Главная \ 3. Пробиотики \ Пробиотики \ Роль кишечной микробиоты в адаптации спортсменов к физическим нагрузкам

Роль кишечной микробиоты в адаптации спортсменов к физическим нагрузкам

КИШЕЧНАЯ МИКРОБИОТА, ПРОБИОТИКИ И СПОРТ

ПРОБИОТИКИ ДЛЯ СПОРТСМЕНОВ

Кишечно-Мышечная ось существует и может влиять на адаптацию скелетных мышц к тренировкам

Jan Jacek Kaczor et al.
Gut-Muscle Axis Exists and May Affect Skeletal Muscle Adaptation to Training
Nutrients 202012(5), 1451
liniya.png

СОДЕРЖАНИЕ

Резюме

Чрезмерная тренировка может ограничить физиологическую адаптацию мышц через хронический окислительный стресс и воспаление. Неправильное питание и перетренированность также могут нарушить гомеостаз кишечника и, как следствие, усилить воспаление. В целом эти факторы могут привести к дисбалансу в экосистеме кишечника, вызывая дисрегуляцию иммунной системы. Поэтому представляется важным оптимизировать состав кишечной микробиоты, которая способна модулировать иммунитет и снижать окислительный стресс. Кроме того, оптимальный состав кишечной микробиоты может оказывать влияние на синтез мышечного белка, биогенез и функцию митохондрий, а также на накопление мышечного гликогена. Хорошо сбалансированный микробиом может также снижать маркеры воспаления и продукцию активных форм кислорода, что может еще больше ослабить повреждение макромолекул. Следовательно, добавки с пробиотиками могут оказывать некоторое благотворное влияние на аэробные и анаэробные показатели. Феномен кишечно-мышечной оси должен постоянно изучаться для поддержания функции, и не только у спортсменов.

1. Введение

Кишечная микробиота состоит из микроорганизмов, населяющих желудочно-кишечный тракт, с предполагаемым количеством, превышающим 1014 клеток. Размер генома микробиоты превышает человеческий геном в 150 раз, что включает примерно в 10 раз больше бактериальных клеток, чем все клетки человека и более [1,2]. Биоразнообразие и общий состав кишечной микробиоты играют решающую роль в поддержании нормального гомеостаза в организме человека. Бактерии - самая многочисленная популяция кишечной микробиоты, где наблюдается более 1000 различных видов бактерий. Микробиота кишечника человека состоит в основном из четырех типов: Firmicutes, Bacteroidetes, Proteobacteria и Actinobacteria [2]. Дисбаланс между этими типами может изменить микроэкологическую среду желудочно-кишечного тракта и способствовать развитию различных заболеваний. Кишечные бактерии участвуют во многих функциях, и было показано, что они влияют на состояние питания хозяина, метаболические функции и созревание иммунной системы, а также созревание эпителиальных клеток. Кроме того, эти бактерии защищают от патогенов и могут влиять на функцию мозга [3,4]. Кроме того, состав кишечной микробиоты варьируется индивидуально и может быть изменен несколькими факторами, такими как: генетический фон (но в меньшей степени), возраст, пол, место жительства и прием лекарств [5,6]. Однако диета и уровень физической активности являются основными факторами, влияющими на изменение биоразнообразия или изменение уровня конкретных видов бактерий в рамках установленной микробиоты кишечника [7].

Умеренная физическая активность оказывает разнонаправленное и благотворное влияние на организм человека. Тренировочная стимуляция вызывает физиологические и метаболические адаптации. Основные изменения в скелетных мышцах включают увеличение митохондриального биогенеза и усиление их функции, концентрацию субстрата, транспортирующего белки, активность ферментов, участвующих в метаболических путях, и накопление гликогена в мышцах [8]. В результате регулярных упражнений синтез мышечного белка усиливается с изменениями, которые варьируются в зависимости от интенсивности тренировки и регулируется физико-химическими механизмами [9]. Вкратце, сигнальные пути включают кратковременные изменения в обмене белков и экспрессии генов, а также долгосрочные изменения в метаболизме в клетках. Кроме того, активация мишени рапамицина млекопитающих (mTOR) играет решающую роль в увеличении синтеза мышечного белка, благодаря фосфорилированию инициирующих субстратов и стимулированию трансляционной сигнализации для анаболизма [9]. Однако следует отметить, что чрезмерные физические нагрузки могут ограничивать наращивание мышечной массы и приводить к чистой потере мышечной массы, способствуя воспалению и ограничению питательных веществ, а также окислительному и метаболическому стрессу. В этом сценарии чрезмерные физические нагрузки могут привести к активации путей атрофии мышц, увеличивая уровни ядерного фактора «каппа-би» (NF-κB) или Forkhead box O (FOXO) в их фосфорилированных формах [10,11]. (Прим. ред.: Транскрипционные факторы forkhead box O (FOXO) принадлежат к большому семейству белков, характеризующихся консервативным ДНК-связывающим доменом Forkhead box (FOX). Подсемейство этих белков относится к группе "О" (FOXO) и состоит у млекопитающих из 4 представителей: FOXO1, FOXO3, FOXO4 и FOXO6).

Хотя многочисленные исследования показали, что умеренная физическая активность оказывает благотворное влияние на микробиоту кишечника, неясно, влияет ли кишечная микробиота на мышечную адаптацию к интенсивным тренировкам. Недавнее исследование показало, что чрезмерные физические нагрузки у профессиональных спортсменов могут нарушать гомеостаз кишечной микробиоты [12]. В частности, интенсивные тренировки были связаны с повышением потребности мышц в кислороде и питательных веществах. Кроме того, было показано, что длительное ухудшение перфузии кишечной крови вызывает временную ишемию, приводящую к дисфункции слизистой оболочки и повышению проницаемости кишечника [13]. В результате наблюдались существенные изменения профиля микробиоты, способствующие расцвету условно-патогенных микроорганизмов и связанных с ними токсинов. Следовательно, это может привести к транслокации патогенов и бактериальных токсинов в кровоток, что приводит к активации местных и системных воспалительных путей [14]. Из этих исследований ясно, что поддержание здорового микробиома в кишечнике влияет на адаптацию мышц к тренировкам. В частности, микробиота может играть косвенную роль через модуляцию воспалительных путей и анаболических и катаболических процессов, а также регуляцию доступности питательных веществ и продукции метаболитов.

2. Связь между питанием, физической активностью и микробиотой

Состав и качество рациона питания существенно влияют на физическую работоспособность спортсменов. Адекватное потребление энергии, макро- и микроэлементов необходимо для оптимизации синтеза белка, увеличения энергетических резервов во время тренировки, улучшения регенерации после тренировки и снижения риска травм. Недостаточное потребление энергии имеет множество негативных последствий, называемых относительным энергетическим дефицитом в спорте (RED-S) [15]. Он может ухудшать спортивные результаты из-за нарушения эндокринной или иммунной системы, недостаточного накопления мышечного гликогена и дисбаланса микробиома [16]. Таким образом, потребление углеводов, жиров и белков, а также сохранение здорового микробиома кишечника имеют важное значение для поддержания физической работоспособности спортсмена.

Как основной непрямой энергетический субстрат для скелетных мускулов, углеводы и их хранение в виде гликогена играют четкую роль в правильной работе мышц как при аэробных, так и при анаэробных нагрузках. В частности, было показано, что способность индивида накапливать углеводы в виде гликогена влияет на биогенез и функцию митохондрий, а также действует как специфический регулятор сигнального пути, участвующего в тренировке толерантности [17,18]. Кишечные бактерии также играют важную роль в поддержании физической работоспособности за счет регуляции углеводов. Они способствуют ферментации углеводов в толстой кишке для получения короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs) из неперевариваемых фрагментов. SCFAs характеризуются множеством положительных эффектов на организм хозяина, в том числе улучшением метаболической функции и усилением эпителиальной мембраны кишечника [19,20]. Кроме того, диеты, снижающие потребление углеводов, связаны с негативным влиянием на способность к физической нагрузке, что связано с увеличением потребления жиров.

Низкоуглеводная диета с высоким содержанием жиров ухудшает физическую нагрузку и тормозит рост аэробной подготовки, вызванной тренировками, в отличие от высокоуглеводной диеты [21]. Кроме того, чрезмерное потребление жиров может также существенно повлиять на состав субстратов кишечной микробиоты, ограничивающих выработку SCFAs. Исследования на животных показали, что увеличение количества бактерий, индуцирующих синтез провоспалительных цитокинов, повышает содержание липополисахаридов плазмы крови (LPS), а также усиливает экспрессию NF-kB, связанную с включением генов провоспалительного характера [22]. Диета с высоким содержанием жиров также уменьшает разнообразие бактериальных штаммов и количество Bacteroidetes, способствуя росту Firmicutes и Proteobacteria [23]. Кроме того, также было продемонстрировано повышенное количество сульфатредуцирующих бактерий. Эти бактерии могут продуцировать сульфиды, которые приводят к уменьшению дисульфидных связей в слизи и разрушению гелеобразующих полимерных белковых сетей MUC2, секретируемых бокаловидными клетками. Эти изменения играют ключевую роль в регенерации слизистой оболочки и стабильности слизистого слоя. Нарушение барьера слизистой оболочки может усугубить воспаление слизистой оболочки кишечника и способствовать развитию воспалительных заболеваний [24]. Все эти наблюдения были зарегистрированы в случае диеты с высоким содержанием жиров, содержащей в основном насыщенные жиры и обработанные продукты питания. Однако в случае Омега-3 кислот и конъюгированной линолевой кислоты (CLA) неблагоприятных изменений не обнаружено. Их потребление увеличивало синтез бутирата и соотношение Bacteroidetes / Firmicutes [25].

Адекватное потребление белка необходимо для максимальной адаптации мышц к тренировочным процессам, способствующим гипертрофии и мышечной силе [26]. Тем не менее, чрезмерное потребление белка вызывает увеличение количества бактерий, ферментирующих белок, таких как Clostridium, Desulfovibrio, Peptostreptococcus, Acidaminococcus, Veillonella, Propionibacterium, Bacillus, Bacteroides, Staphylococcus и других видов семейства Proteobacteria [27]. Это также было связано с уменьшением количества бактерий, ферментирующих углеводы, таких как Bacteroides, Lactobacillus, Bifidobacterium, Prevotella, Ruminococcus, Roseburia и Faecalibacterium [28,29]. Ферментация непереваренных белковых остатков в толстой кишке, сопровождаемая продукцией побочных продуктов, таких как аммиак, биогенные амины, соединения индола и фенолы, оказывают потенциально вредное влияние на кишечник, обменные, иммунологические и неврологические функции. Эти соединения могут усиливать воспалительный ответ, увеличивать проницаемость тканей и усиливать желудочно-кишечные симптомы [30]. По-видимому, чрезмерное потребление белка может быть компенсировано более высоким потреблением углеводов, особенно неперевариваемых полисахаридов, которые являются предпочтительным субстратом для кишечных бактерий [30].

Умеренная тренировка оказывает благотворное влияние на разнообразие видов бактерий, обитающих в желудочно-кишечном тракте. Микробиом различных спортсменов был коррелирован с высоким разнообразием и повышенным уровнем бактериальных генов, участвующих в белковом и углеводном обмене и продукции SCFAs [31,32]. Кроме того, исследования, проведенные на велосипедистах, показали, что более высокая активность бактерий, метаболизирующих углеводы, коррелирует с частотой физических упражнений. Кроме того, было показано, что увеличение количества Превотеллы (Prevotella) положительно влияет на пути метаболизма аминокислот, такие как биосинтез лизина, метаболизм аланина, аспартата и глутамата, d-глутамина и d-глутамата, а также на углеводный обмен. У высокоэффективных спортсменов большая доля метанопродуцирующих бактерий из семейства Methanobrevibacter Smithii также была связана с избыточной выработкой энергии и углеводным обменом [33]. В исследовании, проведенном Durk et al., была обнаружена положительная связь между уровнем тренированности, выраженным максимальным поглощением кислорода (VO2max), и соотношением Firmicutes / Bacteroidetes [34]. С точки зрения воспаления, вызванные тренировкой изменения в составе кишечного микробиома, по-видимому, полезны для здоровья хозяина. Регулярные физические упражнения также могут поддерживать функции мозга, усиливая нейропротекторный эффект. В результате обучения произошло повышение экспрессии генов кинуренинаминотрансфераз, которые отвечают за превращение токсического метаболита триптофана - кинуренина в нейропротекторную кинурениновую кислоту. Было также показано, что воспалительные цитокины, такие как фактор некроза опухоли α (TNF-α), способствуют деградации кинуренина до токсичной хинолиновой кислоты [35]. Кроме того, представляется, что оптимальный состав кишечной микробиоты может оказывать положительное влияние на функцию мозга и предотвращать депрессию, модулируя воспаление и влияя на метаболизм триптофана. Все это может косвенно влиять на качество физической подготовки [36].

Как указывалось ранее, чрезмерная тренировка может привести к микроэкологическим дисбалансам через кишечную ишемию, повышенную проницаемость кишечного барьера и повышенный окислительный стресс. Это приводит к обострению воспалительных реакций и, следовательно, к увеличению катаболизма наряду с ухудшением мышечной функции. Неблагоприятные эффекты также могут быть вызваны увеличением числа потенциально вредных бактерий, таких как Peptostreptococcus, Staphylococcus, Peptoniphilus, Acidaminococcus и Fusobacterium, а также уменьшением количества противовоспалительных видов, включая Bacteroides, Faecalibacterium, Collinsella и Roseburia. Это было ясно показано в исследовании, проведенном Karl et al., где проанализировали образцы стула солдат при длительном физиологическом стрессе [37]. Они показали косвенную связь между составом кишечной микробиоты, образом жизни и функцией скелетных мышц. Это подтверждает гипотезу о наличии оси кишечно-мышечной системы и необходимости таргетной терапии для микробиоты спортсменов.

Во время физической подготовки происходит перепроизводство активных форм кислорода (АФК) в результате увеличения усилий скелетных мышц. Генерирование АФК вызывает перекисное окисление липидов и белков, разрушение компонентов мембран мышечных клеток, что в совокупности нарушает функцию мышц [38]. Следовательно, как тренировочная перегрузка, так и недостаток физической активности, а также иммобилизация повышают окислительный стресс [39,40]. С другой стороны, регулярные тренировки приводят к адаптации антиоксидантных ферментов, повышая активность супероксиддисмутазы (SOD), каталазы (CAT) и глутатионпероксидазы (GPx). Это также уменьшает повреждение, вызванное свободными радикалами, и увеличивает антиоксидантный потенциал и активность ферментов, ответственных за восстановление повреждений, вызванных АФК [41]. Эти результаты были подтверждены исследованиями, проведенными Maleki et al. Они продемонстрировали, что более высокая активность SOD и CAT, наряду с более низкими уровнями АФК, наблюдалась в сперме участников, выполняющих рекреационные тренировки, по сравнению с неактивными участниками или профессиональными спортсменами [42]. Аналогичные наблюдения были сделаны Brinkmann et al., которые сообщили, что упражнения средней интенсивности вызывали более высокую активность SOD и GPx в скелетных мышцах [43]. Кроме того, было показано, что продукция АФК оказывает положительное влияние на аэробный потенциал, активируя белки PGC-1α. Это приводит к увеличению митохондриального биогенеза и, как следствие, улучшению аэробной способности [44]. Предыдущие исследования показали, что АФК регулируют синтез мышечного белка, влияя на активность митоген-активируемой протеинкиназы (МАРК), которая поддерживает проанаболический инсулиноподобный фактор роста 1 (IGF-1) [45]. Недавно было также высказано предположение, что чрезмерное добавление антиоксидантов может снизить содержание цитохром С-оксидазы и цитратсинтазы, что ухудшает функции цепи переноса электронов (ETC) [44].

Кишечный микробиом может также способствовать снижению окислительного стресса. Некоторые штаммы бактерий обладают антиоксидантными свойствами благодаря различным механизмам. Они включают в себя экспрессию антиоксидантных ферментов, модуляцию воспаления, вызванного провоспалительными цитокинами или наличием патогенов, и регуляцию метаболизма посредством большей абсорбции антиоксидантов [46]. (прим. ред.: Стоит отметить, что у молочных пропионовокислых бактерий P. freudenreichii обнаружен высокий антиокислительный потенциал за счет продуцирования SOD, каталазы и пероксидазы). Также, некоторые исследования показали, что такие виды бактерий, как Lactobacillus plantarum, Lactobacillus gasseri, Lactobacillus fermentum, Lactococcus Lactis и Streptococcus thermophilus, способны повышать активность SOD [47]. Кроме того, было показано, что роды Lactobacillus, Lactococcus и Bifidobacterium повышают уровень глутатиона в кишечнике (GSH), который играет решающую роль в удалении гидроксильного радикала (OH*) [47]. Аналогичным образом, исследования на животных показали, что люди, чья микробиота была более богата Escherichia coli и Enterococci, хотя и были беднее в Lactobacilli, имели более высокую восприимчивость к окислительному стрессу [48]. Martatelli et al. провели исследование со спортсменами, показав, что добавки пробиотических видов Lactobacillus rhamnosus и Lactobacillus paracasei повышают уровень антиоксидантов в плазме и нейтрализуют выработку АФК в ответ на высокоинтенсивные упражнения. Добавки пробиотиков также были связаны с более низким уровнем реактивных метаболитов в плазме и более высоким биологическим антиоксидантным потенциалом в плазме после недели интенсивных физических тренировок [46]. В целом, эти результаты явно подтверждают насущную необходимость сбалансировать правильную диету, адекватный режим физических упражнений и здоровый микробиом, чтобы способствовать более высокому запасу гликогена для повышения функции митохондрий и наращивания мышечной массы. С другой стороны, неадекватно сбалансированное питание и недостаточный или чрезмерный режим тренировок, а также дисфункциональный микробиом - все это связано с повышенным воспалением, окислительным стрессом, снижением митохондриальной функции и потенциалом мышечной атрофии (рисунок 1).

Принципиальная схема воздействия комбинированного питания и физических упражнений на скелетную мускулатуру человека

Рисунок 1. Принципиальная схема воздействия комбинированного здорового / нездорового питания и физических упражнений / отсутствия физических нагрузок на скелетную мускулатуру человека. А) правильно сбалансированная диета и систематические умеренные физические нагрузки оказывают как прямое, так и косвенное воздействие на функцию скелетных мышц, снижая окислительный стресс и воспалительный статус. В результате этого происходит переход к более высокому накоплению мышечного гликогена и усилению митохондриального биогенеза и функции, а также преобладанию анаболических сигнальных путей, которые повышают аэробную работоспособность организма. B) противоположные эффекты наблюдаются в случае неадекватно сбалансированного питания и недостаточных или чрезмерных физических усилий. Это приводит к увеличению маркеров воспалительного и окислительного стресса, снижению способности накапливать мышечный гликоген и снижению функции митохондрий, а также к атрофии мышц и более высокому накоплению жировых отложений.

3. Влияние микробиоты на анаболические и катаболические процессы.

Кишечный микробиом может влиять на метаболизм скелетных мышц человека через несколько путей. Данные о взаимосвязи между составом микробиоты и мышечной функцией были описаны в патогенезе возрастной саркопении. Было отмечено, что мышечная атрофия коррелирует с уменьшением числа видов, посылающих противовоспалительные и проанаболические медиаторы. Саркопения связана с сокращением мышечных капилляров и снижением чувствительности к инсулину и тяжести воспаления, что приводит к снижению биогенеза и функции митохондрий, а также нарушению синтеза белка [49].

Саркопения и системная слабость у пожилых людей коррелируют с дисбактериозом кишечника, способствуя повышению проницаемости кишечного барьера, повышению уровня LPS в крови, активации иммунной системы и снижению чувствительности к инсулину [50]. Более того, исследования на животных явно подчеркивают уменьшение маркеров мышечной атрофии (атрогин-1, MuRF1, белок LC3, катепсин L) у мышей с добавлением штаммов Lactobacillus, а также увеличение мышечной массы и силы у мышей с добавлением Lactobacillus plantarum [51, 52]. Кроме того, Buigues et al. продемонстрировано, что 13-недельные многострочные добавки с пробиотиками Lactobacillus и Bifidobacterium повышают выносливость и мышечную силу у пожилых людей. Исследование показало, что у пожилых пациентов, получавших фруктоолигосахариды и инулин, отмечалось значительное улучшение силы захвата кисти и уровня истощения, о котором сообщалось [53].

Отсутствие гомеостаза было связано с увеличением количества эндотоксических грамотрицательных бактерий, ответственных за системное воспаление с помощью LPS. Также было отмечено, что виды Escherichia / Shigella, Klebsiella и Citrobacter вносят значительный вклад в пул LPS [54]. Повышенные уровни LPS в сыворотке коррелировали с повышенным соотношением Firmicutes / Bacteroidetes [55]. Следовательно, присутствие LPS в бактериальных клеточных стенках вызывает связывание липида A с поверхностью рецепторов иммунных клеток, содержащих TLR4 и фактор дифференцировки костного мозга 2 (DM2). LPS распознаются TLR4 в сочетании с CD14 и DM2 и, следовательно, могут индуцировать активацию NF-κB, которая играет ключевую роль в продукции провоспалительных цитокинов [14,56]. Кроме того, повышенные уровни LPS были связаны с нарушением кишечного гомеостаза и коррелировали с увеличением маркеров кишечной проницаемости крови, таких как зонулин и белок, связывающий жирные кислоты 2 (FABP2) [57]. Эта повышенная проницаемость кишечного эпителия связана с бактериальной транслокацией из просвета кишечника в собственную пластинку, активируя иммунную систему и вызывая воспаление. Однако следует отметить, что бактерии рода Actinobacteria, такие как Bifidobacterium или Collinsella, обладают противовоспалительными и иммуномодулирующими свойствами, которые могут поддерживать функцию эпителия кишечника. Следовательно, пробиотики, содержащие штаммы Bifidobacterium, могут снижать воспалительный ответ, вызванный физическим стрессом [58] (прим. ред.: к роду Actinobacteria относятся также молочные Propionibacterium c противовоспалительными и иммуномодулирующими свойствами и способные стимулировать рост бифидобактерий за счет BGS).

Также было продемонстрировано, что SCFAs, продуцируемые кишечными бактериями, оказывают положительное влияние на целостность кишечного барьера, защищая его от воспаления. В частности, было показано, что род Candida Albicans участвует в провоспалительной индукции TNF-α [59]. Дисбиоз часто сопровождается увеличением количества грамотрицательных бактерий, которые имеют эндотоксические свойства и активируют провоспалительные циоткины, такие как IL-6 [60]. Повышенный уровень кишечной проницаемости и связанный с этим проникновение патогенов в кровоток вызывают секрецию IL-1, TNF-α и гамма-интерферона (IFN-γ), вызывая провоспалительный эффект [61]. Композиция кишечной микробиоты также может влиять на воспалительное подавление путем стимуляции секреции противовоспалительных цитокинов, таких как трансформирующий фактор роста (TGF-β) и IL-10. Было доказано, что бактерии Bacteroides fragilis способны подавлять экспансию лимфоцита Th17, продуцируя IL-10 через TLR2 [62]. Семейства Lactobacillus и Bifidobacterium связаны с уменьшением воспаления, влияя на секрецию противовоспалительных цитокинов, таких как IL-10, TGF-β и триптофан-2,3-диоксигеназы (IDO), вызывая стимуляцию регуляторных клеток Treg, а также Th1, Th2 и ингибирование лимфоцитов-помощников Th17 [63]. Дисбактериоз вследствие потери иммунной толерантности нарушает барьерные функции эпителия и кишечника. Следовательно, это нарушает баланс между pro-Th17 и противовоспалительными Treg-лимфоцитами.

Синтез мышечного белка и адаптация к тренировке могут быть ограничены при хроническом воспалении. Примечательно, что сателлитные клетки, расположенные между базальной пластинкой и плазматической мембраной для мышечных волокон, играют ключевую роль в процессе регенерации и роста мышц [64]. Синтез и разрушение мышечных волокон находятся под контролем многих пересекающихся сигнальных путей, которые определяют анаболические и катаболические процессы. Две убиквитинлигазы Е3, относящиеся к убиквитин-протеасомной системе, в основном участвуют в деградации мышечного белка: атрогина-1 и MuRF1. Повышение их транскрипционной активности регулируется ядерным фактором NF-kB и фосфорилированными белками FOXO. Следовательно, ингибирование этих сигнальных путей связано с защитой от атрофии скелетных мышц [65,66]. Секреция провоспалительных цитокинов также активирует NF-kB, способствуя потере скелетных мышц. Это в основном опосредовано TNF-α (способным активировать IκB (IKKβ)), активная форма которого может фосфорилировать белки IkB, тем самым вызывая сигнализацию NF-kB и изменяя транскрипцию генов в сторону катаболизма [67].

Синтез миофибриллярного белка зависит от внеклеточных сигналов, которые активируют внутриклеточные молекулярные пути. По-видимому, mTOR играет решающую роль в процессе синтеза мышечного белка. Его активация приводит к интенсификации анаболических процессов за счет интеграции сигнальных путей, повышающих трансляционную эффективность и фосфорилирование инициирующих субстратов [9]. Фосфорилирование mTOR может быть стимулировано либо тренировкой, либо питательной поддержкой. Механические сокращения во время тренировки с отягощениями приводят к высвобождению IGF-1 из скелетных мышц, способных к активации mTOR. Потребление белка или аминокислот также способствует усилению передачи сигналов mTOR, демонстрируя синергетический эффект на стимул к физической нагрузке [68]. IGF-1, секретируемый во внеклеточный матрикс, связывается с помощью специализированных IGF-связывающих белков (IGFBP), что позволяет активировать специфические рецепторы, которые обрабатывают анаболический сигнал [69].

Физическая подготовка приводит к снижению уровня АТФ аденозинтрифосфата и нарушению соотношения АТФ/АМФ (аденозинмонофосфат), вызывая возникновение энергетического стресса. Более высокая концентрация АМФ стимулирует АМФ-активированную протеинкиназу (АМФК) для выравнивания энергетических ресурсов путем инициирования катаболических процессов. АМФК способствует аэробному и анаэробному производству энергии, ингибирует синтез гликогена и холестерина, а также индуцирует митохондриальный биогенез через экспрессию PGC-1α [70]. Биологическая роль АМФК также контролирует циркуляцию клеточных компонентов, снижая активность mTOR и способствуя расщеплению белка. Повышенный уровень АМФК положительно коррелирует с увеличением активации FOXO-белка [71]. Стрессовая реакция вызывает фосфорилирование FOXO-белков, что усиливает транскрипцию генов аутофагии, способствуя распаду белка (в основном FOXO3). Однако регулярные физические упражнения вызывают аутофагию, которая является необходимым шагом перед восстановлением мышечных волокон. Очевидно, что повышенная аутофагия связана с нарушениями роста и функции мышц [70,72].

Чрезмерная тренировочная нагрузка и недостаточные периоды регенерации могут вызвать истощение и временное ухудшение спортивных результатов. Поэтому соответствующая регенерация после тренировки является важным элементом в тренировочной адаптации [73]. Повреждение тканей, вызванное физическими упражнениями, является физиологической частью процесса адаптации; тем не менее, хронические тренировочные перегрузки и недостаточная регенерация могут отрицательно повлиять на самочувствие и спортивные возможности спортсмена [74]. В частности, повреждение тканей, вызванное чрезмерной тренировкой, может привести к острой и местной воспалительной реакции, состоящей из перепроизводства цитокинов, главным образом интерлейкина-1b (IL-1b), TNF-a, интерлейкина-8 (IL-8) и интерлейкина-6 (IL-6), направленных на восстановление поврежденных структур и стимулирование мышечной адаптации. В результате происходит активация циркулирующих моноцитов, способных индуцировать провоспалительные цитокины и вызывать системное воспаление [75,76], приводящее к инсулинорезистентности, стрессу эндоплазматического ретикулума и, как следствие, мышечной атрофии [73]. Кроме того, генерация АФК может нарушать синтез белка, стимулировать воспалительную реакцию и снижать эффективность процессов посттренировочной регенерации [77].

Jäger et al. продемонстрировали положительный эффект от использования добавок штаммов Streptococcus thermophilus FP4 и Bifidobacterium breve BR03 для регулирования состояния воспаления и улучшения мышечной адаптации. Исследование показало, что 21 день периода приема пробиотиков снизил уровень IL-6 в крови через 48 ч после эксцентрической тренировки у 15 тренированных мужчин. Это также уменьшило ограничения движения, вызванные тренировками, способствуя сокращению периода регенерации [78]. Положительное влияние на параметры воспаления и мышечные функции было также продемонстрировано Wen-Ching et al. Они заметили, что длительное добавление Lactobacillus plantarum PS128 у триатлонистов приводило к снижению уровня креатинкиназы (CK) в плазме. Кроме того, были обнаружены другие значительные улучшения в отношении различных маркеров воспаления и окислительного стресса во время фазы регенерации. Эти улучшения проявляются в повышении миелопероксидазы (MPO) и IL-10, а также снижении TNF-a, IFN-γ, IL-6 и IL-8 [79]. Эффективность пробиотических добавок была также продемонстрирована Таунсендом и соавторами, которые показали, что 12-недельное лечение Bacillus subtilis DE111 снижало уровни TNF-α без изменения других параметров воспаления [80]. Другое исследование, проведенное Roberts et al., ясно продемонстрировало положительный эффект от использования пробиотика с несколькими штаммами (Lactobacillus acidophilus CUL-60, Lactobacillus acidophilus CUL-21, Bifidobacterium bifidum CUL-20 и Bifidobacterium animalis) в течение 12 недель на кишечую проницаемость триатлонистов. Пробиотик в сочетании с фруктоолигосахаридами (ФОС) и добавлением α-липолевой кислоты был связан со снижением уровня эндотоксинов в крови по сравнению с контрольной группой [81].

4. Бактериальные продукты и их влияние на функцию мышц

Кишечные бактерии могут воздействовать на организм человека, продуцируя различные биологически активные метаболиты. Одним из самых известных бактериальных метаболитов являются короткоцепочечные жирные кислоты SCFAs. Считалось, что SCFA могут быть источником до 10% от общей дневной потребности в энергии [82]. Бутират, ацетат и пропионат являются наиболее известными SCFA, на которые приходится 95% всех SCFAs.

По-видимому, бутират играет ключевую роль в регуляции роста и дифференцировки клеток [83]. Род Roseburia, Clostridia и Eubacteria являются основными продуцентами бутирата [4]. Существует ряд противовоспалительных свойств, связанных с бутиратом, таких как повышение целостности кишечного барьера, стимуляция секреции антимикробных пептидов, активация Treg-лимфоцитов, регуляция миграции нейтрофилов, заглушение TLR, снижение продукции провоспалительных цитокинов и подавление лимфоцитарной или гранулоцитарной активности. Кроме того, было показано, что бутират подавляет воспалительный ответ, изменяя передачу сигналов NF-kB и протеинкиназы B (AKT) [84] и антагонизируя LPS. Кроме того, он снижает проницаемость кишечника, улучшает чувствительность тканей к инсулину, повышает липолиз и стимулирует усвоение глюкозы скелетными мышцами [49].

Подобные противовоспалительные свойства наблюдались для ацетата. Он влияет на секрецию глюкагоноподобного пептида-1 (GLP-1) и YY, что приводит к угнетению аппетита, липолизу и увеличению расхода энергии. Кроме того, ацетат благотворно влияет на скелетные мышцы, стимулируя поглощение глюкозы и повышая чувствительность к инсулину [85]. Пропионат и бутират регулируют секрецию кишечных гормонов, улучшая чувствительность к инсулину и влияя на метаболизм глюкозы [86], становясь предшественником глюконеогенеза и ингибитором липогенеза [87].

Прямая связь между SCFAs и скелетными мышцами опосредуется мышечной AMФ-киназой и отложением белков в тканях скелетных мышц. SCFAs активируют AMФK, увеличивая соотношение AMФ / ATФ или через путь Ffar2-лептина, но точный механизм не известен [88]. Кишечные бактерии могут продуцировать вторичные желчные кислоты, обладающие антибактериальной активностью. Было показано, что микробиота может влиять на печень и рецепторы скелетных мышц, модулируя активность фарнезоидного X-рецептора (FXR) [89]. Этот рецептор играет важную роль в энергетических метаболических путях, обмене липопротеинов и глюкозы. Микробиота кишечника путем ослабления ингибирования FXR может способствовать поддержанию метаболического баланса и анаболизму миоцитов. Кроме того, желчные соли могут превращаться в иммуномодулирующие и противовоспалительные соединения в кишечнике [90,91].

5. Микробиом и доступность питательных веществ

Кишечная микробиота влияет на доступность и профиль аминокислот, участвуя в их переваривании и всасывании. Примечательно, что Fusobacterium, Bacteroides, Veillonella, Megasphaera elsdenii и Selenomonas ruminantium участвуют в протеолизе, увеличивая утилизацию аминокислот [92]. Кроме того, некоторые виды бактерий, такие как Streptococcus bovis, Selenomonas ruminantium и Prevotella bryantii, в присутствии физиологических концентраций пептидов участвуют в биосинтезе аминокислот de novo [93]. Кишечные бактерии имеют решающее значение для метаболизма триптофана при его непосредственном потреблении, что ограничивает его доступность для организма хозяина [36]. С другой стороны, состав кишечной микробиоты является ключевым детерминантом уровня метаболитов триптофана в кровообращении и серотонина (5-НТ) в головном мозге [92], следовательно, негативно влияет на адаптацию мышц к тренировкам.

Другая важная роль микробиоты заключается в производстве витаминов, таких как фолаты, рибофлавин (В2), кобаламин (В12) и витамин К. Витамины В необходимы для анаболических процессов миоцитов через различные пути и некоторые метаболические функции, включая ДНК-репликацию и репарацию и синтез нуклеотидов и аминокислот, а также регуляцию окислительного стресса. Bifidobacterium longum, Bifidobacterium bifidum и Lactobacillus reuteri участвуют в синтезе витаминов [94]. Кишечные бактерии также способны метаболизировать полифенолы, но их эффективность может снижаться при неблагоприятных условиях в кишечнике. Полифенолы обладают антиоксидантными и противовоспалительными свойствами, а также способствуют биогенезу и функции митохондрий [95].

По-видимому, бактерии, утилизирующие лактат, играют важную роль в спортивных возможностях. Лактат способен проникать из сыворотки в просвет кишечника, где он превращается в SCFAs, главным образом, пропионат. Затем SCFAs попадают непосредственно в циркуляцию, где через преобразования цикла Кори становятся дополнительным источником энергии [96]. Недавние исследования, проведенные Scheiman et al. показали важную роль рода Veillonella atypica, единственным источником углерода для которого является лактат. Количество этих бактериальных родов было повышено в кишечнике высокоэффективных спортсменов. Также было показано, что трансплантация рода Veillonella atypica мышам была связана со значительным улучшением времени выполнения операций. Поэтому сообщалось, что модуляция ферментов и превращение лактата в пропионат играет роль в улучшении атлетических показателей [97]. Наконец, модели на животных иллюстрируют роль SCFAs (главным образом пропионата) в максимальном поглощении кислорода и повышении частоты сердечных сокращений, в то время как у людей это может вызвать увеличение расхода энергии в состоянии покоя [98,99].

6. Метаболизм глюкозы

В свете современных знаний экспрессия кишечных рецепторов Gpr41 и Sglt1, участвующих в транспорте глюкозы и энергетическом балансе, связана с увеличением метаболизма кислорода в скелетных мышцах. Бактериальные SCFAs способны активировать рецепторы Gpr41, воздействуя на эндокринный путь высвобождения глюкагоноподобного пептида 1 (GLP-1), стимулируя секрецию инсулина [100, 101]. Аналогичный механизм наблюдается и в случае натриевого ко-транспортера глюкозы Sglt1, отвечающего за гомеостаз глюкозы. Nay et al. сообщили, что у мышей, получавших антибиотик, наблюдалась сниженная экспрессия генов Gpr1 и Sglt1, что коррелирует со снижением содержания гликогена в мышцах по сравнению с контрольной группой [101].

Дисбиоз кишечника, часто вызываемый антибиотикотерапией, способствует изменению синтеза SCFAs и желчных кислот (BA), что было показано в Zarrinpar et al. Ограничение бутирата, основного источника энергии для энтероцитов, вызывает компенсацию глюкозы. Следовательно, это приводит к низким уровням глюкозы в сыворотке крови, а также чувствительности к инсулину и усилению глюконеогенеза в печени [102]. Также сообщалось, что дисбактериоз кишечника может снизить доступность глюкозы в скелетных мышцах, что приводит к снижению накопления гликогена. Содержание гликогена в мышцах является ключевым фактором, определяющим аэробный энергетический обмен у спортсменов. Нарушения уровня гликогена могут вызывать ухудшение мышечной силы и функций, что приводит к нарушению биоэнергетического обмена [18]. Эта концепция была подтверждена другим исследованием, которое коррелировало между составом кишечной микробиоты и содержанием мышечного гликогена. Было показано, что у свободных от бактерий мышей уровень мышечного гликогена ниже, чем у людей с нормальным составом микробиома [101]. Эти данные демонстрируют важную роль микробиоты в функционировании скелетных мышц за счет улучшения доступности энергетических субстратов, таких как глюкоза.

7. Взаимодействие между микробиотой и функцией митохондрий

Кишечная микробиота может по-разному влиять на функции митохондрий. LPS, продуцируемый главным образом патогенными бактериями, активирует передачу сигналов NF-kB и воспалительный ответ через TLRs, что приводит к выработке провоспалительных цитокинов. Активация TLRs косвенно увеличивает активацию ETC, приводя к генерации АФК в митохондриях [103]. Отмечено, что рост патогенных видов Listeria monocytogenes способствует фрагментации митохондриальных сетей, нарушая их функцию [104]. Было показано, что другие кишечные бактерии, такие как Mycobacterium tuberculosis и Ehrlichia chaffeensis, снижают выработку АФК путем ингибирования LPS-инициируемых путей или повышения активности SOD [103].

Кроме того, также сообщалось, что аминокислотно-восстановительные бактерии, например Escherichia coli и Salmonella, способны продуцировать сероводород (H2S). В больших количествах H2S ингибирует митохондриальную ETC, снижая активность цитохром С-оксидазы [103]. Другие бактериальные метаболиты, такие как SCFAs, могут способствовать регуляции метаболизма аэробной энергии в скелетных мышцах. Это происходит главным образом через бутират и его способность вступать в цикл Кребса для повышения его эффективности [105]. Тем не менее, последние данные свидетельствуют о том, что 3-O-сульфат изованиловой кислоты (IVAS) также может оказывать положительное влияние на поглощение и метаболизм глюкозы в клетках человека. Было показано, что IVAS увеличивает транспорт глюкозы в зависимости от дозы путем активации GLUT-4 и GLUT-1, фосфатидилинозитол-3-киназы (PI3K) и фосфорилирования AKT [106]. PI3K, по-видимому, имеет решающее значение для метаболизма мышц и митохондриального гомеостаза путем модуляции чувствительности к инсулину [107].

8. Микробная модуляция нейроактивных молекул.

В последнее время многочисленные исследования подтверждают существование оси кишечника-мозга (GBA), которая обеспечивает двунаправленную связь между этими двумя органами. Ее сигнальные пути состоят в основном из афферентных и эфферентных нейронов, проходящих через симпатические и парасимпатические волокна вегетативной нервной системы (ANS). Используя эти двунаправленные перекрестные помехи, кишечные сигналы могут влиять на работу мозга, регулировать настроение или даже рефлекторную деятельность. Точно так же центральная нервная система может изменять моторику желудочно-кишечного тракта (GI) и кислотную секрецию в желудке и контролировать процесс дефекации [108,109].

Было установлено, что кишечная микробиота играет решающую роль в коммуникации кишечника с мозгом, генерируя некоторые нейроактивные молекулы. Например, было продемонстрировано, что штаммы рода Lactobacillus продуцируют γ-аминомасляную кислоту (ГАМК), важный ингибиторный трансмиттер в головном мозге. Точно так же было показано, что другие виды бактерий способны к синтезу норадреналина (например, Bacillus mycoides, Bacillus subtilis), дофамина (например, Bacillus cereus, Bacillus mycoides, Bacillus subtilis) и серотонина (например, Lactococcus lactis, Lactobacillus plantarum, Streptococcus thermophilus) [108,110,111]. Таким образом, очевидно, что кишечные бактерии обладают потенциалом изменять активность нейромедиаторов, таким образом взаимодействуя с нервной системой хозяина для регуляции психического здоровья, а следовательно, обмена веществ и физической работоспособности.

В подтверждение этих результатов недавний системный обзор показал, как умеренные тренировки способствуют повышению уровня ГАМК в гипоталамусе, что связано с пониженным артериальным давлением в покое, частотой сердечных сокращений и симпатическим тонусом. Кроме того, было показано, что дофамин синтезируется в желудочно-кишечном тракте во время стрессовых ситуаций. С другой стороны, тренировочная перегрузка, как сообщалось, вызывала мышечное истощение и изменения в ЦНС, приводящие к нарушениям настроения, усталости, бессоннице и депрессии. Центральная усталость была связана с повышением высвобождения 5-НТ и могла привести к неоптимальной физической работоспособности. По общему мнению, это снижение уровня 5-НТ в головном мозге может привести к проявлению расстройств настроения, депрессии, искажению сердечной функции и изменениям артериального давления. В целом было показано, что кишечная микробиота способствует выработке и регуляции нейромедиаторов и гормонов, что, следовательно, влияет на самочувствие спортсменов, настроение, мотивацию и субъективное чувство регенерации [112].

Интересно, что исследование, проведенное Bravo et al. показало, что хронические добавки с Lactobacillus rhamnosus вызывали изменения в экспрессии центральных ГАМК-рецепторов, снижая вызванный стрессом кортикостерон (CORT), а также поведение, связанное с тревогой и депрессией [113]. Кроме того, было показано, что уровни 5-НТ в крови и ободочной кишке безмикробных (GF) животных ниже по сравнению с их обычно колонизированными аналогами. Было высказано предположение, что этот эффект зависит от бактериальных молекул, таких как SCFAs [114]. Кроме того, Crumeyrolle-Arias et al. продемонстрировали важную роль бактерий кишечника в ответ на стресс. У мышей GF наблюдалась более высокая концентрация CORT в сыворотке, повышенная экспрессия мРНК кортикотропин-рилизинг-фактора (CRF) в гипоталамусе и более низкая скорость дофаминергического обмена в гиппокампе по сравнению с SPF-мышами. Эти изменения свидетельствуют о том, что недостаток кишечной микробиоты усугубляет стрессовую реакцию [115]. Кроме того, хроническое повышение уровня эндогенных глюкокортикоидов, возможно, привело к снижению скорости синтеза белка и усилению протеолиза с образованием аминокислот, которые служат предшественниками глюконеогенеза в печени. Однако в скелетных мышцах это может привести к развитию окислительного стресса [116] и атрофии скелетных мышц, а также к мышечной слабости [117,118]. Основываясь на этих данных, мы предположили, что микробный состав кишечника играет решающую роль в развитии и функции соответствующей реакции на стресс посредством регуляции гипоталамус-гипофиз-адренокортикальной оси и, как следствие, физических упражнений у спортсменов.

9. Влияние микробиома на работоспособность

Многочисленные исследования показали обоснованность стратегий, направленных на микробиоту кишечника, для улучшения параметров тренировки и повышения тренировочных возможностей, как показано в таблице 1. Исследования указывают на способность кишечной микробиоты смягчать окислительный стресс и воспаление, вызванное физической нагрузкой [78,79,80,119,120]. Испытание, проведенное Jager et al. показало, что пробиотические добавки Bacillus coagulans GBI-30 улучшают анаэробную способность, измеренную с помощью теста Wingate [121]. Положительные свойства пробиотических добавок при регенерации после тренировки были представлены Carbuhn et al. а также Huang et al., используя Bifidobacterium longum 35624 [122] и Lactobacillus plantarum PS128 [79], соответственно. В обеих группах исследования спортсмены сообщали о более быстром времени восстановления в пробиотической группе по сравнению с группами плацебо.

Таблица 1. Влияние микробиоты на физическую нагрузку.

Влияние микробиоты на физическую нагрузку

Исследования на животных также показали положительный пробиотический эффект на аэробную подготовленность спортсменов за счет продления времени тренировки до истощения. Hsu et al. наблюдали увеличение мышечной массы и выносливости, а также антиоксидантный потенциал у мышей с оптимальным составом кишечной микробиоты [119]. Эти наблюдения согласуются с последующим медицинским экспериментом, проведенным Chen et al. [52]. Аналогичные сообщения получены от Scheiman et al., Которые продемонстрировали роль бактерий в утилизации лактата и, следовательно, в повышении физической работоспособности [97].

10. Выводы

В свете современных знаний представляется, что вмешательство кишечной микробиоты может оказать благотворное влияние на организм человека, что приведет к улучшению спортивных результатов. Модуляция иммунного ответа, окислительного стресса, метаболических процессов и биодоступности питательных веществ считаются основными механизмами, с помощью которых микробиота влияет на тренировочную адаптацию. Микробиом может также оказывать влияние на синтез мышечного белка, биогенез и функцию митохондрий, а также на накопление мышечного гликогена. Дисбактериоз может снижать физиологическую адаптацию, увеличивать маркеры воспаления и образование АФК, а также разрушение макромолекул свободными радикалами, что способствует атрофии скелетных мышц. С другой стороны, многочисленные исследования указывают на положительное влияние добавок пробиотиков на аэробные и анаэробные показатели у спортсменов. Не все эти процессы хорошо изучены, и существует необходимость в будущих исследованиях для изучения этой связи между кишечником и мышцами. Эти исследования должны быть сосредоточены на спортсменах и стремиться улучшить наше понимание их физиологического поддержания мышечной функции.

См. дополнительно: Физические нагрузки, зонулин и пробиотики

Литература

  1. Thursby, E.; Juge, N. Introduction to the human gut microbiota. Biochem. J. 2017, 474, 1823–1836. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  2. Gary, D.W.; Bushmanc, F.D.; Lewis, J.D. Diet, the human gut microbiota, and IBD. Anaerobe 2013, 24, 117–120. [Google Scholar]
  3. Shreiner, A.B.; Kao, J.Y.; Young, V.B. The gut microbiome in health and in disease. Curr. Opin. Gastroenterol 2015, 31, 69–75. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  4. Mach, N.; Fuster-Botella, D. Endurance exercise and gut microbiota: A review. J. Sport Health Sci. 2017, 6, 179–197. [Google Scholar] [CrossRef]
  5. Rothschild, D.; Weissbrod, O.; Barkan, E.; Kurilshikov, A.; Korem, T.; Zeevi, D. Environment dominates over host genetics in shaping human gut microbiota. Nature 2018, 555, 210–215. [Google Scholar] [CrossRef]
  6. Vich Vila, A.; Collij, V.; Sanna, S.; Sinha, T.; Imhann, F.; Bourgonje, A.R. Impact of commonly used drugs on the composition and metabolic function of the gut microbiota. Nat. Commun. 2020, 11, 362. [Google Scholar] [CrossRef]
  7. Das, B.; Nair, G.B. Homeostasis and dysbiosis of the gut microbiome in health and disease. J. Biosci. 2019, 44. [Google Scholar] [CrossRef]
  8. Hearris, M.A.; Hammond, K.M.; Fell, J.M.; Morton, J.P. Regulation of Muscle Glycogen Metabolism during Exercise: Implications for Endurance Performance and Training Adaptations. Nutrients 2018, 3, 298. [Google Scholar] [CrossRef]
  9. Atherton, P.J.; Smith, K. Muscle protein synthesis in response to nutrition and exercise. J. Physiol. 2012, 590, 1049–1057. [Google Scholar] [CrossRef]
  10. McCarthy, J.J.; Esser, K.A. Anabolic and catabolic pathways regulating skeletal muscle mass. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care 2010, 13, 230–235. [Google Scholar] [CrossRef]
  11. Ji, L.L.; Gomez-Cabrera, M.C.; Steinhafel, N.; Vina, J. Acute exercise activates nuclear factor (NF)-κB signaling pathway in rat skeletal muscle. FASEB J. 2004, 18, 1499–1506. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  12. Sohail, M.U.; Yassine, H.M.; Sohail, A.; Al Thani, A.A. Impact of Physical Exercise on Gut Microbiome, Inflammation, and the Pathobiology of Metabolic Disorders. Rev. Diabet. Stud. 2019, 15, 35–48. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  13. Coleman, N. Gastrointestinal Issues in Athletes. Curr. Sports Med. Rep. 2019, 18, 185–187. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  14. De Kivit, S.; Tobin, M.C.; Forsyth, C.B.; Keshavarzian, A.; Landay, A.L. Regulation of Intestinal Immune Responses through TLR Activation: Implications for Pro- and Prebiotics. Front. Immunol. 2014, 5, 60. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  15. McCall, L.M.; Ackerman, K.E. Endocrine and metabolic repercussions of relative energy deficiency in sport. Curr. Opin. Endocr. Metab. Res. 2019, 9, 56–65. [Google Scholar] [CrossRef]
  16. Mountjoy, M.; Sundgot-Borgen, J.; Burke, L.; Carter, S.; Constantini, N.; Lebrun, C. The IOC consensus statement: Beyond the Female Athlete Triad—Relative Energy Deficiency in Sport (RED-S). Br. J. Sports Med. 2014, 48, 491–497. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  17. Spriet, L.L. New Insights into the Interaction of Carbohydrate and Fat Metabolism during Exercise. Sports Med. 2014, 44, 87–96. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  18. Philp, A.; Hargreaves, M.; Baar, K. More than a store: Regulatory roles for glycogen in skeletal muscle adaptation to exercise. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2012, 302, 1343–1351. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  19. Gentile, C.L.; Weir, T.L. The gut microbiota at the intersection of diet and human health. Science 2018, 362, 776–780. [Google Scholar] [CrossRef]
  20. Shimizu, H.; Masujima, Y.; Ushiroda, C.; Mizushima, R.; Taira, S.; Ohue-Kitano, R. Dietary short-chain fatty acid intake improves the hepatic metabolic condition via FFAR3. Sci. Rep. 2019, 9, 16574. [Google Scholar] [CrossRef]
  21. Burke, L.M.; Ross, M.L.; Garvican-Lewis, L.A.; Welvaert, M.; Heikura, I.A.; Forbes, S.G. Low carbohydrate, high fat diet impairs exercise economy and negates the performance benefit from intensified training in elite race walkers. J. Physiol. 2017, 595, 2785–2807. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  22. Crawford, M.; Whisner, C.; Al-Nakkash, L.; Sweazea, K.L. Six-Week High-Fat Diet Alters the Gut Microbiome and Promotes Cecal Inflammation, Endotoxin Production, and Simple Steatosis without Obesity in Male Rats. Lipids. 2019, 54, 119–131. [Google Scholar] [CrossRef]
  23. Wu, G.D.; Chen, J.; Hoffmann, C.; Bittinger, K.Y.; Chen, Y.; Keilbaugh, S.A. Linking Long-Term Dietary Patterns with Gut Microbial Enterotypes. Science 2011, 334, 105–108. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  24. Rinninella, E.; Cintoni, M.; Raoul, P.; Lopetuso, L.R.; Scaldaferri, F.; Pulcini, G. Food Components and Dietary Habits: Keys for a Healthy Gut Microbiota Composition. Nutrients 2019, 10, 2393. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  25. Den Hartigh, L.J. Conjugated Linoleic Acid Effects on Cancer, Obesity, and Atherosclerosis: A Review of Pre-Clinical and Human Trials with Current Perspectives. Nutrients 2019, 11, 370. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  26. Churchward-Venne, T.A.; Burd, N.A.; Mitchell, C.J.; West, D.W.D.; Philp, A.; Marcotte, G.R. Supplementation of a suboptimal protein dose with leucine or essential amino acids: Effects on myofibrillar protein synthesis at rest and following resistance exercise in men. J. Physiol. 2012, 590, 2751–2765. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  27. Dallas, D.C.; Sanctuary, M.R.; Qu, Y.; Khajavi, S.H.; van Zandt, A.E.; Dyandra, M. Personalizing protein nourishment. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2017, 57, 3313–3331. [Google Scholar] [CrossRef]
  28. Chassard, C.; Lacroix, C. Carbohydrates and the human gut microbiota. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care 2013, 16, 453–460. [Google Scholar] [CrossRef]
  29. Wu, G.D.; Compher, C.; Chen, E.Z.; Smith, S.A.; Shah, R.D.; Bittinger, K. Comparative metabolomics in vegans and omnivores reveal constraints on diet-dependent gut microbiota metabolite production. Gut 2016, 65, 63–72. [Google Scholar] [CrossRef]
  30. Kårlund, A.; Gómez-Gallego, C.; Turpeinen, A.M.; Palo-Oja, O.M.; El-Nezami, H.; Kolehmainen, M. Protein Supplements and Their Relation with Nutrition, Microbiota Composition and Health: Is More Protein Always Better for Sportspeople? Nutrients 2019, 4, 829. [Google Scholar] [CrossRef]
  31. Mika, A.; van Treuren, W.; González, A.; Herrera, J.J.; Knight, R.; Fleshner, M. Exercise is More Effective at Altering Gut Microbial Composition and Producing Stable Changes in Lean Mass in Juvenile versus Adult Male F344 Rats. PLoS ONE 2015. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  32. Barton, W.; Penney, N.C.; Cronin, O.; Garcia-Perez, I.; Molloy, M.G.; Holmes, E. The microbiome of professional athletes differs from that of more sedentary subjects in composition and particularly at the functional metabolic level. Gut. 2018, 67, 625–633. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  33. Petersen, L.M.; Bautista, E.J.; Nguyen, H.; Hanson, B.M.; Chen, L.; Lek, S.H. Community characteristics of the gut microbiomes of competitive cyclists. Microbiome 2017, 5, 98. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  34. Durk, R.P.; Castillo, E.; Márquez-Magaña, L.; Grosicki, G.J.; Bolter, N.D.; Lee, C.M. Gut Microbiota Composition Is Related to Cardiorespiratory Fitness in Healthy Young Adults. Int. J. Sport Nutr. Exerc. Metab. 2019, 29, 249–253. [Google Scholar] [CrossRef]
  35. Małkiewicz, M.A.; Szarmach, A.; Sabisz, A.; Cubała, W.J.; Szurowska, E.; Winklewski, P.J. Blood-brain barrier permeability and physical exercise. J. Neuroinflammation 2019, 16, 15. [Google Scholar]
  36. Cervenka, I.; Agudelo, L.Z.; Ruas, J.L. Kynurenines: Tryptophan’s metabolites in exercise, inflammation, and mental health. Science 2017, 357, 9794. [Google Scholar] [CrossRef]
  37. Karl, J.P.; Margolis, L.M.; Madslien, E.H.; Murphy, N.E.; Castellani, J.W.; Gundersen, Y. Changes in intestinal microbiota composition and metabolism coincide with increased intestinal permeability in young adults under prolonged physiological stress. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2017, 312, 559–571. [Google Scholar] [CrossRef]
  38. Peternelj, T.T.; Coombes, J.S. Antioxidant Supplementation during Exercise Training. Sports Med. 2011, 41, 1043–1069. [Google Scholar] [CrossRef]
  39. Safdar, A.; Hamadeh, M.J.; Kaczor, J.J.; Raha, S.; Debeer, J.; Tarnopolsky, M.A. Aberrant Mitochondrial Homeostasis in the Skeletal Muscle of Sedentary Older Adults. PLoS ONE 2010, 5, 10778. [Google Scholar] [CrossRef]
  40. Kaczor, J.J.; Robertshaw, H.A.; Tarnopolsky, M.A. Higher Oxidatove Stress in Skeletal Muscle of McArdle Disease Patients. Mol. Genet. Metab. Rep. 2017, 12, 69–75. [Google Scholar] [CrossRef]
  41. Pingitore, A.; Lima, G.P.P.; Mastorci, F.; Quinones, A.; Iervasi, G.; Vassalle, C. Exercise and oxidative stress: Potential effects of antioxidant dietary strategies in sports. Nutrition 2015, 31, 916–922. [Google Scholar] [CrossRef]
  42. HajizadehMaleki, B.; Tartibian, B.; Eghbali, M.; Asri-Rezaei, S. Comparison of seminal oxidants and antioxidants in subjects with different levels of physical fitness. Andrology 2013, 1, 607–614. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  43. Brinkmann, C.; Chung, N.; Schmidt, U.; Kreutz, T.; Lenzen, E.; Schiffer, T. Training alters the skeletal muscle antioxidative capacity in non-insulin-dependent type 2 diabetic men. Scand. J. Med. Sci. Sports 2012, 22, 462–470. [Google Scholar] [CrossRef]
  44. Brandt, N.; Gunnarsson, T.P.; Hostrup, M.; Tybirk, J.; Nybo, L.; Pilegaard, H. Impact of adrenaline and metabolic stress on exercise-induced intracellular signaling and PGC-1α mRNA response in human skeletal muscle. Physiol. Rep. 2016, 4, 12844. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  45. Schoenfeld, B.J. Does exercise-induced muscle damage play a role in skeletal muscle hypertrophy? J. Strength Cond. Res. 2012, 26, 1441–1453. [Google Scholar] [CrossRef]
  46. Martarelli, D.; Verdenelli, M.C.; Scuri, S.; Cocchioni, M.; Silvi, S.; Cecchini, C. Effect of a probiotic intake on oxidant and antioxidant parameters in plasma of athletes during intense exercise training. Curr. Microbiol. 2011, 62, 1689–1696. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  47. Spyropoulos, B.G.; Misiakos, E.P.; Fotiadis, C.; Stoidis, C.N. Antioxidant properties of probiotics and their protective effects in the pathogenesis of radiation-induced enteritis and colitis. Dig. Dis. Sci. 2011, 56, 285–294. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  48. Qiao, Y.; Sun, J.; Ding, Y.; Le, G.; Shi, Y. Alterations of the gut microbiota in high-fat diet mice is strongly linked to oxidative stress. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2013, 97, 1689–1697. [Google Scholar] [CrossRef]
  49. Ticinesi, A.; Lauretani, F.; Tana, C.; Nouvenne, A.; Ridolo, E.; Meschi, T. Exercise and immune system as modulators of intestinal microbiome: Implications for the gut-muscle axis hypothesis. Exerc. Immunol. Rev. 2019, 25, 84–95. [Google Scholar]
  50. Ni Lochlainn, M.; Bowyer, R.C.E.; Steves, C.J. Dietary Protein and Muscle in Aging People: The Potential Role of the Gut Microbiome. Nutrients 2018, 7, 929. [Google Scholar] [CrossRef]
  51. Bindels, L.B.; Beck, R.; Schakman, O.; Martin, J.C.; De Backer, F.; Sohet, F.M. Restoring Specific Lactobacilli Levels Decreases Inflammation and Muscle Atrophy Markers in an Acute Leukemia Mouse Model. PLoS ONE 2012, 7, 37971. [Google Scholar] [CrossRef]
  52. Chen, Y.M.; Wei, L.; Chiu, Y.S.; Hsu, Y.J.; Tsai, T.Y.; Wang, M.F. Lactobacillus plantarum TWK10 Supplementation Improves Exercise Performance and Increases Muscle Mass in Mice. Nutrients 2016, 8, 205. [Google Scholar] [CrossRef]
  53. Buigues, C.; Fernández-Garrido, J.; Pruimboom, L.; Hoogland, A.J.; Navarro-Martínez, R.; Martínez-Martínez, M. Effect of a Prebiotic Formulation on Frailty Syndrome: A Randomized, Double-Blind Clinical Trial. Int. J. Mol. Sci. 2016, 17, 932. [Google Scholar] [CrossRef]
  54. Xiao, S.; Fei, N.; Pang, X.; Shen, J.; Wang, L.; Zhang, B. A gut microbiota-targeted dietary intervention for amelioration of chronic inflammation underlying metabolic syndrome. FEMS Microbiol. Ecol. 2014, 87, 357–367. [Google Scholar] [CrossRef]
  55. Ahola, A.J.; Lassenius, M.I.; Forsblom, C.; Harjutsalo, V.; Lehto, M.; Groop, P.H. Dietary patterns reflecting healthy food choices are associated with lower serum LPS activity. Sci. Rep. 2017, 7, 6511. [Google Scholar] [CrossRef]
  56. Salguero, M.; Al Obaide, M.; Singh, R.; Siepmann, T.; Vasylyeva, T. Dysbiosis of Gram-negative gut microbiota and the associated serum lipopolysaccharide exacerbates inflammation in type 2 diabetic patients with chronic kidney disease. Exper. Ther. Med. 2019, 5, 3461–3469. [Google Scholar] [CrossRef]
  57. Stevens, B.R.; Goel, R.; Seungbum, K.; Richards, E.M.; Holbert, R.C.; Pepine, C.J. Increased human intestinal barrier permeability plasma biomarkers zonulin and FABP2 correlated with plasma LPS and altered gut microbiome in anxiety or depression. Gut 2018, 67, 1555–1557. [Google Scholar] [CrossRef]
  58. Lamprecht, M.; Frauwallner, A. Exercise, intestinal barrier dysfunction and probiotic supplementation. Med. Sport Sci. 2012, 59, 47–56. [Google Scholar]
  59. Schirmer, M.; Smeekens, S.P.; Vlamakis, H.; Jaeger, M.; Oosting, M.; Franzosa, E.A. Linking the Human Gut Microbiome to Inflammatory Cytokine Production Capacity. Cell 2016, 167, 1897. [Google Scholar] [CrossRef]
  60. Linsalata, M.; Riezzo, G.; D’Attoma, B.; Clemente, C.; Orlando, A.; Russo, F. Noninvasive biomarkers of gut barrier function identify two subtypes of patients suffering from diarrhoea predominant-IBS: A case-control study. BMC Gastroenterol. 2018, 18, 167. [Google Scholar] [CrossRef]
  61. Konturek, P.C.; Brzozowski, T.; Konturek, S.J. Stress and the gut: Pathophysiology, clinical consequences, diagnostic approach and treatment options. J. Physiol. Pharmacol. 2011, 62, 591–599. [Google Scholar]
  62. Round, J.L.; Lee, S.M.; Li, J.; Tran, G.; Jabri, B.; Chatila, T.A. The Toll-like receptor 2 pathway establishes colonization by a commensal of the human microbiota. Science 2011, 332, 974–977. [Google Scholar] [CrossRef]
  63. Strzępa, A.; Szczepanik, M. Influence of natural gut flora on immune response. Postepy Hig. Med. Dosw. 2013, 67, 908–920. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  64. McCarthy, J.J.; Mula, J.; Miyazaki, M.; Erfani, R.; Garrison, K.; Farooqui, A.B. Effective fiber hypertrophy in satellite cell-depleted skeletal muscle. Development 2011, 138, 3657–3666. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  65. Gumucio, J.P.; Mendias, C.L. Atrogin-1, MuRF-1, and sarcopenia. Endocrine 2013, 43, 12–21. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  66. Liu, H.W.; Chen, Y.J.; Chang, Y.C.; Chang, S.J. Oligonol, a Low-Molecular Weight Polyphenol Derived from Lychee, Alleviates Muscle Loss in Diabetes by Suppressing Atrogin-1 and MuRF1. Nutrients 2017, 9, 1040. [Google Scholar] [CrossRef]
  67. Bonaldo, P.; Sandri, M. Cellular and molecular mechanisms of muscle atrophy. Dis. Model. Mech. 2013, 6, 25–39. [Google Scholar] [CrossRef]
  68. Barclay, R.D.; Burd, N.A.; Tyler, C.; Tillin, N.A.; Mackenzie, R.W. The Role of the IGF-1 Signaling Cascade in Muscle Protein Synthesis and Anabolic Resistance in Aging Skeletal Muscle. Front. Nutr. 2019, 6, 146. [Google Scholar] [CrossRef]
  69. Philippou, A.; Barton, E.R. Optimizing IGF-I for skeletal muscle therapeutics. Growth Horm. IGF Res. 2014, 24, 157–163. [Google Scholar] [CrossRef]
  70. Sanchez, A.M.; Candau, R.; Bernardi, H. Recent Data on Cellular Component Turnover: Focus on Adaptations to Physical Exercise. Cells 2019, 8, 542. [Google Scholar] [CrossRef]
  71. Sanchez, A.M.J.; Csibi, A.; Raibon, A.; Cornille, K.; Gay, S.; Bernardi, H. AMPK promotes skeletal muscle autophagy through activation of forkhead FoxO3a and interaction with Ulk1. J. Cell Biochem. 2012, 113, 695–710. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  72. Sanchez, A.M.J.; Bernardi, H.; Py, G.; Candau, R.B. Autophagy is essential to support skeletal muscle plasticity in response to endurance exercise. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2014, 307, 956–969. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  73. da Rocha, A.L.; Pinto, A.P.; Kohama, E.B.; Pauli, J.R.; de Moura, L.P.; Cintra, D.E. The proinflammatory effects of chronic excessive exercise. Cytokine 2019, 119, 57–61. [Google Scholar] [CrossRef]
  74. Shephard, R.J.; Shek, P.N. Acute and chronic over-exertion: Do depressed immune responses provide useful markers? Int. J. Sports Med. 1998, 19, 159–171. [Google Scholar] [CrossRef]
  75. Angeli, A.; Minetto, M.; Dovio, A.; Paccotti, P. The overtraining syndrome in athletes: A stress-related disorder. J. Endocrinol. Investig. 2004, 27, 603–612. [Google Scholar] [CrossRef]
  76. Smith, L.L. Cytokine hypothesis of overtraining: A physiological adaptation to excessive stress? Med. Sci. Sports Exerc. 2000, 32, 317–331. [Google Scholar] [CrossRef]
  77. Borges, L.S.; Dermargos, A.; da Silva Junior, E.P.; Weimann, E.; Lambertucci, R.H.; Hatanaka, E. Melatonin decreases muscular oxidative stress and inflammation induced by strenuous exercise and stimulates growth factor synthesis. J. Pineal. Res. 2015, 58, 166–172. [Google Scholar] [CrossRef]
  78. Jäger, R.; Purpura, M.; Stone, J.D.; Turner, S.M.; Anzalone, A.J.; Eimerbrink, M.J. Probiotic Streptococcus thermophilus FP4 and Bifidobacteriumbreve BR03 Supplementation Attenuates Performance and Range-of-Motion Decrements Following Muscle Damaging Exercise. Nutrients 2016, 10, 642. [Google Scholar] [CrossRef]
  79. Huang, W.C.; Wei, C.C.; Huang, C.C.; Chen, W.L.; Huang, H.Y. The Beneficial Effects of Lactobacillus plantarum PS128 on High-Intensity, Exercise-Induced Oxidative Stress, Inflammation, and Performance in Triathletes. Nutrients 2019, 2, 353. [Google Scholar] [CrossRef]
  80. Townsend, J.; Bender, D.; Vantrease, W.; Sapp, P.; Toy, A.; Woods, C. Effects of Probiotic (Bacillus subtilis DE111) Supplementation on Immune Function, Hormonal Status, and Physical Performance in Division I Baseball Players. Sports 2018, 6, 70. [Google Scholar] [CrossRef]
  81. Roberts, J.D.; Suckling, C.A.; Peedle, G.Y.; Murphy, J.A.; Dawkins, T.G.; Roberts, M.G. An Exploratory Investigation of Endotoxin Levels in Novice Long Distance Triathletes, and the Effects of a Multi-Strain Probiotic/Prebiotic, Antioxidant Intervention. Nutrients 2016, 11, 733. [Google Scholar] [CrossRef]
  82. Marchesi, J.R.; Adams, D.H.; Fava, F.; Hermes, G.D.A.; Hirschfield, G.M.; Hold, G. The gut microbiota and host health: A new clinical frontier. Gut 2016, 65, 330–339. [Google Scholar] [CrossRef]
  83. Macfarlane, G.T.; Macfarlane, S. Fermentation in the human large intestine: Its physiologic consequences and the potential contribution of prebiotics. J. Clin. Gastroenterol. 2011, 45, 120–127. [Google Scholar] [CrossRef]
  84. Magnusson, M.K.; Isaksson, S.; Öhman, L. The Anti-inflammatory Immune Regulation Induced by Butyrate Is Impaired in Inflamed Intestinal Mucosa from Patients with Ulcerative Colitis. Inflammation 2019, 43, 507–517. [Google Scholar] [CrossRef]
  85. Hernández, M.A.G.; Canfora, E.E.; Jocken, J.W.E.; Blaak, E.E. The Short-Chain Fatty Acid Acetate in Body Weight Control and Insulin Sensitivity. Nutrients 2019, 9, 1943. [Google Scholar] [CrossRef]
  86. Kasubuchi, M.; Hasegawa, S.; Hiramatsu, T.; Ichimura, A.; Kimura, I. Dietary gut microbial metabolites, short-chain fatty acids, and host metabolic regulation. Nutrients 2015, 7, 2839–2849. [Google Scholar] [CrossRef]
  87. Samuel, B.S.; Shaito, A.; Motoike, T.; Rey, F.E.; Backhed, F.; Manchester, J.K.; Hammer, R.E.; Williams, S.C.; Crowley, J.; Yanagisawa, M.; et al. Effects of the gut microbiota on host adiposity are modulated by the short-chain fatty-acid binding G protein-coupled receptor, Gpr41. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2008, 105, 16767–16772. [Google Scholar] [CrossRef]
  88. den Besten, G.; van Eunen, K.; Groen, A.K.; Venema, K.; Reijngoud, D.J. The role of short-chain fatty acids in the interplay between diet, gut microbiota, and host energy metabolism. J. Lipid. Res. 2013, 54, 2325–2340. [Google Scholar] [CrossRef]
  89. Cerdá, B.; Pérez, M.; Pérez-Santiago, J.D.; Tornero-Aguilera, J.F.; González-Soltero, R.; Larrosa, M. Gut Microbiota Modification: Another Piece in the Puzzle of the Benefits of Physical Exercise in Health? Front. Physiol. 2016, 7, 51. [Google Scholar] [CrossRef]
  90. Kobayashi, Y.; Hara, N.; Sugimoto, R.; Mifuji-Moroka, R.; Tanaka, H.; Eguchi, A. The Associations between Circulating Bile Acids and the Muscle Volume in Patients with Non-alcoholic Fatty Liver Disease (NAFLD). Intern. Med. 2017, 56, 755–762. [Google Scholar] [CrossRef]
  91. Sayin, S.I.; Wahlström, A.; Felin, J.; Jäntti, S.; Marschall, H.U.; Bamberg, K. Gut microbiota regulates bile acid metabolism by reducing the levels of tauro-beta-muricholic acid, a naturally occurring FXR antagonist. Cell Metab. 2013, 17, 225–235. [Google Scholar] [CrossRef]
  92. Lin, R.; Liu, W.; Piao, M.; Zhu, H. A review of the relationship between the gut microbiota and amino acid metabolism. Amino Acids 2017, 49, 2083–2090. [Google Scholar] [CrossRef]
  93. Neis, E.; Dejong, C.; Rensen, S. The Role of Microbial Amino Acid Metabolism in Host Metabolism. Nutrients 2015, 7, 2930–2946. [Google Scholar] [CrossRef]
  94. LeBlanc, J.G.; Milani, C.; de Giori, G.S.; Sesma, F.; van Sinderen, D.; Ventura, M. Bacteria as vitamin suppliers to their host: A gut microbiota perspective. Curr. Opin. Biotechnol. 2013, 24, 160–169. [Google Scholar] [CrossRef]
  95. Pereira-Caro, G.; Polyviou, T.; Ludwig, I.A.; Nastase, A.M.; Moreno-Rojas, J.M.; Garcia, A.L. Bioavailability of orange juice (poly)phenols: The impact of short-term cessation of training by male endurance athletes. Am. J. Clin. Nutr. 2017, 106, 791–800. [Google Scholar] [CrossRef]
  96. Kang, C.Y.; Halabi, W.J.; Luo, R.; Pigazzi, A.; Nguyen, N.T.; Stamos, M.J. Laparoscopic colorectal surgery: A better look into the latest trends. Archiv. Surg. 2012, 147, 724–731. [Google Scholar] [CrossRef]
  97. Scheiman, J.; Luber, J.M.; Chavkin, T.A.; MacDonald, T.; Tung, A.; Pham, L.D. Meta-omics analysis of elite athletes identifies a performance-enhancing microbe that functions via lactate metabolism. Nat. Med. 2019, 25, 1104–1109. [Google Scholar] [CrossRef]
  98. Chambers, E.S.; Byrne, C.S.; Aspey, K.; Chen, Y.; Khan, S.; Morrison, D.J. Acute oral sodium propionate supplementation raises resting energy expenditure and lipid oxidation in fasted humans. Diabetes Obes. Metab. 2018, 20, 1034–1039. [Google Scholar] [CrossRef]
  99. Kimura, I.; Inoue, D.; Maeda, T.; Hara, T.; Ichimura, A.; Miyauch, S. Short-chain fatty acids and ketones directly regulate sympathetic nervous system via G protein-coupled receptor 41 (GPR41). Proc. Natl. Natl. Sci. USA 2011, 108, 8030–8035. [Google Scholar] [CrossRef]
  100. Pokrzywnicka, P.; Gumprecht, J. Intestinal microbiota and its relationship with diabetes and obesity. Clin. Diabetol. 2017, 5, 164–172. [Google Scholar] [CrossRef]
  101. Nay, K.; Jollet, M.; Goustard, B.; Baati, N.; Vernus, B.; Pontones, M. Gut bacteria are critical for optimal muscle function: A potential link with glucose homeostasis. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2019, 317, 158–171. [Google Scholar] [CrossRef]
  102. Zarrinpar, A.; Chaix, A.; Xu, Z.Z.; Chang, M.W.; Marotz, C.A.; Saghatelian, A. Antibiotic-induced microbiome depletion alters metabolic homeostasis by affecting gut signaling and colonic metabolism. Nat. Commun. 2018, 9, 2872. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  103. Saint-Georges-Chaumet, Y.; Edeas, M. Microbiota–mitochondria inter-talk: Consequence for microbiota–host interaction. Pathog. Dis. 2016, 74, ftv096. [Google Scholar] [CrossRef]
  104. Lebreton, A.; Stavru, F.; Cossart, P. Organelle targeting during bacterial infection: Insights from Listeria. Trends Cell Biol. 2015, 25, 330–338. [Google Scholar] [CrossRef]
  105. Donohoe, D.R.; Garge, N.; Zhang, X.; Sun, W.; O’Connell, T.M.; Bunger, M.K. The microbiome and butyrate regulate energy metabolism and autophagy in the mammalian colon. Cell Metab. 2011, 13, 517–526. [Google Scholar] [CrossRef]
  106. Houghton, M.J.; Kerimi, A.; Mouly, V.; Tumova, S.; Williamson, G. Gut microbiomecatabolites as novel modulators of muscle cell glucose metabolism. FASEB J. 2019, 33, 1887–1898. [Google Scholar] [CrossRef]
  107. Li, M.E.; Lauritzen, H.P.M.M.; O’Neill, B.T.; Wang, C.-H.; Cai, W.; Brandao, B.B. Role of p110a subunit of PI3-kinase in skeletal muscle mitochondrial homeostasis and metabolism. Nat. Commun. 2019, 10, 3412. [Google Scholar] [CrossRef]
  108. Baj, A.; Moro, E.; Bistoletti, M.; Orlandi, V.; Crema, F.; Giaroni, C. Glutamatergis Signaling Along The Mivrobiota-Gut-Brain Axis. Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 1482. [Google Scholar] [CrossRef]
  109. Furness, J.B.; Callaghan, B.P.; Rivera, L.R.; Cho, H.-J. The enteric nervous system and gastrointestinal innervation: Integrated local and central control. Adv. Exp. Med. Biol. 2014, 817, 39–71. [Google Scholar]
  110. Bermon, S.; Petriz, S.; Kajėnienė, A.; Prestes, J.; Castell, L.; Franco, O.L. The microbiota: An exercise immunology perspective. Exerc. Immunol. Rev. 2015, 21, 70–79. [Google Scholar]
  111. Clarke, G.; Stilling, R.M.; Kennedy, P.J.; Stanton, C.; Cryan, J.F.; Dinan, T.G. Minireview: Gut Microbiota: The Neglected Endocrine Organ. Mol. Endocrinol. 2014, 28, 1221–1238. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  112. Clark, A.; Mach, N. Exercise-induced stress behavior, gutmicrobiota-brain axis and diet: A systematicreview for athletes. J. Int. Soc. Sports Nutr. 2016, 13, 43. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  113. Bravo, J.A.; Forsythe, P.; Chew, M.V.; Escaravage, E.; Savignac, H.M.; Dinan, T.G. Ingestion of Lactobacillus strain regulates emotional behavior and central GABA receptor expression in the Mouse via the vagus nerve. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, 16050–16055. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  114. Strandwitz, P. Neurotransmitter modulation by the gut microbiota. Brain Res. 2018, 1693, 128–133. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  115. Crumeyrolle-Arias, M.; Jaglin, M.; Bruneau, A.; Vancassel, S.; Cardona, A.; Dauge, V. Absence of the Gut Microbiota Enhances Anxiety-Like Behavior and Neuroendocrine Response to Acute Stress in Rats. Psychoneuroendocrinology. 2014, 42, 207–217. [Google Scholar] [CrossRef]
  116. Karnia, M.J.; Myslińska, D.; Dzik, K.P.; Flis, D.J.; Ciepielewski, Z.M.; Podlacha, M.; Kaczor, J.J. The Electrical Stimulation of the Bed Nucleus of the StriaTerminalis Causes Oxidative Stress in Skeletal Muscle of Rats. Oxid. Med. Cell Longev. 2018, 4671213. [Google Scholar] [CrossRef]
  117. Karnia, M.J.; Myślińska, D.; Dzik, K.P.; Flis, D.J.; Podlacha, M.; Kaczor, J.J. BST Stimulation Induces Atrophy and Changes in Aerobic Energy Metabolism in Rat Skeletal Muscles-The Biphasic Action of Endogenous Glucocorticoids. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 2787. [Google Scholar] [CrossRef]
  118. Kuo, T.; Harris, C.A.; Wang, J.C. Metabolic functions of glucocorticoid receptorin skeletal muscle. Mol. Cell. Endocrinol. 2013, 380, 79–88. [Google Scholar] [CrossRef]
  119. Hsu, Y.J.; Chiu, C.C.; Li, Y.P.; Huang, W.C.; Huang, Y.T.; Huang, C.C. Effect of intestinal microbiota on exercise performance in mice. J. Strength Cond. Res. 2015, 29, 552–558. [Google Scholar] [CrossRef]
  120. Ünsal, C.; Ünsal, H.; Ekici, M.; KoçYildirim, E.; Üner, A.G.; Yildiz, M. The effects of exhaustive swimming and probiotic administration in trained rats: Oxidative balance of selected organs, colon morphology, and contractility. Physiol. Int. 2018, 105, 309–324. [Google Scholar] [CrossRef]
  121. Jäger, R.; Shields, K.A.; Lowery, R.P.; De Souza, E.O.; Partl, J.M.; Hollmer, C. Probiotic Bacillus coagulans GBI-30, 6086 reduces exercise-induced muscle damage and increases recovery. Peer. J. 2016, 4, 2276. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  122. Carbuhn, A.; Reynolds, S.; Campbell, C.; Bradford, L.; Deckert, J.; Kreutzer, A. Effects of Probiotic (Bifidobacteriumlongum 35624) Supplementation on Exercise Performance, Immune Modulation, and Cognitive Outlook in Division I Female Swimmers. Sports 2018, 6, 116. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  123. Hoffman, J.R.; Hoffman, M.W.; Zelicha, H.; Gepner, Y.; Willoughby, D.S.; Feinstein, U. The Effect of 2 Weeks of Inactivated Probiotic Bacillus coagulans on Endocrine, Inflammatory, and Performance Responses During Self-Defense Training in Soldiers. J. Strength Cond. Res. 2019, 33, 2330–2337. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  124. Toohey, J.C.; Townsend, J.R.; Johnson, S.B.; Toy, A.M.; Vantrease, W.C.; Bender, D. Effects of Probiotic (Bacillus subtilis) Supplementation During Offseason Resistance Training in Female Division I Athletes. J. Strength Cond. Res. 2018, 1. [Google Scholar] [CrossRef]

Будьте здоровы!

 

ССЫЛКИ К РАЗДЕЛУ О ПРЕПАРАТАХ ПРОБИОТИКАХ

  1. ПРОБИОТИКИ
  2. ДОМАШНИЕ ЗАКВАСКИ
  3. БИФИКАРДИО
  4. КОНЦЕНТРАТ БИФИДОБАКТЕРИЙ ЖИДКИЙ
  5. ПРОПИОНИКС
  6. ЙОДПРОПИОНИКС
  7. СЕЛЕНПРОПИОНИКС
  8. БИФИДОБАКТЕРИИ
  9. ПРОПИОНОВОКИСЛЫЕ БАКТЕРИИ
  10. ПРОБИОТИКИ И ПРЕБИОТИКИ
  11. СИНБИОТИКИ
  12. АНТИОКСИДАНТНЫЕ СВОЙСТВА
  13. АНТИОКСИДАНТНЫЕ ФЕРМЕНТЫ
  14. АНТИМУТАГЕННАЯ АКТИВНОСТЬ
  15. МИКРОФЛОРА КИШЕЧНОГО ТРАКТА
  16. МИКРОФЛОРА И ФУНКЦИИ МОЗГА
  17. ПРОБИОТИКИ И ХОЛЕСТЕРИН
  18. ПРОБИОТИКИ ПРОТИВ ОЖИРЕНИЯ
  19. МИКРОФЛОРА И САХАРНЫЙ ДИАБЕТ
  20. ПРОБИОТИКИ и ИММУНИТЕТ
  21. ПРОБИОТИКИ и ГРУДНЫЕ ДЕТИ
  22. ДИСБАКТЕРИОЗ
  23. МИКРОЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ
  24. ПРОБИОТИКИ С ПНЖК
  25. ВИТАМИННЫЙ СИНТЕЗ
  26. АМИНОКИСЛОТНЫЙ СИНТЕЗ
  27. АНТИМИКРОБНЫЕ СВОЙСТВА
  28. СИНТЕЗ ЛЕТУЧИХ ЖИРНЫХ КИСЛОТ
  29. СИНТЕЗ БАКТЕРИОЦИНОВ
  30. ФУНКЦИОНАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
  31. АЛИМЕНТАРНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ
  32. ПРОБИОТИКИ ДЛЯ СПОРТСМЕНОВ
  33. ПРОИЗВОДСТВО ПРОБИОТИКОВ
  34. ЗАКВАСКИ ДЛЯ ПИЩЕВОЙ ПРОМЫШЛЕННОСТИ
  35. НОВОСТИ