC001 modulates enteric inflammation in exclusively breastfed infants. Pediatr. Res. 2019, 86, 749–757, doi:10.1038/s41390‐019‐0533‐2.
51. Fattizzo, B.; Cavallaro, F.; Folino, F.; Barcellini, W. Recent insights into the role of the microbiome in malignant and benign hematologic diseases. Crit. Rev. Oncol. Hematol. 2021, 160, 103289, doi:10.1016/j.critrevonc.2021.103289.
52. Blijlevens, N.M.; Donnelly, J.P.; De Pauw, B.E. Mucosal barrier injury: Biology, pathology, clinical counterparts and consequences of intensive treatment for haematological malignancy: An overview. Bone Marrow Transplant. 2000, 25, 1269–1278, doi:10.1038/sj.bmt.1702447.
53. Zhang, X.; Shi, L.; Sun, T.; Guo, K.; Geng, S. Dysbiosis of gut microbiota and its correlation with dysregulation of cytokines in psoriasis patients. BMC Microbiol. 2021, 21, 78, doi:10.1186/s12866‐021‐02125‐1.
54. De Ryck, T.; Vanlancker, E.; Grootaert, C.; Roman, B.I.; De Coen, L.M.; Vandenberghe, I.; Stevens, C.V.; Bracke, M.; Van de Wiele, T.; Vanhoecke, B. Microbial inhibition of oral epithelial wound recovery: Potential role for quorum sensing molecules? AMB Express 2015, 5, 27, doi:10.1186/s13568‐015‐0116‐5.
55. Fijlstra, M.; Ferdous, M.; Koning, A.M.; Rings, E.H.H.M.; Harmsen, H.J.M.; Tissing, W.J.E. Substantial decreases in the number and diversity of microbiota during chemotherapy‐induced gastrointestinal mucositis in a rat model. Supportive Care Cancer 2014, 23, 1513–1522, doi:10.1007/s00520‐014‐2487‐6.
56. Kwong, Y.L.; Yeung, D.Y.; Chan, J.C. Intrathecal chemotherapy for hematologic malignancies: Drugs and toxicities. Ann. Hematol. 2009, 88, 193–201, doi:10.1007/s00277‐008‐0645‐y.
57. Zhou, B.; Xia, X.; Wang, P.; Chen, S.; Yu, C.; Huang, R.; Zhang, R.; Wang, Y.; Lu, L.; Yuan, F.; et al. Induction and Amelioration of Methotrexate‐Induced Gastrointestinal Toxicity are Related to Immune Response and Gut Microbiota. EBioMedicine 2018, 33, 122–133, doi:10.1016/j.ebiom.2018.06.029.
58. Ding, Y.H.; Qian, L.Y.; Pang, J.; Lin, J.Y.; Xu, Q.; Wang, L.H.; Huang, D.S.; Zou, H. The regulation of immune cells by Lactobacilli: A potential therapeutic target for anti‐atherosclerosis therapy. Oncotarget 2017, 8, 59915–59928, doi:10.18632/oncotarget.18346.
59. Ruiz, L.; Delgado, S.; Ruas‐Madiedo, P.; Sanchez, B.; Margolles, A. Bifidobacteria and Their Molecular Communication with the Immune System. Front. Microbiol. 2017, 8, 2345, doi:10.3389/fmicb.2017.02345.
60. Franzin, M.; Stefancic, K.; Lucafo, M.; Decorti, G.; Stocco, G. Microbiota and Drug Response in Inflammatory Bowel Disease. Pathogens 2021, 10, 211, doi:10.3390/pathogens10020211.
61. Zimmermann, M.; Zimmermann‐Kogadeeva, M.; Wegmann, R.; Goodman, A.L. Mapping human microbiome drug metabolism by gut bacteria and their genes. Nature 2019, 570, 462–467, doi:10.1038/s41586‐019‐1291‐3.
62. Fakhoury, M.; de Beaumais, T.; Medard, Y.; Jacqz‐Aigrain, E.; Suivi Thérapeutique Pharmacologique de la Société Française de Pharmacologie et de Thérapeutique. Therapeutic drug monitoring of 6‐thioguanine nucleotides in paediatric acute lymphoblastic leukaemia: Interest and limits. Therapie 2010, 65, 187–193, doi:10.2515/therapie/2010031.
63. Liu, F.; Ma, R.; Riordan, S.M.; Grimm, M.C.; Liu, L.; Wang, Y.; Zhang, L. Azathioprine, Mercaptopurine, and 5‐Aminosalicylic Acid Affect the Growth of IBD‐Associated Campylobacter Species and Other Enteric Microbes. Front. Microbiol. 2017, 8, 527, doi:10.3389/fmicb.2017.00527.
64. Rigby, R.J.; Carr, J.; Orgel, K.; King, S.L.; Lund, P.K.; Dekaney, C.M. Intestinal bacteria are necessary for doxorubicin‐induced intestinal damage but not for doxorubicin‐induced apoptosis. Gut Microbes 2016, 7, 414–423, doi:10.1080/19490976.2016.1215806.
65. Yan, A.; Culp, E.; Perry, J.; Lau, J.T.; MacNeil, L.T.; Surette, M.G.; Wright, G.D. Transformation of the Anticancer Drug Doxorubicin in the Human Gut Microbiome. ACS Infect. Dis. 2018, 4, 68–76, doi:10.1021/acsinfecdis.7b00166.
66. Dutta, D.; Lim, S.H. Bidirectional interaction between intestinal microbiome and cancer: Opportunities for therapeutic interventions. Biomark. Res. 2020, 8, 31, doi:10.1186/s40364‐020‐00211‐6.
67. Yang, J.; Liu, K.X.; Qu, J.M.; Wang, X.D. The changes induced by cyclophosphamide in intestinal barrier and microflora in mice. Eur. J. Pharmacol. 2013, 714, 120–124, doi:10.1016/j.ejphar.2013.06.006.
68. Viaud, S.; Saccheri, F.; Mignot, G.; Yamazaki, T.; Daillère, R.; Hannani, D.; Enot, D.P.; Pfirschke, C.; Engblom, C.; Pittet, M.J.; et al. The Intestinal Microbiota Modulates the Anticancer Immune Effects of Cyclophosphamide. Science 2013, 342, 971–976, doi:10.1126/science.1240537.
69. Vital, M.; Karch, A.; Pieper, D.H. Colonic Butyrate‐Producing Communities in Humans: An Overview Using Omics Data. mSystems 2017, 2, e00130‐17, doi:10.1128/mSystems.00130‐17.
70. Ryan, M.P.; Pembroke, J.T. Brevundimonas spp.: Emerging global opportunistic pathogens. Virulence 2018, 9, 480–493, doi:10.1080/21505594.2017.1419116.
71. van Vliet, M.J.; Tissing, W.J.; Rings, E.H.; Koetse, H.A.; Stellaard, F.; Kamps, W.A.; de Bont, E.S. Citrulline as a marker for chemotherapy induced mucosal barrier injury in pediatric patients. Pediatr Blood Cancer 2009, 53, 1188–1194, doi:10.1002/pbc.22210.
72. De Pietri, S.; Frandsen, T.L.; Christensen, M.; Grell, K.; Rathe, M.; Muller, K. Citrulline as a biomarker of bacteraemia during induction treatment for childhood acute lymphoblastic leukaemia. Pediatr Blood Cancer 2021, 68, e28793, doi:10.1002/pbc.28793.
73. Pelland‐Marcotte, M.‐C.; Pole, J.D.; Hwee, J.; Sutradhar, R.; Science, M.; Nathan, P.C.; Sung, L. Long‐Term Risk of Infections After Treatment of Childhood Leukemia: A Population‐Based Cohort Study Using Administrative Health Data. J. Clin. Oncol. 2019, 37, 2651–2660, doi:10.1200/jco.19.00570.
74. Oeffinger, K.C.; Mertens, A.C.; Sklar, C.A.; Kawashima, T.; Hudson, M.M.; Meadows, A.T.; Friedman, D.L.; Marina, N.; Hobbie, W.; Kadan‐Lottick, N.S.; et al. Chronic Health Conditions in Adult Survivors of Childhood Cancer. N. Engl. J. Med. 2006, 355, 1572–1582, doi:10.1056/NEJMsa060185.
75. Hudson, M.M.; Ness, K.K.; Gurney, J.G.; Mulrooney, D.A.; Chemaitilly, W.; Krull, K.R.; Green, D.M.; Armstrong, G.T.; Nottage, K.A.; Jones, K.E.; et al. Clinical Ascertainment of Health Outcomes Among Adults Treated for Childhood Cancer. JAMA 2013, 309, 2371–2381, doi:10.1001/jama.2013.6296.
76. Armstrong, G.T.; Kawashima, T.; Leisenring, W.; Stratton, K.; Stovall, M.; Hudson, M.M.; Sklar, C.A.; Robison, L.L.; Oeffinger, K.C. Aging and risk of severe, disabling, life‐threatening, and fatal events in the childhood cancer survivor study. J. Clin. Oncol 2014, 32, 1218–1227, doi:10.1200/JCO.2013.51.1055.
77. Gupta, S.; Allen‐Vercoe, E.; Petrof, E.O. Fecal microbiota transplantation: In perspective. Therap. Adv. Gastroenterol. 2016, 9, 229– 239, doi:10.1177/1756283X15607414.
78. Severyn, C.J.; Brewster, R.; Andermann, T.M. Microbiota modification in hematology: Still at the bench or ready for the bedside? Blood Adv. 2019, 3, 3461–3472, doi:10.1182/bloodadvances.2019000365.
79. Drekonja, D.; Reich, J.; Gezahegn, S.; Greer, N.; Shaukat, A.; MacDonald, R.; Rutks, I.; Wilt, T.J. Fecal Microbiota Transplantation for Clostridium difficile Infection: A Systematic Review. Ann. Intern. Med. 2015, 162, 630–638, doi:10.7326/M14‐2693.
80. Kim, P.; Gadani, A.; Abdul‐Baki, H.; Mitre, R.; Mitre, M. Fecal microbiota transplantation in recurrent Clostridium difficile infection: A retrospective single‐center chart review. JGH Open 2019, 3, 4–9, doi:10.1002/jgh3.12093.
81. FMT Trials. Available  online: https://clinicaltrials.gov/ct2/results?cond=fecal+microbiota+transplant&Search=Apply&age_v=&age=0&gndr=&type=&rslt= (accessed on 1 July 2021).
82. Bilinski, J.; Grzesiowski, P.; Sorensen, N.; Madry, K.; Muszynski, J.; Robak, K.; Wroblewska, M.; Dzieciatkowski, T.; Dulny, G.; Dwilewicz‐Trojaczek, J.; et al. Fecal Microbiota Transplantation in Patients With Blood Disorders Inhibits Gut Colonization With Antibiotic‐Resistant Bacteria: Results of a Prospective, Single‐Center Study. Clin. Infect. Dis. 2017, 65, 364–370, doi:10.1093/cid/cix252.
83. Le Bastard, Q.; Ward, T.; Sidiropoulos, D.; Hillmann, B.M.; Chun, C.L.; Sadowsky, M.J.; Knights, D.; Montassier, E. Fecal microbiota transplantation reverses antibiotic and chemotherapy‐induced gut dysbiosis in mice. Sci. Rep. 2018, 8, 6219, doi:10.1038/s41598‐018‐24342‐x.
84. Rotz, S.J.; Dandoy, C.E. The microbiome in pediatric oncology. Cancer 2020, 126, 3629–3637, doi:10.1002/cncr.33030.
85. Sharifi, M.; Moridnia, A.; Mortazavi, D.; Salehi, M.; Bagheri, M.; Sheikhi, A. Kefir: A powerful probiotics with anticancer properties. Med. Oncol. 2017, 34, 183, doi:10.1007/s12032‐017‐1044‐9.
86. Reyna‐Figueroa, J.; Barrón‐Calvillo, E.; García‐Parra, C.; Galindo‐Delgado, P.; Contreras‐Ochoa, C.; Lagunas‐Martínez, A.; Campos‐Romero, F.H.; Silva‐Estrada, J.A.; Limón‐Rojas, A.E. Probiotic Supplementation Decreases Chemotherapy‐induced Gastrointestinal Side Effects in Patients With Acute Leukemia. J. Pediatric Hematol. Oncol. 2019, 41, 468–472, doi:10.1097/mph.0000000000001497.
87. Reyna‐Figueroa, J.; Bejarano‐Juvera, A.A.; García‐Parra, C.; Barrón‐Calvillo, E.E.; Queipo‐Garcia, G.E.; Galindo‐Delgado, P. Decrease of Postchemotherapy Complications With the Use of Probiotics in Children With ALL. J. Pediatric Hematol. Oncol. 2021, 43, e457–e461, doi:10.1097/mph.0000000000001956.
88. Sherid, M.; Samo, S.; Sulaiman, S.; Husein, H.; Sifuentes, H.; Sridhar, S. Liver abscess and bacteremia caused by lactobacillus: Role of probiotics? Case report and review of the literature. BMC Gastroenterol. 2016, 16, 138, doi:10.1186/s12876‐016‐0552‐y.
89. Koyama, S.; Fujita, H.; Shimosato, T.; Kamijo, A.; Ishiyama, Y.; Yamamoto, E.; Ishii, Y.; Hattori, Y.; Hagihara, M.; Yamazaki, E.; et al. Septicemia from Lactobacillus rhamnosus GG, from a Probiotic Enriched Yogurt, in a Patient with Autologous Stem Cell Transplantation. Probiotics AntiMicrob. Proteins 2019, 11, 295–298, doi:10.1007/s12602‐018‐9399‐6.
90. Gibson, G.R.; Hutkins, R.; Sanders, M.E.; Prescott, S.L.; Reimer, R.A.; Salminen, S.J.; Scott, K.; Stanton, C.; Swanson, K.S.; Cani, P.D.; et al. Expert consensus document: The International Scientific Association for Probiotics and Prebiotics (ISAPP) consensus statement on the definition and scope of prebiotics. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2017, 14, 491–502, doi:10.1038/nrgastro.2017.75.
91. Smith, P.M.; Howitt, M.R.; Panikov, N.; Michaud, M.; Gallini, C.A.; Bohlooly‐Y, M.; Glickman, J.N.; Garrett, W.S. The Microbial Metabolites, Short‐Chain Fatty Acids, Regulate Colonic Treg Cell Homeostasis. Science 2013, 341, 569–573, doi:10.1126/science.1241165.
92. Zhang, S.L.; Wang, S.N.; Miao, C.Y. Influence of Microbiota on Intestinal Immune System in Ulcerative Colitis and Its Intervention. Front. Immunol. 2017, 8, 1674, doi:10.3389/fimmu.2017.01674.

Будьте здоровы!