Главная \ 2. Пробиотики (биодобавки) \ Микробиом человека \ Микрофлора ЖКТ \ Центральная роль колоноцитов в формировании микробиоты кишечника

Центральная роль колоноцитов в формировании микробиоты кишечника

КОЛОНОЦИТЫ ИГРАЮТ ЦЕНТРАЛЬНУЮ РОЛЬ В ФОРМИРОВАНИИ МИКРОБИОТЫ КИШЕЧНИКА

Метаболизм колоноцитов формирует микробиоту кишечника

Yael Litvak et al.

Colonocyte metabolism shapes the gut microbiota.

Science 30 Nov 2018: Vol. 362, Issue 6418

РЕЗЮМЕ

_{Прим. ред.: Колоноцит - эпителиальная клетка слизистой толстого кишечника.}

Дисбаланс в микробиоте толстой кишки может лежать в основе многих заболеваний человека, но механизмы, поддерживающие гомеостаз, остаются неуловимыми. Недавние исследования показывают, что метаболизм колоноцитов функционирует как контрольный переключатель, опосредующий сдвиг между гомеостатическими и дисбиотическими сообществами. Во время гомеостаза метаболизм колоноцитов направлен на окислительное фосфорилирование, что приводит к высокому потреблению эпителием кислорода. Последующая эпителиальная гипоксия помогает поддерживать микробное сообщество, в котором доминируют облигатные анаэробные бактерии, которые приносят пользу, превращая клетчатку в продукты брожения, поглощенные хозяином. Условия, которые изменяют метаболизм эпителия толстой кишки, усиливают оксигенацию эпителия, тем самым стимулируя экспансию факультативных анаэробных бактерий - признака дисбактериоза толстой кишки. Кишечные патогены нарушают метаболизм колоноцитов, чтобы избежать защиты ниш, обеспечиваемой кишечной микробиотой. Обратная стратегия - метаболическое перепрограммирование для восстановления гипоксии колоноцитов - представляет собой многообещающий новый терапевтический подход для восстановления баланса микробиоты толстой кишки при широком спектре заболеваний человека.

Одной из главных задач нашей иммунной системы является защита от микробных патогенов, таких как бактерии, вирусы, паразиты или грибы, путем распознавания этих нарушителей и удаления их из организма. Возникающая область исследований микробиоты повысила осведомленность о том, что наша иммунная система может также действовать, чтобы сбалансировать микробные сообщества, населяющие нашу кожу и слизистые оболочки (микробиота). Хотя мы знаем в некоторых деталях иммунные функции, которые контролируют микробные патогены, мы мало знаем о типах клеток-хозяев и механизмах, участвующих в уравновешивании нашего микробного "я". Понимание того, как наша иммунная система поддерживает гомеостаз, имеет особое значение в толстой кишке, потому что она содержит самое большое микробное сообщество в нашем организме. Последние достижения в области высокопроизводительного секвенирования связывают дисбаланс в этом микробном сообществе (дисбактериоз) со многими хроническими заболеваниями человека, включая колоректальный рак, ожирение, диабет, артрит, астму, сердечно-сосудистые заболевания и неврологические расстройства [обзор в (1)]. Однако определение того, что представляет собой сбалансированное микробное сообщество в толстой кишке, является чрезвычайно сложной задачей, поскольку резидентная микробиота весьма разнообразна (2), различается между отдельными особями (3) и изменяется с изменением рациона питания (4). В свою очередь, незнание особенностей, характеризующих сбалансированную микробиоту толстой кишки, препятствует прогрессу в определении иммунных функций или типов клеток, необходимых для поддержания гомеостаза в толстой кишке.

Гомеостаз: вытягивание диффузных понятий в фокус внимания

Ключ к разгадке иммунных функций, важных для балансировки микробиоты, появился при рассмотрении коэволюции микробных сообществ с их хозяевами с экологической точки зрения, которая предполагает, что иммунная система поддерживает гомеостаз, формируя микробиоту, чтобы быть полезной (5). Применение этой концепции к микробиоте толстой кишки ставит в центр внимания преимущества, предоставляемые этим микробным сообществом, которое заключается в помощи в переваривании питательных веществ, которые не могут быть обработаны ферментами хозяина. В частности, сложные пищевые углеводы (клетчатка) расщепляются кишечной микробиотой на продукты ферментации, которые поглощаются хозяином (6) и способствуют питанию хозяина (7), развитию иммунитета (8-11) и защите ниши от кишечных патогенов (12). Бактериальное разнообразие в толстой кишке полезно, потому что оно увеличивает вероятность включения видов, которые могут расщеплять любые сложные углеводы на продукты ферментации (13). Представители классов Clostridia (тип Firmicutes) и Bacteroidia (тип Bacteroidetes), которые доминируют в сообществе облигатных анаэробных бактерий во взрослой толстой кишке, дают преимущество, поскольку они кодируют широкий спектр ферментов для гидролиза различных сложных углеводов (14). В противоположность этому факультативные анаэробные бактерии, такие как представители рода Proteobacteria, не специализируются на потреблении клетчатки и могут даже мешать питанию хозяина, превращая продукты ферментации в углекислый газ при наличии кислорода (15, 16). Таким образом, рассмотрение контроля хозяина над микробами с экологической точки зрения предсказывает, что наша иммунная система поддерживает гомеостаз, формируя кишечную микробиоту, чтобы она была разнообразной и доминировала облигатными анаэробными бактериями, тем самым гарантируя, что это микробное сообщество приносит пользу, производя продукты ферментации из клетчатки (17).

Исследования механизмов контроля хозяина, которые формируют кишечную микробиоту, чтобы быть полезными, показывают, что эпителиальные клетки толстой кишки (колоноциты) играют центральную роль в этом процессе (12), что несколько удивительно, поскольку иммунные функции обычно связаны с клетками кроветворной линии. Эпителий толстой кишки постоянно обновляется стволовыми клетками толстой кишки, расположенными в основании кишечных желез, называемых криптами Либеркюна. Асимметричное клеточное деление стволовых клеток толстой кишки порождает транзитно-амплифицирующие клетки-ранний промежуточный тип клеток, участвующий в регенерации тканей, который делится конечное число раз, пока окончательно не дифференцируется в различные типы эпителиальных клеток, включая колоноциты, энтероэндокринные клетки и бокаловидные клетки (18). Делящиеся клетки, расположенные в основании крипт, получают энергию через анаэробный гликолиз, который характеризуется превращением глюкозы в лактат даже в присутствии кислорода (19), процесс, известный как метаболизм Варбурга (20). Для эпителиальной дифференцировки необходим PPAR-γ (рецептор-активатор пролифератора-пероксисом-γ) (21), ядерный рецептор, в основном синтезируемый в дифференцированных клетках эпителия толстой кишки грызунов и человека (22). PPAR-γ активирует метаболизм жирных кислот, что приводит к β-окислению митохондрий длинноцепочечных и короткоцепочечных жирных кислот и потреблению кислорода посредством окислительного фосфорилирования (23-25). Этот энергетический метаболизм зрелых колоноцитов характеризуется высоким потреблением кислорода, что приводит к парциальному давлению кислорода менее 7,6 мм рт. ст. (<1% кислорода), состоянию, известному как эпителиальная гипоксия (26). Поскольку кислород свободно диффундирует через биологические мембраны, эпителиальная гипоксия ограничивает количество кислорода, выделяющегося с поверхности слизистой оболочки, что помогает поддерживать анаэробиоз в просвете кишечника (рис. 1А) (27). В свою очередь, анаэробиоз гарантирует, что в микробиоте толстой кишки преобладают облигатные анаэробные бактерии, которые приносят пользу хозяину, превращая волокно в продукты ферментации (17). Благодаря такому механизму эпителий толстой кишки формирует микробиоту, которая является полезной, тем самым поддерживая гомеостаз кишечника.

Рис. 1. Эпителиальный метаболизм формирует микробиоту толстой кишки.

(А) во время гомеостаза кишечника облигатные анаэробные бактерии превращают клетчатку в продукты ферментации, такие как бутират, для поддержания дифференцированных колоноцитов в состоянии С2-перекошенного метаболизма. Метаболизм С2-перекошенных колоноцитов характеризуется высоким потреблением кислорода, который поддерживает эпителиальную гипоксию (<1% кислорода) для ограничения количества кислорода, диффундирующего в просвет кишечника. Цветовая шкала внизу указывает на уровень кислорода (O₂), который находится между 3% и 10% в нормоксической ткани (85). (B) нарушение микробиоты кишечника в результате обработки антибиотиками приводит к истощению продуктов ферментации микробного происхождения, вызывая метаболическую переориентацию терминально дифференцированных колоноцитов в сторону смещенного метаболизма С1, который характеризуется высоким высвобождением лактата, низким потреблением кислорода и повышенным синтезом iNOS-фермента, генерирующего оксид азота (NO). Превращение оксида азота в нитрат (NO₃^–) в просвете кишечника вместе с кислородом (O₂), исходящим из С1-перекошенных колоноцитов, обеспечивают акцепторы электронов, которые стимулируют экспансию факультативных анаэробных бактерий. (C) Повреждение эпителия активирует репаративные реакции эпителия, включая высвобождение R-спондина 2 для стимуляции клеточного деления недифференцированных транзиторно-амплифицирующих клеток. Чрезмерное клеточное деление недифференцированных транзиторно-амплифицирующих клеток приводит к гиперплазии крипты толстой кишки и повышенной оксигенации эпителия. Нитраты и кислород, выделяющиеся с поверхности слизистой оболочки при гиперплазии крипты толстой кишки, стимулируют экспансию факультативных анаэробных бактерий.

PM, перикриптальный миофибробласт; SC, стволовая клетка; TA, недифференцированная транзитно-амплифицируемая клетка; C2, терминально дифференцированный C2-скошенный колоноцит; C1, терминально дифференцированный C1-скошенный колоноцит; GC, бокаловидная клетка.

Метаболизм колоноцитов приводит к дисбактериозу кишечника

Вышеприведенные соображения позволяют предположить, что эпителий толстой кишки может способствовать иммунным функциям, которые поддерживают гомеостаз, формируя благоприятную микробиоту (5). Таким образом, дисбаланс в микробном сообществе может быть вызван глубинным дефектом иммунных функций эпителия, которые поддерживают гомеостаз в толстой кишке (17). Дисбактериоз толстой кишки обычно ассоциируется с повышенным обилием факультативных анаэробных бактерий (28, 29), что наблюдается у лиц, проходящих антибактериальную терапию (30), потребляющих высокожирную западную диету (31, 32) или страдающих воспалительными заболеваниями кишечника (33), колоректальным раком (34), синдромом раздраженного кишечника (35, 36) или некротизирующим энтероколитом (37). Поскольку только факультативные анаэробные бактерии могут дышать кислородом, было высказано предположение, что сдвиг в микробном сообществе от облигатных к факультативным анаэробным бактериям может быть связан с нарушением анаэробиоза, концепцией, известной как “кислородная гипотеза” (см. 38). Теперь мы знаем, что популяция факультативных анаэробных бактерий расширяется в толстой кишке во время дисбактериоза, потому что нарушение эпителиальной гипоксии увеличивает количество кислорода, исходящего из эпителия толстой кишки (39). Таким образом, сдвиг в составе микробиоты толстой кишки от облигатных к факультативным анаэробным бактериям, связанный со многими хроническими заболеваниями человека, может иметь общую основу для дисфункции колоноцитов (27).

Раннее понимание механизмов, нарушающих гомеостаз кишечника, было получено в результате изучения эффекта антибиотикотерапии (40), которая изменяет метаболизм эпителия за счет истощения микробов, продуцирующих продукты ферментации, включая короткоцепочечные жирные кислоты бутират, пропионат и ацетат (12). Короткоцепочечные жирные кислоты всасываются в толстой кишке, где они связываются с рецепторами, связанными с G–белком, чтобы поддерживать регуляторный пул Т-клеток в слизистой оболочке мыши, тем самым ингибируя воспаление кишечника (8-11). Бутират активирует PPAR-γ сигнализацию в эпителиальных клетках человека (41), чтобы стимулировать метаболизм поверхностных колоноцитов в сторону митохондриального β-окисления жирных кислот (23 -25), что важно для поддержания эпителиальной гипоксии (12). Таким образом, опосредованное антибиотиками истощение короткоцепочечных жирных кислот подавляет эпителиальную сигнализацию PPAR-γ (12 ) и снижает количество регуляторных Т-клеток в мышиных моделях (8, 11). В результате лечения антибиотиками повышается воспалительный тонус слизистой оболочки толстой кишки (42). Сопутствующее усиление воспалительных сигналов смещает метаболизм терминально дифференцированных поверхностных колоноцитов в сторону анаэробного гликолиза, метаболизма, характеризующегося низким потреблением кислорода, высоким потреблением глюкозы и высоким высвобождением лактата (12, 43). Это метаболическое перепрограммирование приводит к потере эпителиальной гипоксии (40). В свою очередь, повышенная оксигенация эпителия повышает количество кислорода, поступающего с поверхности слизистой оболочки, тем самым стимулируя расширение факультативных анаэробных бактерий за счет аэробного дыхания (рис. 1B) (12, 44).

Метаболическая поляризация колоноцитов

Картина, возникающая в результате этих исследований, заключается в том, что в здоровом кишечнике бутират-активированный PPAR-γ сигнализирует о повышении потребления кислорода в терминально дифференцированных колоноцитах за счет поляризации их внутриклеточного метаболизма в сторону митохондриального β-окисления жирных кислот. Однако провоспалительные сигналы могут изменять фенотип колоноцитов, переориентируя их метаболизм в сторону анаэробного гликолиза, тем самым снижая потребление кислорода, что в конечном итоге приводит к сдвигу микробного сообщества от облигатных к факультативным анаэробным бактериям (17). Эти два противоположных фенотипа колоноцитов поразительно похожи на альтернативно активированные (М2) и классически активированные (М1) поляризационные состояния макрофагов, которые также требуют обратимого метаболического перепрограммирования. Хотя дихотомия М1-М2 является чрезмерным упрощением, макрофаги in vivo регулярно имитируют поляризационные состояния М1 или М2, что по-прежнему делает эту номенклатуру полезной (45). Во время поляризации М2 интерлейкин IL-4 и IL-13 индуцируют сигнализацию STAT6 для активации PPAR-γ, которая приводит энергетический метаболизм макрофагов к митохондриальному β-окислению жирных кислот и окислительному фосфорилированию (Рис. 2А) (46). Напротив, макрофаги М1 появляются, когда провоспалительные сигналы, такие как гамма-интерферон (IFN-γ) или липополисахарид (LPS), поляризуют метаболизм макрофагов в сторону анаэробного гликолиза, тем самым увеличивая потребление глюкозы и высвобождение лактата (рис. 2B) (45). Одним из метаболических признаков макрофагов М1 является превращение L-аргинина и кислорода в оксид азота и L-цитруллин с помощью индуцибельной синтазы оксида азота (iNOS). Аналогично, метаболическая поляризация колоноцитов в сторону анаэробного гликолиза сопровождается повышением синтеза iNOS и повышением продукции оксида азота (12). В просвете кишечника оксид азота превращается в нитрат, который может быть использован многими факультативными анаэробными бактериями в качестве акцептора электронов для анаэробного дыхания (47). В свою очередь, нитрат, полученный из колоноцитов, способствует дисбиотическому расширению факультативных анаэробных протеобактерий, таких как Escherichia coli, в толстой кишке мышей, получавших антибиотики (12,42,44). В совокупности эти данные указывают на то, что различные метаболические состояния, принятые колоноцитами во время гомеостаза кишечника или дисбактериоза, очень напоминают метаболическое Программирование макрофагов М2 или М1.

Рис. 2. Распространение парадигмы M1 / M2 на колоноциты.

(А и B) сигнализация цитокинов может поляризовать метаболизм и функцию макрофагов - процесс, который является обратимым. (A) IL-4 и IL-13 стимулируют поляризацию в альтернативно активированных макрофагах М2 путем индуцирования сигнала STAT6 для запуска PPAR-γ-зависимой активации митохондриального β-окисления и сопутствующей репрессии гена Nos2. (B) Провоспалительные сигналы, такие как IFN-γ, стимулируют поляризацию в классически активированных макрофагах М1, смещая метаболизм клетки-хозяина в сторону анаэробного гликолиза. (C) Микробиота превращает клетчатку в продукты ферментации, такие как бутират, который стимулирует метаболическую поляризацию в гомеостатически активированные колоноциты С2, индуцируя PPAR-γ–зависимую активацию митохондриального β-окисления, тем самым снижая оксигенацию эпителия. (D) Провоспалительные сигналы стимулируют метаболическую поляризацию в колоноцитах С1 путем смещения метаболизма клетки хозяина в сторону анаэробного гликолиза, тем самым увеличивая оксигенацию эпителия, что приводит к выделению кислорода (O2) из поверхности эпителия. Лактат, образующийся при анаэробном гликолизе, высвобождается в просвет кишечника, тогда как оксид азота (NO), вырабатываемый iNOS, превращается в нитрат (NO₃^–).

Чтобы лучше понять, как хозяин формирует свою кишечную микробиоту, представляется полезным расширить представление о том, что метаболические особенности даже негематопоэтических клеток хозяина глубоко связаны с иммунными функциями. По аналогии с поляризацией макрофагов, производные от микробиоты сигналы, такие как короткоцепочечные жирные кислоты, индуцируют гомеостатическое состояние активации (С2) в колоноцитах для поддержания анаэробиоза (рис. 2С), что в свою очередь обеспечивает доминирование облигатных анаэробных бактерий в микробном сообществе, тем самым завершая кругооборот и гарантируя микробное превращение клетчатки в продукты брожения (рис. 1А). И наоборот, дисбактериоз возникает тогда, когда эпителий толстой кишки теряет свое гомеостатическое состояние С2. Например, метаболическое перепрограммирование терминально дифференцированных колоноцитов в сторону ассоциированного с воспалением состояния активации (С1) (рис. 2D) (12, 43) повышает люминальную доступность респираторных акцепторов электронов хозяина, тем самым подпитывая дисбиотическую экспансию факультативных анаэробных энтеробактерий, семейства в составе типа Proteobacteria (12). Таким образом, поддержание состава микробиоты, характерного для здорового кишечника, тесно связано с гомеостатическим С2-перекошенным метаболизмом дифференцированных поверхностных колоноцитов в толстой кишке.

Метаболизм колоноцитов при язвенном колите

Гомеостатическая С2-скошенная поверхность эпителия толстой кишки также может быть потеряна при чрезмерной репарации эпителия, которая наблюдается при язвенном колите - воспалительном заболевании кишечника, поражающем толстую кишку. Для восстановления эпителиального повреждения перикриптальные миофибробласты секретируют митоген R-спондин 2, который запускает деление стволовых клеток толстой кишки и недифференцированных транзиторно-амплифицирующих клеток вблизи основания крипт (48). Чрезмерная репарация эпителия приводит к накоплению делящихся транзитно-амплифицирующих клеток,тем самым вызывая удлинение крипты. Это гистопатологическое изменение известно как гиперплазия крипты толстой кишки (48), которая является общей особенностью язвенного колита. Эта гиперплазия приводит к уменьшению количества терминально дифференцированных эпителиальных клеток, таких как бокаловидные клетки, и сопутствующему истончению слизистого слоя у больных язвенным колитом (49, 50). Поскольку PPAR-γ в основном синтезируется в терминально дифференцированных эпителиальных клетках (22), накопление недифференцированных транзитно-амплифицирующих клеток, как ожидается, снизит эпителиальный синтез PPAR-γ при гиперплазии крипты толстой кишки, тем самым снижая митохондриальное β-окисление жирных кислот в эпителии толстой кишки. В соответствии с этим прогнозом клетки эпителия толстой кишки у больных язвенным колитом демонстрируют более низкий эпителиальный синтез PPAR-γ (51) и пониженное митохондриальное β-окисление бутирата до углекислого газа (52). Низкий эпителиальный синтез PPAR-γ, возникающий в результате накопления транзитно-амплифицирующих клеток, может также способствовать развитию "дырявой кишки"; уменьшенная эпителиальная сигнализация PPAR-γ увеличивает проницаемость толстой кишки в модели колита крыс (53), предположительно потому, что PPAR-γ регулирует молекулы плотного соединения в эпителиальных клетках (рис. 2С) (54). Метаболизм транзитно-амплифицирующих клеток характеризуется низким потреблением кислорода (19), поэтому накопление этих клеток увеличивает оксигенацию эпителия (55). Другим побочным продуктом колита является образование нитратов в просвете кишечника (56), которое зависит от синтеза фермента хозяина iNOS (47). Повышенная люминальная доступность кислорода и нитратов позволяет популяциям факультативных анаэробных энтеробактерий, таких как кишечная палочка, расширяться в мышиных моделях язвенного колита (Рис.1С) (47, 57). Таким образом, гипотеза о том, что дисанаэробиоз является движущей силой дисбиоза при язвенном колите (38, 58), может быть механистически объяснена на животных моделях потерей С2-скошенной эпителиальной поверхности при гиперплазии крипты толстой кишки.

Наблюдение за тем, что язвенный колит может реагировать на лечение антибиотиками, позволяет предположить, что дисбактериоз усугубляет воспаление кишечника (59), хотя основной механизм этого заболевания еще не полностью разрешен. Однако нарушение микробиоты кишечника антибиотиками широкого спектра действия само по себе связано с дисбактериозом (60), что указывает на то, что рациональное манипулирование микробиотой кишечника, направленное только на потенциально вредные микробы, может принести большую пользу. В соответствии с этой идеей воспаление кишечника может быть умерено путем избирательного ингибирования экспансии факультативных анаэробных энтеробактерий путем точного редактирования микробиоты кишечника в мышиных моделях язвенного колита (61). Этот подход основан на селективном ингибировании молибденовых кофакторзависимых микробных дыхательных путей, которые функционируют только во время эпизодов воспаления (61), тем самым обеспечивая доказательство концепции, что рациональная химическая модуляция специфической ферментативной активности в сложных микробных сообществах может быть разработана в качестве стратегии вмешательства (62).

Поскольку хозяин поддерживает гомеостаз, используя С2-смещенный метаболизм колоноцитов, использование этого эпителиального механизма контроля в терапевтических целях может быть альтернативной стратегией для восстановления баланса микробиоты. В частности, ожидается, что PPAR-γ–опосредованная дифференцировка транзиторно-амплифицирующих клеток в колоноциты восстановит эпителиальную поверхность типа С2, тем самым устраняя дисбактериоз и уменьшая воспаление. В соответствии с этой идеей лечение агонистами PPAR-γ уменьшает гиперплазию крипт путем ингибирования чрезмерного деления транзиторно-амплифицирующих клеток (63). Кроме того, местное лечение поверхности эпителия агонистом PPAR-γ 5-аминосалициловой кислотой является терапией первой линии для доведения легких и умеренных случаев язвенного колита до ремиссии (64-67) и связано со снижением обилия протеобактерий в кишечной микробиоте (68). Эти данные подтверждают гипотезу о том, что восстановление баланса микробиоты кишечника путем восстановления гомеостатического состояния С2 поверхности толстой кишки (12) представляет собой возможный терапевтический подход для восстановления гомеостаза (68).

Патогены манипулируют метаболизмом колоноцитов для роста

Некоторые внутриклеточные бактериальные патогены могут изменять поляризацию макрофагов для получения питательных веществ из клеток хозяина, чтобы поддерживать рост микроорганизмов и долгосрочную персистенцию в ткани хозяина (69). Одним из примеров является Brucella abortus, патоген, который сохраняется в M2-поляризованных макрофагах печени и селезенки мышей. PPAR-γ-активированное β-окисление жирных кислот приводит к высокой доступности глюкозы (рис. 2А), источник углерода, который питает рост патогена в альтернативно активированных макрофагах (70). Подобно использованию поляризации макрофагов, недавние открытия показывают, что бактериальные патогены могут также манипулировать метаболизмом колоноцитов, чтобы способствовать их люминальному росту во время конкуренции с кишечной микробиотой.

Важной функцией С2-скошенной поверхности толстой кишки является ограничение люминальной доступности респираторных электронных акцепторов хозяина, что обеспечивает защиту ниши от факультативных анаэробных кишечных патогенов (60). Кишечный патоген Salmonella enterica (семейство Enterobacteriaceae) преодолевает такую защиту ниши, используя свои факторы вирулентности для запуска тяжелого острого кишечного воспаления (71). Нейтрофилы, мигрирующие в просвет кишечника во время воспаления кишечника, истощают Clostridia spp. (72, 73). Это приводит к снижению концентрации короткоцепочечных жирных кислот, которые направляют метаболизм терминально дифференцированных колоноцитов в сторону ассоциированного с воспалением состояния активации С1 и повышенной оксигенации эпителия (43, 74). Дыхательный всплеск фагоцитов, мигрирующих в просвет кишечника при S. enterica-индуцированном колите, генерирует дополнительные акцепторы электронов для анаэробного дыхания, включая нитрат (75, 76) и тетратионат (77) (рис. 3А). С. enterica использует комбинацию аэробного и анаэробного дыхания для расширения просвета воспаленной кишки (74). Дыхание обеспечивает S. enterica преимущество роста по сравнению с облигатными анаэробными бактериями, поскольку оно позволяет патогену потреблять продукты ферментации, полученные из микробиоты, такие как сукцинат (16), бутират (15), этаноламин (78) или 1,2-пропандиол (79). Интересно, что высокое высвобождение лактата характерно для С1-скошенной поверхности эпителия (рис. 1B) также обеспечивает S. enterica источником углерода, полученного от хозяина, для поддержки его респираторного роста (43) (рис. 3А). Таким образом, S. enterica использует свои факторы вирулентности для направления поверхности эпителия в состояние активации С1, которое обеспечивает патогену как акцептор электронов хозяина (т. е. кислород), так и источник углерода хозяина (т. е. лактат) и, таким образом, позволяет ему вытеснять облигатные анаэробные бактерии в просвете кишечника (43, 74).

Рис. 3. Кишечные патогены преодолевают защиту ниш, манипулируя метаболизмом колоноцитов.

(А) S. enterica (Salmonella) использует свои факторы вирулентности для запуска трансэпителиальной миграции нейтрофилов, что приводит к истощению клостридий, тем самым снижая люминальную концентрацию короткоцепочечных жирных кислот, таких как бутират. Последующее метаболическое перепрограммирование эпителия повышает люминальную биодоступность кислорода (О₂) и лактата. Воспалительная реакция порождает дополнительные акцепторы электронов, в том числе тетрати– онат (S₄O₆^2–) и нитрат (NO₃^-). Эти ресурсы, полученные от хозяина, способствуют расширению факультативно-анаэробного патогена. (B) Факторы вирулентности C. rodentium (Citrobacter) вызывают повреждение эпителия, тем самым вызывая реакции репарации эпителия, приводящие к гиперплазии крипты толстой кишки. Возникающее в результате этого увеличение оксигенации эпителия приводит к расширению C. rodentium за счет аэробного дыхания. APC, антигенпрезентирующая клетка; PMN, нейтрофил; другие сокращения, как на рис. 1.

Citrobacter rodentium (семейство Enterobacteriaceae)-кишечный патоген мышей, использующий механизмы вирулентности, сходные с теми, которые используются человеческими прикрепляющимися и исчезающими патогенами, такими как энтеропатогенная кишечная палочка (EPEC) или энтерогеморрагическая кишечная палочка (EHEC) (80). C. rodentium использует свои факторы вирулентности для интимного прикрепления к поверхности толстой кишки, что позволяет патогену конкурировать с кишечной микробиотой (81, 82). Повреждение эпителия, вызванное факторами вирулентности C. rodentium, вызывает чрезмерную репарацию эпителия, приводящую к гиперплазии крипты толстой кишки и накоплению недифференцированных транзиторно-амплифицирующих клеток на поверхности слизистой оболочки (рис. 1С) (80). В результате потери С2-скошенного эпителия увеличивается количество кислорода, поступающего с поверхности слизистой оболочки, и ускоряется рост C. rodentium за счет аэробного дыхания (55) (рис. 3B). Дыхание поддерживает рост C. rodentium на продуктах ферментации, полученных из микробиоты, таких как формиат, что позволяет патогену конкурировать с кишечной микробиотой (55). Эти результаты указывают на то, что как S. enterica, так и C. rodentium используют свои факторы вирулентности для абляции гомеостатической С2-скошенной поверхности толстой кишки, хотя и с помощью различных механизмов. Однако в каждом случае патоген изменяет метаболизм колоноцитов, чтобы получить критические ресурсы от клеток- хозяев, позволяющие ему конкурировать с резидентной кишечной микробиотой. Таким образом, нарушение клеточного метаболизма колоноцитов кишечными патогенами становится новой стратегией преодоления нишевой защиты, обеспечиваемой кишечной микробиотой.

Будущие направления деятельности

Открытие, что колоноциты играют центральную роль в формировании кишечной микробиоты, указывает на изменения в метаболизме колоноцитов как на распространенный фактор дисбактериоза в толстом кишечнике (17). Мы утверждаем, что метаболическая поляризация колоноцитов функционирует как контрольный переключатель для кишечной микробиоты, опосредующий сдвиг между сбалансированными и дисбиотическими сообществами. Имеются убедительные доказательства того, что потеря С2-перекошенных колоноцитов способствует дисбактериозу у мышей, получавших антибиотики (12), химически индуцированному колиту (47,57) или заражению кишечными патогенами (43,55,74). Снижение синтеза PPAR-γ в толстой кишке наблюдалось у макак-резусов, хронически инфицированных вирусом иммунодефицита обезьян (83), что позволяет предположить, что изменение метаболизма колоноцитов может также лежать в основе экспансии протеобактерий, наблюдаемой у ВИЧ-инфицированных субъектов (84). Однако необходима дополнительная работа для изучения того, вызваны ли изменения в микробном сообществе от облигатных до факультативных анаэробных бактерий, наблюдаемые у пациентов с колоректальным раком (34) или синдромом раздраженного кишечника (35, 36), или у лиц, потребляющих диету с высоким содержанием жиров в западном стиле (31, 32), основной потерей С2-перекошенных колоноцитов. Мнение о том, что наша иммунная система уравновешивает микробиоту толстой кишки, поддерживая С2-скошенную эпителиальную поверхность, предполагает, что использование этого механизма контроля хозяина для терапевтических средств может стать альтернативой нацеливанию самих микробов на устранение дисбактериоза и может привести к новым терапевтическим стратегиям для восстановления баланса микробиоты толстой кишки в широком спектре заболеваний человека.

Литература:

1. P. D. Cani, Gut microbiota—at the intersection of everything? Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 14, 321–322 (2017).

2. P. B. Eckburg et al., Diversity of the human intestinal microbial flora. Science 308, 1635–1638 (2005).

3. J. Tap et al., Towards the human intestinal microbiota phylogenetic core. Environ. Microbiol. 11, 2574–2584 (2009).

4. P. J. Turnbaugh et al., The effect of diet on the human gut microbiome: A metagenomic analysis in humanized gnotobiotic mice. Sci. Transl. Med. 1, 6ra14 (2009).

5. K. R. Foster, J. Schluter, K. Z. Coyte, S. Rakoff-Nahoum, The evolution of the host microbiome as an ecosystem on a leash. Nature 548, 43–51 (2017).

6. G. den Besten et al., The role of short-chain fatty acids in the interplay between diet, gut microbiota, and host energy metabolism. J. Lipid Res. 54, 2325–2340 (2013).

7. O. C. Velázquez, H. M. Lederer, J. L. Rombeau, Butyrate and the colonocyte. Production, absorption, metabolism, and therapeutic implications. Adv. Exp. Med. Biol. 427, 123–134 (1997).

8. K. Atarashi et al., Induction of colonic regulatory T cells by indigenous Clostridium species. Science 331, 337–341 (2011).

9. N. Arpaia et al., Metabolites produced by commensal bacteria promote peripheral regulatory T-cell generation. Nature 504, 451–455 (2013).

10. Y. Furusawa et al., Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature 504, 446–450 (2013).

11. P. M. Smith et al., The microbial metabolites, short-chain fatty acids, regulate colonic Treg cell homeostasis. Science 341, 569–573 (2013).

12. M. X. Byndloss et al., Microbiota-activated PPAR-g signaling inhibits dysbiotic Enterobacteriaceae expansion. Science 357, 570–575 (2017).

13. N. T. Porter, E. C. Martens, The Critical Roles of Polysaccharides in Gut Microbial Ecology and Physiology. Annu. Rev. Microbiol. 71, 349–369 (2017).

14. A. El Kaoutari, F. Armougom, J. I. Gordon, D. Raoult, B. Henrissat, The abundance and variety of carbohydrateactive enzymes in the human gut microbiota. Nat. Rev. Microbiol. 11, 497–504 (2013).

15. D. N. Bronner et al., Genetic Ablation of Butyrate Utilization Attenuates Gastrointestinal Salmonella Disease. Cell Host Microbe 23, 266–273.e4 (2018).

16. L. Spiga et al., An Oxidative Central Metabolism Enables Salmonella to Utilize Microbiota-Derived Succinate. Cell Host Microbe 22, 291–301.e6 (2017).

17. M. X. Byndloss, A. J. Bäumler, The germ-organ theory of noncommunicable diseases. Nat. Rev. Microbiol. 16, 103–110 (2018).

18. N. Barker, M. van de Wetering, H. Clevers, The intestinal stem cell. Genes Dev. 22, 1856–1864 (2008).

19. Y. Y. Fan et al., A bioassay to measure energy metabolism in mouse colonic crypts, organoids, and sorted stem cells. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 309, G1–G9 (2015).

20. O. Warburg, F. Wind, E. Negelein, The Metabolism of Tumors in the Body. J. Gen. Physiol. 8, 519–530 (1927).

21. Z. Tylichová et al., Activation of autophagy and PPARg protect colon cancer cells against apoptosis induced by interactive effects of butyrate and DHA in a cell type-dependent manner: The role of cell differentiation. J. Nutr. Biochem. 39, 145–155 (2017).

22. M. Lefebvre et al., Peroxisome proliferator-activated receptor g is induced during differentiation of colon epithelium cells. J. Endocrinol. 162, 331–340 (1999).

23. K. Duszka, M. Oresic, C. Le May, J. König, W. Wahli, PPARg Modulates Long Chain Fatty Acid Processing in the Intestinal Epithelium. Int. J. Mol. Sci. 18, 2559 (2017).

24. D. R. Donohoe et al., The microbiome and butyrate regulate energy metabolism and autophagy in the mammalian colon. Cell Metab. 13, 517–526 (2011).

25. W. E. Roediger, Role of anaerobic bacteria in the metabolic welfare of the colonic mucosa in man. Gut 21, 793–798 (1980).

26. G. T. Furuta et al., Hypoxia-inducible factor 1-dependent induction of intestinal trefoil factor protects barrier function during hypoxia. J. Exp. Med. 193, 1027–1034 (2001).

27. Y. Litvak, M. X. Byndloss, R. M. Tsolis, A. J. Bäumler, Dysbiotic Proteobacteria expansion: A microbial signature of epithelial dysfunction. Curr. Opin. Microbiol. 39, 1–6 (2017).

28. N. R. Shin, T. W. Whon, J. W. Bae, Proteobacteria: Microbial signature of dysbiosis in gut microbiota. Trends Biotechnol. 33, 496–503 (2015).

29. G. Rizzatti, L. R. Lopetuso, G. Gibiino, C. Binda, A. Gasbarrini, Proteobacteria: A Common Factor in Human Diseases. BioMed Res. Int. 2017, 9351507 (2017).

30. E. J. Vollaard, H. A. Clasener, A. J. Janssen, Co-trimoxazole impairs colonization resistance in healthy volunteers. J. Antimicrob. Chemother. 30, 685–691 (1992).

31. S. Devkota et al., Dietary-fat-induced taurocholic acid promotes pathobiont expansion and colitis in Il10-/- mice. Nature 487, 104–108 (2012).

32. M. Martinez-Medina et al., Western diet induces dysbiosis with increased E coli in CEABAC10 mice, alters host barrier function favouring AIEC colonisation. Gut 63, 116–124 (2014).

33. X. C. Morgan et al., Dysfunction of the intestinal microbiome in inflammatory bowel disease and treatment. Genome Biol. 13, R79 (2012).

34. J. C. Arthur et al., Intestinal inflammation targets cancerinducing activity of the microbiota. Science 338, 120–123 (2012).

35. I. M. Carroll, T. Ringel-Kulka, J. P. Siddle, Y. Ringel, Alterations in composition and diversity of the intestinal microbiota in patients with diarrhea-predominant irritable bowel syndrome. Neurogastroenterol. Motil. 24, 521–530 (2012).

36. L. Krogius-Kurikka et al., Microbial community analysis reveals high level phylogenetic alterations in the overall gastrointestinal microbiota of diarrhoea-predominant irritable bowel syndrome sufferers. BMC Gastroenterol. 9, 95 (2009).

37. E. Normann, A. Fahlén, L. Engstrand, H. E. Lilja, Intestinal microbial profiles in extremely preterm infants with and without necrotizing enterocolitis. Acta Paediatr. 102, 129–136 (2013).

38. L. Rigottier-Gois, Dysbiosis in inflammatory bowel diseases: The oxygen hypothesis. ISME J. 7, 1256–1261 (2013).

39. F. Rivera-Chávez, C. A. Lopez, A. J. Bäumler, Oxygen as a driver of gut dysbiosis. Free Radic. Biol. Med. 105, 93–101 (2017).

40. C. J. Kelly et al., Crosstalk between Microbiota-Derived Short-Chain Fatty Acids and Intestinal Epithelial HIF Augments Tissue Barrier Function. Cell Host Microbe 17, 662–671 (2015).

41. S. Alex et al., Short-chain fatty acids stimulate angiopoietin-like 4 synthesis in human colon adenocarcinoma cells by activating peroxisome proliferator-activated receptor g. Mol. Cell. Biol. 33, 1303–1316 (2013).

42. A. M. Spees et al., Streptomycin-induced inflammation enhances Escherichia coli gut colonization through nitrate respiration. mBio 4, e00430-13 (2013).

43. C. C. Gillis et al., Dysbiosis-Associated Change in Host Metabolism Generates Lactate to Support Salmonella Growth. Cell Host Microbe 23, 54–64.e6 (2018).

44. A. T. Reese et al., Antibiotic-induced changes in the microbiota disrupt redox dynamics in the gut. eLife 7, e35987 (2018).

45. X. Geeraerts, E. Bolli, S. M. Fendt, J. A. Van Ginderachter, Macrophage Metabolism As Therapeutic Target for Cancer, Atherosclerosis, and Obesity. Front. Immunol. 8, 289 (2017).

46. I. F. Charo, Macrophage polarization and insulin resistance: PPARg in control. Cell Metab. 6, 96–98 (2007).

47. S. E. Winter et al., Host-derived nitrate boosts growth of E. coli in the inflamed gut. Science 339, 708–711 (2013).

48. O. Papapietro et al., R-spondin 2 signalling mediates susceptibility to fatal infectious diarrhoea. Nat. Commun. 4, 1898 (2013).

49. V. Strugala, P. W. Dettmar, J. P. Pearson, Thickness and continuity of the adherent colonic mucus barrier in active and quiescent ulcerative colitis and Crohn’s disease. Int. J. Clin. Pract. 62, 762–769 (2008).

50. D. A. McCormick, L. W. Horton, A. S. Mee, Mucin depletion in inflammatory bowel disease. J. Clin. Pathol. 43, 143–146 (1990).

51. L. Dubuquoy et al., Impaired expression of peroxisome proliferator-activated receptor g in ulcerative colitis. Gastroenterology 124, 1265–1276 (2003).

52. W. E. Roediger, The colonic epithelium in ulcerative colitis: An energy-deficiency disease? Lancet ii, 712–715 (1980).

53. A. Ponferrada et al., The role of PPARg on restoration ofcolonic homeostasis after experimental stress-induced inflammation and dysfunction. Gastroenterology 132, 1791–1803 (2007).

54. N. Ogasawara et al., PPARg agonists upregulate the barrier function of tight junctions via a PKC pathway in human nasal epithelial cells. Pharmacol. Res. 61, 489–498 (2010).

55. C. A. Lopez et al., Virulence factors enhance Citrobacter rodentium expansion through aerobic respiration. Science 353, 1249–1253 (2016).

56. S. P. Dudhgaonkar, S. K. Tandan, D. Kumar, V. Raviprakash, M. Kataria, Influence of simultaneous inhibition of cyclooxygenase-2 and inducible nitric oxide synthase in experimental colitis in rats. Inflammopharmacology 15, 188–195 (2007).

57. E. R. Hughes et al., Microbial Respiration and Formate Oxidation as Metabolic Signatures of Inflammation-Associated Dysbiosis. Cell Host Microbe 21, 208–219 (2017).

58. M. A. Henson, P. Phalak, Microbiota dysbiosis in inflammatory bowel diseases: In silico investigation of the oxygen hypothesis. BMC Syst. Biol. 11, 145 (2017).

59. K. J. Khan et al., Antibiotic therapy in inflammatory bowel disease: A systematic review and meta-analysis. Am. J. Gastroenterol. 106, 661–673 (2011).

60. E. E. Olsan et al., Colonization resistance: The deconvolution of a complex trait. J. Biol. Chem. 292, 8577–8581 (2017).

61. W. Zhu et al., Precision editing of the gut microbiota ameliorates colitis. Nature 553, 208–211 (2018).

62. V. M. Rekdal, E. P. Balskus, Gut Microbiota: Rational Manipulation of Gut Bacterial Metalloenzymes Provides Insights into Dysbiosis and Inflammation. Biochemistry 57, 2291–2293 (2018).

63. C. Rousseaux et al., The 5-aminosalicylic acid antineoplastic effect in the intestine is mediated by PPARg. Carcinogenesis 34, 2580–2586 (2013).

64. R. N. Brogden, E. M. Sorkin, Mesalazine. A review of its pharmacodynamic and pharmacokinetic properties, and therapeutic potential in chronic inflammatory bowel disease. Drugs 38, 500–523 (1989).

65. S. M. Greenfield, N. A. Punchard, J. P. Teare, R. P. Thompson, The mode of action of the aminosalicylates in inflammatory bowel disease. Aliment. Pharmacol. Ther. 7, 369–383 (1993).

66. S. Y. Zhou et al., Intestinal metabolism and transport of 5-aminosalicylate. Drug Metab. Dispos. 27, 479–485 (1999).

67. C. Rousseaux et al., Intestinal antiinflammatory effect of 5-aminosalicylic acid is dependent on peroxisome proliferatoractivated receptor-g. J. Exp. Med. 201, 1205–1215 (2005).

68. J. Xu et al., 5-Aminosalicylic Acid Alters the Gut Bacterial Microbiota in Patients With Ulcerative Colitis. Front. Microbiol. 9, 1274 (2018).

69. E. Muraille, O. Leo, M. Moser, TH1/TH2 paradigm extended: Macrophage polarization as an unappreciated pathogen-driven escape mechanism? Front. Immunol. 5, 603 (2014).

70. M. N. Xavier et al., PPARg-mediated increase in glucose availability sustains chronic Brucella abortus infection in alternatively activated macrophages. Cell Host Microbe 14, 159–170 (2013).

71. B. Stecher et al., Salmonella enterica serovar typhimurium exploits inflammation to compete with the intestinal microbiota. PLOS Biol. 5, e244 (2007).

72. I. Sekirov et al., Salmonella SPI-1-mediated neutrophil recruitment during enteric colitis is associated with reduction and alteration in intestinal microbiota. Gut Microbes 1, 30–41 (2010).

73. N. Gill et al., Neutrophil elastase alters the murine gut microbiota resulting in enhanced Salmonella colonization. PLOS ONE 7, e49646 (2012).

74. F. Rivera-Chávez et al., Depletion of Butyrate-Producing Clostridia from the Gut Microbiota Drives an Aerobic Luminal Expansion of Salmonella. Cell Host Microbe 19, 443–454 (2016).

75. C. A. Lopez et al., Phage-mediated acquisition of a type III secreted effector protein boosts growth of salmonella by nitrate respiration. mBio 3, e00143-12 (2012).

76. C. A. Lopez, F. Rivera-Chávez, M. X. Byndloss, A. J. Bäumler, The Periplasmic Nitrate Reductase NapABC Supports Luminal Growth of Salmonella enterica Serovar Typhimurium during Colitis. Infect. Immun. 83, 3470–3478 (2015).

77. S. E. Winter et al., Gut inflammation provides a respiratory electron acceptor for Salmonella. Nature 467, 426–429 (2010).

78. P. Thiennimitr et al., Intestinal inflammation allows Salmonella to use ethanolamine to compete with the microbiota. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 17480–17485 (2011).

79. F. Faber et al., Respiration of Microbiota-Derived 1,2- propanediol Drives Salmonella Expansion during Colitis. PLOS Pathog. 13, e1006129 (2017).

80. J. W. Collins et al., Citrobacter rodentium: Infection, inflammation and the microbiota. Nat. Rev. Microbiol. 12, 612–623 (2014).

81. N. Kamada et al., Regulated virulence controls the ability of a pathogen to compete with the gut microbiota. Science 336, 1325–1329 (2012).

82. C. Lupp et al., Host-mediated inflammation disrupts the intestinal microbiota and promotes the overgrowth of Enterobacteriaceae. Cell Host Microbe 2, 204 (2007).

83. V. Kumar et al., miR-130a and miR-212 Disrupt the Intestinal Epithelial Barrier through Modulation of PPARg and Occludin Expression in Chronic Simian Immunodeficiency Virus-Infected Rhesus Macaques. J. Immunol. 200, 2677–2689 (2018).

84. E. A. Mutlu et al., A compositional look at the human gastrointestinal microbiome and immune activation parameters in HIV infected subjects. PLOS Pathog. 10, e1003829 (2014).

85. A. Carreau, B. El Hafny-Rahbi, A. Matejuk, C. Grillon, C. Kieda, Why is the partial oxygen pressure of human tissues a crucial parameter? Small molecules and hypoxia. J. Cell. Mol. Med. 15, 1239–1253 (2011).

Будьте здоровы!

Перейти к ссылкам к основным разделам