Главная \ 3. Пробиотики \ Синбиотики \ Пищевые волокна \ Пища для кишечного микробиома

Роль диетических питательных веществ в модуляции кишечной микробиоты

Питание для кишечной микробиотыРоль диетических питательных веществ в модуляции кишечной микробиоты

Роль диетических питательных веществ в модуляции кишечной микробиоты

Qi Yang, Qi Liang, et al.
Role of Dietary Nutrients in the Modulation of Gut Microbiota: A Narrative Review.
Nutrients 2020, 12, 381
liniya.png

СОДЕРЖАНИЕ:

Резюме: понимание того, как диетические питательные вещества модулируют микробиом кишечника, представляет большой интерес для разработки пищевых продуктов и моделей питания для борьбы с глобальным бременем неинфекционных заболеваний. В этом описательном обзоре мы оцениваем научные исследования, опубликованные с 2005 по 2019 год, в которых оценивалось влияние микро‐ и макроэлементов на состав микробиома кишечника с использованием моделей in vitro и in vivo, а также клинических испытаний на людях. Клинические данные по микронутриентам менее ясны и, как правило, отсутствуют. Однако доклинические данные свидетельствуют о том, что полифенолы красного вина и чая и витамин D могут модулировать потенциально полезные бактерии. Современные исследования показывают, что пищевые волокна, включая арабиноксиланы, галактоолигосахариды, инулин и олигофруктозу, способствуют развитию ряда полезных бактерий и подавляют потенциально вредные виды. Доклинические данные свидетельствуют о том, что количество и тип жира модулируют как полезные, так и потенциально вредные микробы, а также соотношение  Firmicutes / Bacteroidetes в кишечнике. Клинические и доклинические исследования показывают, что тип и количество белков в рационе оказывает существенное и дифференцированное влияние на микробиоту кишечника. Необходимы дальнейшие клинические исследования влияния микронутриентов и макронутриентов на микробиом и метаболом, а также понимание того, как это влияет на здоровье хозяина.

1. Вступление

За последние два десятилетия было проведено множество исследований, которые выявили обширные ассоциированные связи между микробиотой кишечника и системным здоровьем и риском развития заболеваний [1-3]. Ранее было подсчитано, что в организме человека содержится около 1014-1015 микробных клеток [4-6], что, как полагают, превышает количество клеток-хозяев в организме человека в соотношении, по меньшей мере, 10:1 [7]. Это было опровергнуто недавно, с оценкой, что соотношение гораздо ближе к 1:1 [6]. Важно отметить, что микробиом человека гораздо более разнообразен, чем клетки человека, что усложняет попытки понять, как микробы и их метаболиты влияют на здоровье и модулируют развитие болезни [8]. Это поставило перед исследователями задачу изучить роль микробиоты человека и ее потенциальное применение в управлении состоянием здоровья и болезнями человека.

Толстая кишка является преобладающим местом, где в кишечнике человека присутствуют микробы, и наше понимание состава, взаимодействия и функций этих кишечных микробов [9] продолжает развиваться в результате развития крупных инициатив, которые классифицируют микробиом [1, 10–13]. Микробиом кишечника человека очень динамичен на различных этапах развития человека и вовлечен в различные состояния здоровья и болезни. Существует множество факторов, которые способствуют формированию кишечной микробной колонизации, росту, составу и разнообразию. К основным факторам, влияющим на колонизацию и разнообразие микроорганизмов, относятся возраст [14], генетика [15-17], способ родоразрешения при рождении [18, 19], способ вскармливания младенцев [20, 21], лекарственные препараты (например, антибиотики), географическое положение [24] и рацион питания [25]. Исследования метагеномики в голландской популяции показали ассоциации между микробиотой кишечника и 126 экзогенными факторами, 31 внутренним фактором, 12 болезнями, 19 группами лекарств, 4 категориями курения и 60 диетическими факторами [26]. Реакция микробиоты кишечника на чувствительные факторы рассматривается как ценный инструмент для использования и разработки новых стратегий укрепления здоровья человека. Среди этих факторов наибольшее влияние на формирование и модуляцию микробиоты кишечника человека оказывают пищевые факторы, в том числе микро‐ и макроэлементы [27].

Взаимодействия между кишечной микробиотой и хозяином имеют решающее значение для понимания роли микробиоты в биологических процессах и того, как они способствуют здоровью и развитию заболеваний. Микробное разнообразие измеряет распределение различных видов в сообществе, уровень которого снижается при дисбактериозе кишечника, а богатство видов указывает на «здоровую кишку» [28–30]. У людей, страдающих воспалительным заболеванием кишечника, диабетом 2 типа (СД2) и целиакией, отмечалось снижение бактериального разнообразия. Недавние исследования выявили преобладание некоторых групп кишечных микробов, которые связаны с хорошим исходом для здоровья [28–30], и эти микробы представлены в этом обзоре как «потенциально полезные микробы», которые включают основные виды из родов Bifidobacterium, Lactobacillus, Akkermansia, Fecalibacterium, Eubacterium, Roseburia, Ruminococcus и Blautia. Исследования также показали обилие специфических бактерий, которые могут потенциально способствовать развитию или прогрессированию основных неинфекционных заболеваний, и эти микробы представлены в этом обзоре как «потенциально вредные микробы», которые включают некоторые виды из рода Clostridium, Enterobacter, Enterococcus, Bacteoidetes и Ruminococcus [31–33]. Как в исследованиях на людях, так и на животных сообщается, что увеличение отношения Firmicutes к Bacteroidetes (отношение F / B) связано с фенотипом ожирения / худощавости и может модулировать энергетический баланс [34, 35].

Целью этого повествовательного обзора была оценка научных исследований, в которых оценивалось влияние микро- и макронутриентов на состав кишечного микробиома с использованием моделей in vitro и in vivo, а также клинических испытаний на людях. Научные исследования, опубликованные между 2005 и 2019 гг. В базах данных PubMed, Scopus и Web of Science, были идентифицированы с использованием специальных поисковых терминов. Публикации, которые конкретно не определяли изменения в микробиоте кишечника, были исключены, в результате чего для подготовки этого обзора было отобрано в общей сложности 213 статей. Основные выводы, касающиеся микробиома, включая изменения в потенциально полезной и вредной микробиоте кишечника, соотношении F / B и микробном разнообразии, обсуждаются в этом обзоре. Рассмотренные исследования включали в себя модели in vitro и in vivo и клинические испытания на людях (в таком порядке, когда это возможно) и были разделены на основе микро‐и макроэлементов.

2. Роль пищевых микроэлементов в модуляции кишечной микробиоты.

2.1. Полифенолы

polyphenols.png

Полифенолы, такие как флавоноиды, фенольные кислоты, стильбены и лигнаны [36] из фруктов, овощей, злаков, чая, кофе и вина [37], привлекли интерес исследователей из-за их потенциальных антиоксидантных, противовоспалительных и антиканцерогенных эффектов [38]. Исследования in vitro показывают, что полифенолы могут модулировать микробиоту кишечника человека путем ингибирования потенциальных патогенных организмов (таких как Helicobacter pylori, Staphylococcus sp.) и способствуя росту потенциальных полезных членов, включая лактобацилл и бифидобактерий [39,40]. Животные и клинические испытания показывают, что полифенолы могут модулировать кишечные микробы, микробное разнообразие и соотношение Firmicutes к Bacteroidetes (F/B) [41-44]. Эти и другие исследования показали, что пребиотикоподобная активность полифенолов является основной причиной пользы для здоровья, обеспечиваемой полифенолами у человека [45]. Здесь мы обсуждаем данные in vitro, животных и клинических испытаний, которые оценивали влияние полифенолов на кишечные микробы, микробное разнообразие и соотношение F/B, а основные результаты приведены в таблице 1.

Исследования in vitro показали, что флавоноиды, такие как антоцианы, фенольные кислоты (эпикатехины, п‐кумаровая кислота и о‐кумаровая кислота) и другие полифенолы, такие как кверцетин, рутин, хлорогеновая кислота и кофейная кислота, могут увеличить обилие полезной микробиоты кишечника, такой как бифидобактерии и лактобациллы, и уменьшить число потенциальных патогенных бактерий, колонизирующих кишечник человека [39, 40, 46, 47]. Было также показано, что катехины стимулируют рост группы Clostridium coccoides-eubacterium rectale, Bifidobacterium sp., а также Escherichia coli и ингибируют рост потенциального патогенного организма (группа Clostridium hystolyticum) [48]. Ферментация полифенолов увеличивает обилие полезной микробиоты, такой как бифидобактерии, и снижает соотношение F/B, способствуя росту специфических представителей рода Bacteroidetes [49]. Было высказано предположение, что биотрансформированные полифенолы способствуют выработке короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs), которые хорошо известны как играющие важную роль в кишечнике и метаболическом здоровье [50]. Используя анализы на агаровых чашках, нарингенин, флавон, присутствующий в цитрусовых фруктах, модулировал рост и генетическую регуляцию кишечных комменсальных бактерий [51]. Сообщалось, что этилацетат / водный полифенольный экстракт китайского чая Юньнань ингибирует рост неблагоприятных видов бактерий (Clostridium и Bacteroides) in vitro [52].

Доклинические исследования показали, что целый ряд различных полифенолов улучшает различные показатели здоровья путем модуляции микробиоты кишечника. У животных, которых кормили высокожировой диетой (HFD) или контрольными фоновыми диетами, полифенолы, включая виноград [53], кожуру граната [54], красное вино [55] и зеленый чай [56], как было показано, увеличивают обилие фекальных бифидобактерий и лактобацилл. Axling и соавт. (2012) [56] также обнаружили, что порошок зеленого чая вместе с Lactobacillus plantarum может значительно увеличить бактериальное разнообразие и увеличить содержание Lactobacillus и Akkermansia в толстой кишке мышей [56]. Установлено, что в фекальном микробиоме крыс, которых кормили экстрактами, богатыми антоцианами ежевики, увеличивалось содержание Psudoflavonifractor (Псудофлавонифрактора) по сравнению со стандартной контрольной диетой, тогда как в присутствии HFD количество Akkermansia (Аккермансии) восстанавливалось до уровней, наблюдаемых при низкожировой диете [57]. Антоциановые экстракты также увеличивали обилие Осциллобактерий у крыс, получавших контрольную диету или HFD [57]. Было обнаружено, что введение флоридзина увеличивает обилие, тем самым восстанавливая полезные виды Akkermansia в модели диабетической мыши [58] (прим. ред.: Флоридзин – органическое соединение, относящееся к гликозидам, О-гликозид флороглюцина (1,3,5-триоксибензола), соединённого с остатком флоретиновой кислоты. Флоридзин содержится в корнях, стеблях и коре слив, вишен, груш, яблонь). Считается, что эта микробная модуляция и связанная с ней продукция SCFAs снижают содержание липополисахаридов (LPS) у мышей, получавших Флойдзин, и авторы предположили, что это является потенциальным механизмом улучшения, наблюдаемого у мышей с диабетом после введения Флоридзина. Показано, что полифенолы винограда увеличивают количество бифидобактерий у крыс контрольной группы [59] и лактобацилл у цыплят-бройлеров [60]. Уменьшение отношения F/B была продемонстрировано при скармливании полифенолов в HFD‐индуцированной крысиной модели [41-44]. В модели мышей с колитом, когда животные получали высокий уровень куркумина (стандартная диета для грызунов, содержащая 0,2% w/w наночастиц куркумина), наблюдалось увеличение количества бактерий, продуцирующих бутират, а именно Clostridium sp. кластер IV и XIVa, которые активировали Т-регуляторное клеточно-опосредованное подавление колита в этой модели [61]. Диета из кукурузного масла, дополненная генистеином, у гуманизированных мышей без микробов, которые получали фекальный трансплантат от больных раком молочной железы, увеличивала количество полезного кишечного микробиома в кишечнике [62]. Виды бактерий, которые были увеличены после кормления генистеином у этих мышей, включали Eubacterium dolichum, Lactococcus lactis, Akkermansia municiphila, Ruminococcus torques и Clostridium hathewayi, а виды бактерий, которые были значительно ниже, чем у контрольной группы, включали Bacteroides eggerthii и Bacteroides ovatus [62]. Основываясь на своих наблюдениях в этом исследовании, авторы далее предположили, что эта эпигенетическая регуляция могла играть роль у мышей, получавших генистеин, чтобы уменьшить размер опухоли и латентность [62].

В небольшом количестве клинических испытаний сообщалось об изменениях в составе микробиома после употребления продуктов, богатых полифенолами, включая какао, красное вино, зеленый чай и овощи / фрукты. Показано, что полифенолы, полученные из какао (494 мг / день) при употреблении в течение четырех недель, значительно увеличивают количество фекальных Bifidobacterium и Lactobacillus по сравнению с диетой с низким содержанием полифенолов (23 мг / день) [63]. Этот пребиотикоподобный эффект был дополнительно подтвержден проведением анализа ферментации in vitro на образцах фекалий от участников того же исследования [63]. В другом исследовании полифенолы из красного вина увеличили количество Bifidobacteria и Lactobacilli в кале лиц с ожирением, что коррелировало с улучшением маркеров метаболического синдрома, включая артериальное давление, уровень глюкозы в плазме и профиль липидов в плазме [64]. Кроме того, полифенолы красного вина увеличили количество вырабатывающих бутират микробов Fecalibacterium prausnitzii и Roseburia [64] в кале. Более того, в аналогичном исследовании модуляция полезной микробиоты, такой как Bifidobacterium sp. Eubacterium rectale, Bacteroidesiformis, Prevotella sp., Blautia coccoides и Eggerthella lenta, также наблюдалась у участников, потребляющих полифенолы красного вина [65]. Потребление овощной / фруктовой диеты на основе соков в течение трех последовательных дней может снизить соотношение F/B у здоровых взрослых людей [66]. Потребление зеленого чая увеличило долю Bifidobacterium sp. наряду с бактериальной продукцией метаболитов [67]. В исследовании с участием взрослого населения (n = 1044) сообщалось, что прием Диадзина может увеличить количество продуцирующих эквол бактерий, таких как Asaccharobacter celatus и Slackia isoflavoniconvertens, в кишечнике [68]. Результаты исследования Mayta-Apaza et al. [69] предположили, что фоновая диета и индивидуальный микробиом могут быть ключевым детерминантом кишечного микробного метаболизма полифенолов. Это исследование показало, что только когда у людей было низкое количество бактероидов, добавка полифенолов была эффективной в увеличении числа бифидобактерий. Кроме того, люди с высоким количеством бактероидов имели более низкую способность к метаболизму полифенолов, тем самым снижая биодоступность и потенциальную пользу для здоровья полифенолов (что свидетельствует о низком содержании углеводов и клетчатки в рационе питания западного типа). Потребление терпкого вишневого сока существенно изменяло микробиом, и что интересно, оно увеличивало Бактериоиды, Парабактериоиды и Алистипы у лиц с высоким уровнем бактероидов в исходном состоянии, а у лиц с низким уровнем бактероидов наблюдалось обратное [70]. Экстракт граната может увеличить полезную микробиоту Akkermansia, Lactobacillus и Prevotella [71]. В исследовании, проведенном Most et al., предположили, что мужчины и женщины могут метаболизировать полифенолы по-разному. В этом исследовании добавление эпигаллокатехин-3-галлата и ресвератрола модулировало микробиоту кишечника у мужчин с избыточным весом, с увеличением соотношения F/B, но аналогичная ассоциация не наблюдалась у женщин с избыточным весом [72]. Хотя исследования показали влияние пола и индекса массы тела на микробиоту кишечника [73], механизмы этой разницы в реакции пола на метаболизм полифенолов изучены недостаточно хорошо.

Очевидно, что благотворное воздействие полифенолов на здоровье может быть частично обусловлено их способностью модулировать микробиоту кишечника. Основные группы полифенолов, исследованные как in vitro, так и в доклинических исследованиях, показали свою способность модулировать микробиоту кишечника до благоприятного пула, характеризующегося обилием бифидобактерий, лактобацилл, Аккермансии и Фекалибактерий sp. Благоприятные механизмы, наблюдавшиеся в этих исследованиях, были в основном связаны с продукцией короткоцепочечных жирных кислот SCFAs и других бактериальных метаболитов, которые способствовали положительным изменениям в здоровье кишечника и снижению воспалительного процесса, тем самым улучшая состояние системного заболевания. Хотя существуют только ограниченные клинические испытания, в которых конкретно оценивалось влияние полифенолов на здоровье, результаты являются весьма многообещающими, а микробная модуляция, наблюдаемая в этих исследованиях, имитирует таковую доклинических исследований. Основываясь на этих наблюдениях, настоятельно рекомендуется провести дополнительные исследования, чтобы изучить действия конкретных полифенолов на модулирование микробиоты кишечника человека и, следовательно, их влияние на улучшение / предотвращение метаболических заболеваний и рака.

2.2. Витамины

витамины и микробиота

Витамины - это органические соединения, которые в очень небольших количествах необходимы для поддержания нормальной физиологической функции. Они часто выполняют различные функции в организме, одна из наиболее важных из которых заключается в их роли кофакторов для ферментов. Диета является основным источником витаминов, так как наш организм не может синтезировать их для удовлетворения наших ежедневных потребностей, но определенные витамины, особенно витамин К и витамины группы В, синтезируются микробиотой кишечника [74]. Когда витаминов недостаточно, могут возникать или усугубляться хронические заболевания, и люди обычно принимают моно- или поливитаминные добавки, которые могут обеспечить очень высокие дозы определенных витаминов. Впоследствии минимальное всасывание этих витаминов в верхних отделах кишечника может модулировать обилие и разнообразие кишечной микробиоты. Роль пищевых витаминов в модуляции микробиоты кишечника с использованием как животных моделей, так и клинических испытаний обобщена в таблице 2.

ВИТАМИН А. Витамин А, жирорастворимый витамин, показан в качестве вспомогательной терапии при инфекционных заболеваниях [75–78] и обладает потенциальным дополнительным терапевтическим эффектом у детей с аутистическим спектром расстройств (ASD) [79], возможно, путем изменения микробиоты кишечника. Разнообразие микробиоты кишечника и ключевых филотипов существенно различалось у детей с персистирующей диареей, у которых уровень витамина А существенно различался [80]. Уменьшение количества бактерий, продуцирующих бутират (Escherichia coli и Clostridium butyricum), и увеличение числа условно-патогенных микроорганизмов (Enterococcus), возможно, частично обусловили снижение разнообразия в группе с дефицитом витамина А [80]. Прием витамина А в форме ретиноевой кислоты на мышиной модели может ингибировать репликацию мышиного норовируса [75, 76]. В этом исследовании ученые продемонстрировали, что введение ретиноевой кислоты (физиологически активный метаболит витамина А) значительно увеличивало содержание Lactobacillus sp. во время норовирусной инфекции. В модели in vitro Lactobacillus продемонстрировал противовирусную активность против норовируса, и на основании этих данных авторы предположили, что обилие Lactobacillus в кишечнике было частично ответственно за ингибирование норовируса [75, 76]. Также было показано, что введение ретиноевой кислоты увеличивало содержание Allobaculum, Aggregatibacter, Bifidobacterium, Dialister и Enhydrobacter [75, 76]. Эпидемиологические исследования показали, что при достаточном количестве витамина А частота и клинические симптомы норовирусной инфекции значительно снижаются [77]. Кроме того, прием витамина А снижает смертность и заболеваемость, связанные с инфекционными заболеваниями желудочно-кишечного тракта [78]. В пилотном исследовании введение витамина А значительно увеличило популяцию как Bacteroidetes, так и Bacteroidales и уменьшило соотношение F / B у детей с ASD [79]. Было высказано предположение, что добавление витамина А детям с ASD улучшило состояние, возможно, путем восстановления популяции Bacteroidetes / Bacteroidales в их кишечнике.  Кроме того, улучшение этого витаминного статуса в младенчестве может влиять на здоровье, как в младенчестве, так и в более позднем возрасте, способствуя созданию здоровой микробиоты. Huda et al. (2019) [81] сообщили, что добавление детям в раннем (6–15 недель) или позднем (2 года) младенчестве 50 000 МЕ витамина А может увеличить количество Bifidobacterium и Akkermansia в их кале, но не влияет на их количество протеобактерий (Proteobacteria).

ВИТАМИНЫ ГРУППЫ В. Витамины группы В представляют собой набор из восьми водорастворимых витаминов, необходимых для различных метаболических процессов. Несмотря на то, что витамины группы В содержатся во многих продуктах (например, в продуктах животного происхождения, в зеленых листовых овощах, бобах и горохе), их легко уменьшить, особенно с помощью алкоголя и приотовления (обработки) пищи. Было показано, что некоторые витамины B способствуют колонизации бактерий, модулируют бактериальную вирулентность и участвуют во взаимодействии патогена с хозяином посредством модификации защиты хозяина [82]. Например, добавление витамина B12, как было установлено, усиливает колонизацию Bacteroides thetaiotaomicron в кишечнике экспериментальной модели мышей-гнотобиотиков [83]. Кроме того, витамин B12 также необходим для некоторых энтеропатогенов, чтобы использовать этаноламин, который усиливает рост Salmonella typhimurium и его экспрессию генов вирулентности, как продемонстрировано на моделях in vitro и in vivo [84, 85]. В то же время было предсказано, что все Фузобактерии (Fusobacteria) и более 90% Бактериоидетов (Bacteroidetes) являются продуцентами В12 путем биосинтеза [86]. Точно так же витамин В6 может вырабатываться кишечной микробиотой, Бактериоидами [86], и в основном используется в качестве кофактора для многих биологических реакций, связанных с иммунным ответом хозяина. Как было показано в клиническом исследовании [82,87], дефицит В6 может вызывать атрофию лимфоидных органов, выраженное снижение количества лимфоцитов и нарушение реакции антител и продукции IL‐2. Эксперименты на животных и клинические испытания на людях также показали, что витамин B6 способствует росту бактероидов, который был опосредован либо модулированием иммунной системы хозяина, либо вмешательством в рост или экспрессию факторов вирулентности Salmonella typhimurium [87]. С другой стороны, дисбиоз кишечника на мышиной модели может снижать уровень витамина В6 в просвете и приводить к колонизации в кишечнике энтеропатогенными штаммами Salmonella sp. [88]. Из этих предварительных исследований следует сделать вывод, что добавление витаминов В3 и В6 может привести к обилию вредных/потенциально патогенных видов в кишечнике и, следовательно, может привести к нежелательным побочным эффектам.

ВИТАМИН С. Витамин С является самым важным водорастворимым антиоксидантом в организме человека. В отличие от других водорастворимых витаминов, Витамин С не может синтезироваться de novo в организме человека и должен быть получен из пищевых источников (фруктов и овощей) путем кишечной абсорбции [89]. Окислительно-восстановительное состояние может сильно модулировать микробиоту кишечника. Было обнаружено, что потребление витамина С было положительно коррелировано с Firmicutes и его более низкими таксонами (то есть Clostridium) и отрицательно связано с Bacteroidetes при оценке небольшой группы свободно живущих взрослых со стабильным муковисцидозом [90]. Wilson et al. (2018) [91] исследовали влияние потребления двух киви SunGold в день в течение 12 недель на состояние витамина С и состав фекальной микробиоты у людей с преддиабетом. Анализ показал увеличение относительной численности некультивированных представителей бактериального семейства Coriobacteriaceae; однако эти изменения были небольшими и не были клинически значимыми. Исследование на животных, проведенное на поросятах раннего отъема, подтвердило антиоксидантную способность витамина С в очищении от свободных радикалов и восстановлении микроокружения кишечной микробиоты, увеличении количества лактобацилл и бифидобактерий и уменьшении количества кишечной палочки в кишечной среде [92].

ВИТАМИН D. Клинические испытания, включающие добавление витамина D, показали положительные результаты для поддержания здоровья людей и предотвращения хронических заболеваний, и последующие изменения в микробиоте могут быть важным механизмом [93, 94]. Как жирорастворимый витамин, витамин D, как полагают, участвует в процессе синтеза нейромедиаторов и баланса кальция, защищая нервные клетки своими антиоксидантными эффектами [95]. В когортном исследовании с участием 56 366 американских женщин в возрасте от 50 до 79 лет было показано, что высокий уровень потребления витамина D может значительно снизить риск депрессии [96]. Все больше данных свидетельствует о том, что причиной этого может быть изменение микробиоты кишечника витамином D. Рандомизированное контрольное исследование [97] показало, что еженедельное добавление 50 000 МЕ витамина D (эргокальциферола) в течение 12 месяцев увеличивало фекальные уровни SCFAs и обилие SCFA-продуцирующих родов, таких как Ruminococcus, Fecalibacterium и Dialister. Сообщалось также, что прием витамина D3 оказывает положительное влияние на микробиоту кишечника у больных муковисцидозом за счет увеличения количества полезных бактерий рода Lactococcus и уменьшения обилия Veillonella на уровне рода и Erysipelotrichaceae на уровне семейства, многие представители которых были признаны потенциальными патогенами [98]. Введение витамина D может предотвращать или даже лечить различные злокачественные опухоли [99,100] и воспалительные заболевания желудочно-кишечного тракта [101,102]. Например, прием витамина D3 значительно уменьшал относительное обилие гамма-протеобактерий и увеличивал бактериальное богатство у человека [103]. В этом исследовании витамин D3 модулировал микробиом кишечника верхних отделов желудочно-кишечного тракта, что могло бы объяснить его положительное влияние на желудочно-кишечные заболевания, такие как воспалительные заболевания кишечника или бактериальные инфекции. Витамин D обладает иммуномодулирующими свойствами и, следовательно, потенциально может влиять на микробную колонизацию кишечного тракта [104-106]. В исследовании Garg et al. (2018) [107] было исследовано влияние замещения витамина D у пациентов с дефицитом витамина D с язвенным колитом и без него на воспаление и фекальную микробиоту. Было обнаружено, что прием витамина D (одна доза 40 000 МЕ один раз в неделю в течение восьми недель) связан со снижением воспаления кишечника у пациентов с активным ЯК, с сопутствующим увеличением энтеробактерий, но без изменения общего фекального микробного разнообразия. Кроме того, витамин D также оказывал специфическое влияние на бактериальные сообщества при болезни Крона (БК), но не в здоровом контроле [108]. В этом исследовании микробиота представителей родов Alistipes, Barnesiella, неклассифицированные Porphyromonadaceae (обе актинобактерии), Roseburia, Anaerotruncus, Subdoligranulum и неклассифицированные Ruminococcaceae (все Firmicutes) была значительно увеличена после введения витамина D в течение одной недели у больных БК. Это ясно указывает на то, что введение витамина D может оказывать положительное влияние на БК путем модуляции бактериального состава кишечника, а также путем увеличения обилия потенциальных полезных штаммов бактерий. Кроме того, прием витамина D матерью во время беременности имел отрицательную линейную ассоциацию с Bifidobacterium sp. и положительную ассоциацию с группой Bacteroides fragilis у младенцев, предполагающую, что пренатальное введение витамина D оказывало влияние на бактериальное разнообразие у младенцев [109]. Снижение количества Clostridium difficile было связано с добавлением витамина D грудным детям, чьи матери были более склонны придерживаться образа жизни в отношении диетических привычек, как вегетарианцы, или органических/макробиотических диет. Эти данные предполагают, что пре- / постнатальное воздействие витамина D влияет на обилие нескольких ключевых бактериальных таксонов в детской микробиоте, тем самым приводя к развитию полезной/вредной для здоровья микробиоты в кишечнике младенца [109]. Лютольд (Luthold) и др. (2017) [110] исследовали связь между потреблением витамина D и уровнем циркулирующего 25(OH)D (или кальцифедиола – ред.) с составом кишечной микробиоты, маркерами воспаления и биохимическим профилем у здоровых людей. Превотелла (Prevotella) была более обильной, в то время как Гемофилюс (Haemophilus) и Вейлонелла (Veillonella) были менее обильными в подгруппе с самым высоким потреблением витамина D (≥ 10 мкг/сут). Кроме того, обилие Копрококков (Coprococcus) и Бифдобактерий статистически обратно коррелировало с 25(OH)D, в то время как дефицит витамина D мог существенно влиять на фекальную микробиоту здоровых взрослых, а также играть важную роль в прогрессировании артериальной гипертензии. Например, здоровые люди, получавшие менее 50 нмоль/л 25(OH)D, имели более низкое обилие рода Coprococcus и более высокое обилие рода Ruminococcus по сравнению с теми, кто получал более 75 нмоль/л 25(OH)D [111]. Исследование Zuo et al. (2019) [112] показало, что витамин D3 положительно коррелировал с полезными для здоровья бактериальными родами, включая Subdoligranulum, Ruminiclostridium, Intestinimonas, Pseudoflavonifractor, Paenibacillus и Marvinbryantia, которые, как считалось, обладают антигипертензивной функцией.

ВИТАМИН Е. Витамин Е, хорошо известный своим антиоксидантным действием, обычно содержится в ряде пищевых продуктов, включая масло зародышей пшеницы, оливковое масло экстра-класса, фундук, арахис, рыбу, устриц, яйца и сливочное масло. Было показано, что он защищает от повреждения слизистой оболочки в моделях химического колита [113,114]. Также было продемонстрировано, что природные антиоксиданты могут регулировать состав микробиоты кишечника, удаляя избыточные свободные радикалы и поддерживая клеточный и гуморальный иммунные ответы [115]. Недавние результаты, полученные на мышиной модели илеального пучита показали, что антиоксидантная диета, обогащенная витаминами Е, селеном и ретиноевой кислотой, может изменить микробное сообщество кишечника в сторону противовоспалительного профиля, смягчая воспаление слизистой оболочки. Эта способность, по-видимому, опосредована увеличением относительного процента Bacteroidetes и уменьшением Firmicutes на уровне типа, с общим увеличением альфа-разнообразия (индекса разнообразия Шеннона) [116]. В другом модельном исследовании на мышах сравнивали состав микробиоты кишечника между группами с низким содержанием витамина Е (0,06 мг/20 г массы тела) и высоким содержанием витамина Е (0,18 мг/20 г) [117]. Установлено, что при высоком уровне потребления витамина Е, по сравнению с контролем и низким уровнем потребления, наблюдается пониженное соотношение между Фирмикутами и Бактероидетами. Эти данные были подтверждены исследованием на людях, проведенным у беременных во втором триместре, которое показало, что более высокое потребление витамина Е было связано со снижением Proteobacteria и Firmicutes и увеличением Bacteroidetes [118]. Кроме того, недавнее исследование, проведенное на железодефицитных новорожденных и малышах, показало увеличение относительной численности рода Roseburia (тип Firmicutes), производителя бутирата, в группе, получавшей железо и витамин Е, по сравнению с группой получавшей только железо [119].

Из приведенного выше обсуждения очевидно, что существует высокий уровень взаимодействий между витаминами и микробиотой кишечника в том, что некоторые витамины производятся микробиотой кишечника, а другие отвечают за модуляцию полезных/вредных видов на основе концентрации в микроокружении. Как доклинические, так и клинические исследования показали способность витамина А модулировать полезные для здоровья микробы родов Bifidobacterium, Lactobacillus и Akkermansia. Восстановительная функция витамина А у больных ASD очень интересна, и это требует дальнейших исследований для его использования в комбинированной терапии больных ASD. Интересно, что некоторые витамины группы В вырабатываются кишечными комменсалами, и некоторые из этих витаминов участвуют в усилении вирулентности / колонизации потенциальных патогенных микробов. Добавки витаминов С, D и Е могут модулировать полезную для здоровья микробиоту, особенно полезные виды из родов Bifidobacterium и Lactobacillus. Витамины D и E также модулируют полезные для здоровья микробы рода Roseburia. Кроме того, витамины D и E также могут снижать соотношение F / B. Взятые вместе, эти исследования показывают, что добавление витаминов может модулировать микробиоту кишечника. Тем не менее, модуляция зависит от уровня витаминов в организме хозяина, и, следовательно, необходимы дальнейшие клинические испытания для предотвращения любой побочной реакции путем «чрезмерного добавления» витаминов.

2.3. Минералы и микроэлементы

минералы, микроэлементы и микробиота

Минералы и микроэлементы являются эссенциальными микронутриентами для метаболизма человека и осуществляют активное взаимодействие с микробиомом кишечника [120,121]. Как дефицит питательных веществ, так и избыток минералов и микроэлементов ответственны за различные заболевания у человека. Роль избытка или дефицита микроэлементов в модуляции микробиоты кишечника - это развивающаяся область, и основные выводы из опубликованных статей обобщены в таблице 2.

КАЛЬЦИЙ. Эпидемиологические данные свидетельствуют о том, что высокое потребление кальция связано с меньшей распространенностью ожирения [122]. Предполагается, что высокое потребление кальция приводит к изменениям в микробиоте кишечника, которые связаны с «постным» фенотипом [122, 123]. В исследовании, проведенном на здоровом человеке, диетическое потребление 1000 мг кальция в день в течение восьми недель привело к более высокому содержанию Clostridium XVIII в образцах кала мужчин [124]. Поскольку этот вид бактерий является некультивируемым, он не классифицируется как полезный или вредный, но кальций в сочетании с фосфором (500 мг Ca и 1000 мг P) может привести к обилию продуцентов бутирата в фекалиях. В 18‐месячном исследовании на мышах с высоким содержанием жира добавка кальция (5,25 г/кг кальция) увеличивала микробное разнообразие и количество Ruminococcaceae и Akkermansia в фекальном микробиоме этих животных [125]. Было проведено мультигенерационное исследование, чтобы оценить, как дисбаланс в материнском кальции способствует увеличению массы тела у их потомства [107]. Избыток пищевого кальция (12 г/кг) в рационе матери был связан со снижением Веррукомикробии (Verrucomicrobia) в кишечнике потомства, а недостаточный кальций в рационе матери (2,5 г/кг) был связан с повышением соотношения F/B в потомстве [126]. При диетическом вмешательстве более короткой продолжительности (54 дня) добавка с высоким содержанием кальция (12 г/кг) модулировала микробиоту кишечника пребиотическим путем, увеличивая количество Bifidobacterium sp. и увеличивая соотношение Bacteroides / Prevotella в образце слепой кишки у мышиной HFD-модели (HFD - high-fat diet). Количество Bifidobacterium sp. в этом исследовании отрицательно коррелировали с уровнем LPS в плазме, что указывает на снижение продуцентов LPS в микробном пуле кишечника [127].

МАГНИЙ. Дефицит магния связан с увеличением частоты хронических заболеваний [128], но доказательства роли микробиома в этой ассоциации неясны. Ранее сообщалось, что четырехдневный дефицит магния может снизить содержание бифидобактерий в слепой кишке мыши, но при длительном дефиците магния (три недели) наблюдалось увеличение кишечного содержимого бифидобактерий и лактобацилл [129]. Напротив, сообщалось, что шесть недель дефицита магния могли значительно изменить микробиоту кишечника (были показаны только результаты анализа основных компонент (PCA)), что может быть связано с измененным поведением, похожим на состояние тревоги у мышей [130, 131]. Кроме того, уменьшение микробного разнообразия кишечника сообщалось при дефиците магния в рационе [130, 131], а увеличение микробного разнообразия кишечника у взрослых самцов крыс - с использованием богатой магнием морской минеральной смеси [132]. Необходимы дополнительные исследования для дальнейшего выявления связи между дефицитом магния или добавками магния и кишечной микробиотой.

ЖЕЛЕЗО. Добавки железа - это общая стратегия для устранения дефицита железа в клинических условиях. Тем не менее, до сих пор не достигнуто последовательного заключения о влиянии добавок железа на микробиоту кишечника [133]. Как доклинические, так и клинические исследования показали последовательное снижение количества полезных микробов и увеличение количества вредных микробов после приема железа. Предполагается, что добавление железа к анемичным кенийским детям [134, 135] и ивуарийским детям [136] вызывает дисбактериоз кишечника и воспаление в результате увеличения численности патогенных бактерий и сокращения полезной микробиоты. В рандомизированном контролируемом исследовании [137] потребление обогащенных железом зерновых в течение 2–4 недель может привести к снижению средней относительной численности бактерий семейства bifidobacteriacea (снижение с 51% до 37%) и увеличению количества бактерий порядка бактериоидетов (от 5% до 14%) в образцах стула младенцев. Кроме того, после вмешательства не было бактериального богатства. В рандомизированном плацебоконтролируемом клиническом испытании добавка железа (50 мг / день, 4 дня в неделю в течение 38 недель) существенно не изменяла концентрации доминирующих бактериальных групп (ни полезных, ни патогенных) в кишечнике детей, живущих в сельской местности Южной Африки. Это резко контрастирует с ивуарийскими детьми [136] и может быть связано с экологическими различиями между этими двумя когортами. Первая группа жила в бедности с некачественной водой и питанием и, следовательно, имела более высокую патогенную бактериальную нагрузку в кишечнике, чем вторая группа, у которой была более низкая концентрация патогенных бактерий из-за потребления воды и диеты хорошего качества [138]. В сравнительном исследовании младенцев две разные дозы препаратов железа оказывали различное влияние на количество полезной микробиоты. Для сравнения, добавление железа в более высокой дозе (6,4 мг / день) значительно уменьшало содержание уровней Bifidobacterium по сравнению с добавками железа в более низкой дозе (1,2 мг / день) в микробиоте кишечника младенцев. Однако для обилия лактобацилл наблюдалось обратное, причем обилие увеличивалось при этой более высокой дозе, чем при более низкой [139]. Исследования на экспериментальных животных также продемонстрировали, что избыток железа может вызывать дисбактериоз кишечника, что приводит к увеличению количества бактерий родов Defluviitaleaceae, Ruminococcaceae и Coprococcus и снижению некоторых представителей семейства Lachnospiraceae и рода Allobaculum [140]. То же самое было отражено в исследованиях ферментации in vitro, где было показано, что повышенные концентрации железа могут уменьшать количество комменсальных бактерий, увеличивать количество токсичных метаболитов и повышать вирулентность патогенных бактерий [141, 142]. Было также сообщено, что уровень железа до 60 мг/сут существенно не изменял состав фекального микробиома на любом таксономическом уровне у женщин с избыточной массой тела и ожирением на ранних сроках беременности [143]. Напротив, в поперечном исследовании потребление диеты, содержащей значительно более высокую концентрацию железа, может привести к увеличению уровня бифидобактерий у японских женщин [144]. Однако результаты этого исследования следует интерпретировать с осторожностью, поскольку диета содержала микро-и макроэлементы, отличные от железа, и бифидогенная реакция могла быть вызвана другими ингредиентами в диете.

Кишечная микробиота также реагирует по-разному в зависимости от химической формы добавляемого в рацион железа. Железистая этилендиаминтетрауксусная кислота, по сравнению с железистыми препаратами, усиливала декстрансульфат натрия (DSS)‐индуцированный колит у мышей за счет уменьшения обилия Roseburia sp. [145]. В сравнении с этим, вмешательство негемового железа могло бы увеличить обилие фирмикутов у мышей, в то время как гемовое железо уменьшало обилие фирмикутов, наряду с уменьшением общего микробного разнообразия, и увеличивало обилие протеобактерий [146-148].

Кроме того, сообщалось, что способы введения железа также оказывают различное влияние на микробиоту кишечника. Lee et al. (2017) [149] сообщили, что пероральное введение железа приводило к более низкому обилию Fecalibacterium prausnitzii, Ruminococcus bromii, Collinsella aerofaciens и Dorea по сравнению с внутривенным введением. Сообщалось также, что введение железа в виде капель в требуемой стандартной дозе может привести к снижению относительного обилия лактобацилл и потенциально повысить восприимчивость к бактериальной инфекции [139].

ФОСФОР. Фосфор является вторым по распространенности неорганическим элементом в организме и играет важную роль в поддержании системного кислотного баланса крови [150]. Рекомендуемый уровень потребления фосфора составляет 700-1000 мг для взрослых, но обычно он превышается при употреблении обработанных пищевых продуктов, таких как хлебобулочные изделия и подслащенные сахаром напитки. Исследование на цыплятах-бройлерах показало, что добавление фосфора увеличивало обилие продуцирующих бутират бактерий Fecalibacterium и Pseudoflavonifractor в слепой кишке [151]. Исследование диетического вмешательства у человека с добавлением фосфора (1000 мг / сут) показало, что фекальное микробное разнообразие улучшилось, а концентрации SCFAs увеличились [124]. Тем не менее, необходимы дальнейшие клинические исследования для изучения действия фосфора на микробную модуляцию кишечника, прежде чем можно будет сделать какие-либо выводы.

ЦИНК. Цинк является важным микроэлементом для поддержания целостности эпителия, возможно, путем модуляции полезной кишечной микробиоты [152]. Хронический дефицит цинка у цыплят-бройлеров изменяет микробиом кишечника со значительным увеличением содержания протеобактерий и уменьшением содержания Firmicutes [153]. Эксперименты на животных показали, что добавление цинка (120 мг / кг) [154] в модели «бройлеров, зараженных Salmonella typhimurium» увеличивало количество полезных бактерий, таких как Lactobacillus sp., В то же время уменьшая количество вредных бактерий, включая Salmonella sp. , Однако у мышей избыток цинка в рационе изменяет разнообразие и структуру микробиоты кишечника. В частности, роды Turicibacter (OTU) 2 и Clostridium OTU 11 уменьшились, а роды Enterococcus OTU 4 и Clostridium XI OTU 3 увеличились. Кроме того, избыток цинка делал микробиоту кишечника уязвимой для возмущений низкого уровня и снижал порог антибиотикорезистентности, необходимый для снижения колонизационной резистентности к внутрибольничному патогену Clostridium difficile [155]. Хронический дефицит цинка у цыплят-бройлеров изменяет микробиом кишечника со значительным увеличением содержания протеобактерий и уменьшением содержания Firmicutes [153]. Тем не менее, клинические данные о модуляции кишечной микробиоты с пищевым цинком у людей отсутствуют.

СЕЛЕН. Дефицит и избыток селена связаны с такими заболеваниями, как повышенная смертность, сахарный диабет 2 типа и риск развития рака [156]; однако существует ограниченная информация о воздействии на микробиоту кишечника. Показано, что добавление Селена к пище в диапазоне доз от 0,1 мкг/г до 2,25 мкг/г у мышей увеличивает микробное разнообразие [157]. В другом исследовании на мышах добавление селена в концентрации 0,4 мг / кг приводило к увеличению численности Akkermansia и Turicibacter, а также к снижению численности Dorea и Mucispirillum [158].

ЙОД. Хотя эти данные ограничены только одним исследованием на животных, они предполагают, что добавление йода зависит от уровня жиров в рационе и приводит к дифференцированному воздействию на микробиом кишечника [159]. Йодная добавка в мышиной модели HFD улучшала гормональный статус щитовидной железы, но приводила к дисбактериозу кишечника, характеризующемуся повышенным обилием патогенных микробов и истощением полезных микробов, таких как Fecalibacterium prausnizii [159]. Кроме того, при низком содержании жира в рационе та же доза йода оказывала благоприятное воздействие на микробиоту кишечника, увеличивая количество бифидобактерий Bifidobacterium, лактобактерий Lactobacillus, Фекалибактерий Fecalibacterium и Аллобактерий Allobaculuum в контрольной группе [159].

Таким образом, существует ограниченное количество доказательств, подтверждающих конкретные механизмы, посредством которых минералы и микроэлементы модулируют кишечный микробиом. Тем не менее, исследования, опубликованные до настоящего времени, в основном оценивали изменения в микробиоме после дефицита питательных микроэлементов и добавления минералов и микроэлементов. Было показано, что добавки кальция модулируют Akkermansia, Bifidobcterium и Ruminococcacea и соотношение Bactereoidetes / Prevotella у экспериментальных животных. Достаточность / дефицит Mg в модулирующей модели кишечника мышей, по-видимому, модулирует полезную для здоровья кишечную микробиоту. Данные по добавкам железа противоречивы, и большинство исследований показывают увеличение вредных микробов и уменьшение количества полезных микробов, таких как Bifidobacterium, у детей, но в клинических испытаниях также не сообщалось о влиянии добавок железа на микробиоту. Интересно, что химическая форма и способ введения железа, по-видимому, важны для модуляции кишечного микробиома. Ограниченные исследования показали, что добавка фосфора влияет на SCFAs, что требует дальнейших доклинических / клинических испытаний, чтобы прийти к заключению. Добавки цинка уменьшали вредные микробы и увеличивали полезные микробы в доклинических исследованиях. Добавки селена увеличивали микробное разнообразие кишечника и положительно модулировали полезные для здоровья микробы, такие как Akkermansia и Turicibacter, и отрицательно модулировали вредные микробы, такие как Dorea и Mucispirillum, на мышиной модели. Добавление йода привело к дисбактериозу кишечника, а также уменьшило количество полезных для здоровья микробов, таких как Fecalibacterium, на мышиной модели. Существует явное отсутствие доклинических / человеческих вмешательств, изучающих роль конкретных минералов и микроэлементов в модулировании кишечной микробиоты, и, следовательно, необходимо провести тщательное исследование в этой области.

3. Роль пищевых макронутриентов в модуляции микробиоты кишечника

3.1. Углеводы

сложные углеводы и микробиом

Углеводы являются основным источником энергии для организма человека и играют важную роль в модуляции и формировании микробиоты кишечника. Здесь мы суммируем данные о том, как различные типы пищевых углеводов модулируют микробиоту на уровне рода, соотношение F/B и разнообразие микробного сообщества (Таблица 3).

Растительные углеводы, которые не перевариваются в верхних отделах пищеварительного тракта, классифицируются как пищевые волокна, и их структура, наряду с другими непереваренными питательными веществами, влияет на степень их ферментации микробами толстого кишечника. На животных моделях было показано, что диета западного типа с относительно низким содержанием клетчатки снижает обилие бифидобактерий и разнообразие кишечной микробиоты [160]. Хроническая нехватка пищевых волокон может привести к снижению разнообразия кишечной микробиоты [161]. Было показано, что доиспанская мексиканская диета (с высоким содержанием клетчатки) облегчает дисбактериоз кишечника у крыс, получавших обогащенную сахарозой диету с высоким содержанием жиров, о чем свидетельствует снижение отношения Firmicutes к Bacteroidetes (отношение F / B) и увеличение численности Lactobacillus sp. [162]. В доклинических исследованиях гуманизированных мышей кормили рационом, богатым клетчаткой, а затем вводили корм с низкокачественной клетчаткой, чтобы нарушить микробиом их кишечника [15]. Однако повторное введение клетчатки путем скармливания растительной богатой полисахаридами диеты с содержанием нейтральных очищающих волокон 15% по массе не восстановило микробный состав и разнообразие у испытуемых животных. Более того, наблюдалось, что это возмущение продолжается в течение нескольких поколений [15, 163]. В клинических испытаниях исследования последовательно демонстрировали, что высоковолокнистая диета, например, цельнозерновые злаки, инулин и фруктоолигосахарид (1:1), растворимые волокна кукурузы, хлеб на основе зерен ячменя, увеличивает фекальное изобилие нескольких полезных микробиот, таких как Bifidobacterium sp. [164-166], Lactobacillus sp. [166], Akkermansia sp. [167, 168], Fecalibacterium sp. [168], Roseburia sp. [168], Bacteroides sp. [168, 169], и Prevotella sp. [170, 171]. Кроме того, обогащенные клетчаткой диеты снижают соотношение F/B [169, 172] и улучшают микробное разнообразие кишечника [168, 170, 172]. Было сообщено, что относительная доля Бактериоидетов (Bacteroidetes) была ниже у тучных людей по сравнению с таковой у худых людей [35]. Доля Bacteroidetes увеличилась на низкокалорийной диете с ограничением углеводов в течение одного года и реагировала на потерю веса [35]. Кроме того, было обнаружено, что в кишечном микробиоме пациентов с ожирением наблюдается увеличение числа полезных членов Prevotella, Parabacteroides distasonis и Fecalibacterium prausnitzii после употребления высоко-сложной углеводной диеты (с низким содержанием жира, 28% жира) в течение одного года [173].

Арабиноксиланы (AX), арабиноксилан‐олигосахариды (AXOS) и ксило‐олигосахариды (XOS) обычно встречаются в пшенице и классифицируются как пребиотики, поскольку они специфически увеличивают пул полезной микробиоты, включая бифидобактерии и лактобациллы [174-182]. При диетическом вмешательстве обогащенная AX диета увеличивала обилие Bifidobacterium sp. у взрослых с метаболическим синдромом и пониженным микробным разнообразием [174]. AXOS, состоящий из арабиноксилолигосахаридов и XOS, может быть получен ферментативным гидролизом AX [183]. Было показано, что AXOS и XOS увеличивают Bifidobacterium sp. и / или Lactobacillus sp. [182] у здоровых взрослых [175–180] и детей [181].

Показано, что ферментация галактоолигосахаридов In vitro (GOS) [184] приводит к увеличению Bifidobacterium sp. и Lactobacillus sp. [185]. Аналогичное наблюдение было отмечено в исследовании диетического вмешательства с использованием GOS на конкретной модели мышей без патогенов [186]. В клинических испытаниях GOS в диапазоне доз от 1,5 до 10 г / сут при потреблении в течение 12 недель здоровыми взрослыми увеличивал фекальный уровень бифидобактерий [187-192]. Аналогичное диетическое вмешательство у девочек-подростков (10-13 лет) показало, что добавление GOS в дозе 5 или 10 г/сут в течение трех недель увеличивало популяцию Bifidobacterium sp. [193]. У здоровых добровольцев пожилого возраста (65-80 лет) введение GOS в дозе 5,5 г/сут в течение 10 недель приводило к увеличению бифидобактерий и бактероидов [191]. В дополнение к Bifidobacterium sp., увеличение относительного количества ферментирующих лактозу Fecalibacterium и Lactobacillus наблюдалось при потреблении GOS добровольцами с непереносимостью лактозы, что свидетельствует о том, что введение GOS способствовало формированию кишечной среды, благоприятствующей перевариванию лактозы [192]. Из-за своего бифидогенного потенциала, GOS включен в состав детской смеси для стимулирования здорового кишечного микробиома, в котором доминирует Bifidobacterium sp. [184, 194-198]. Получение детьми смеси для младенцев, содержащей 4 г GOS/л, приводило к увеличению численности полезной микробиоты Lactobacillus и снижению Clostridium [184, 198]. Лактозосодержащая детская смесь, специально разработанная с GOS, показала значительное увеличение бифидобактерий и лактобацилл [199]. В клиническом исследовании для здоровых взрослых было обнаружено, что олигосахарид рафинозы положительно модулирует Bifidobacterium и отрицательно модулирует Clostridium, а именно, группы Clostridium histolyticum и Clostridium lituseburense [200].

Было показано, что фруктаны типа инулина (включая основные пищевые источники) последовательно способствуют развитию бифидобактерий. Исследования на животных показали, что инулин или фруктан инулинового типа (ITF) могут изменять кишечное микробное разнообразие [201, 202], и Bifidobacterium sp. Кроме того, было установлено, что ITF будет содействовать этому в клинических испытаниях [203–208]. Добавление ITF в дозе 16 г / день лицам с ожирением в течение трех месяцев увеличивало содержание Bifidobacterium [204, 207] и Fecalibacterium [204], а также уменьшало количество вредной микробиоты рода Bacteroides [204]. При более низком уровне приема инулина (10–12 г / день) у лиц с легким запором наблюдалось увеличение Bifidobacterium [205] или увеличение Bifidobacterium и Fecalibacterium у здоровых взрослых [203]. У детей (средний возраст 10 лет) аналогичная доза инулина (10 г / сут) в течение трех месяцев только увеличивала содержание Bifidobacterium, но не влияла на уровень Fecalibacterium или Bacteroides [206]. Другое исследование детей с избыточной массой тела или ожирением (7–12 лет, 8 г инулина / день в течение 16 недель) показало увеличение Bifidobacterium и уменьшение Bacteroides [208]. Взятые вместе, эти исследования выделяют ряд факторов - дозировку, тип инулина и другие диетические факторы (например, общее потребление клетчатки), которые могут способствовать эффективности ITF в модуляции ключевых микробов.

Резистентный крахмал является важным субстратом для поддержания здоровья кишечника, так как он используется рядом полезных кишечных микробов [209]. Например, Bifidobacterium sp., Fecalibacterium sp., Eubacterium sp. и Ruminococcus sp. были значительно увеличены у здоровых взрослых, которые потребляли резистентный крахмал (100 г / день, тип 2 / тип 4) в течение трех недель [210]. Лица с метаболическим синдромом продемонстрировали, что резистентный крахмал (тип 2) при применении в сочетании с арабиноксиланом может модифицировать микробиоту кишечника в сторону полезного пула (с более высокой концентрацией бифидобактерий и меньшим количеством дисбиотических родов) и модифицировать состав SCFAs, что приводит к благоприятному воздействию на здоровье толстой кишки и метаболический синдром [174]. Более того, исследование диетического вмешательства с использованием резистентного крахмала в качестве неперевариваемого углевода подтвердило его функцию существенного изменения состава кишечных микробных видов, включая Ruminococcus bromii, Eubacterium rectale, Collinsella aerofaciens и некультивируемую группу Oscillibacter [211].

В клинических испытаниях сообщалось, что вмешательство бутирилированного кукурузного крахмала с высоким содержанием амилозы увеличивает обилие полезной микробиоты, такой как Lactobacillus sp., Clostridium coccoides, группа C. leptum и Ruminococcus bromii, и уменьшает обилие R. torques и R. gnavus у участников, у которых был дисбактериоз кишечника, вызванный красным мясом (повышенным уровнем аддукта O6-метил-2-дезоксигуанозина) [212].

Шестинедельное исследование диетического вмешательства с 10% олигофруктозой у крыс с ожирением, вызванных диетой, увеличило количество Bifidobacterium sp., Lactobacillus sp. И Roseburia sp. и понизило Clostridium leptum [213]. У здоровых детей потребление детской смеси, содержащей олигофруктозу (3 г / л в течение восьми недель), повышало уровень фекальных Bifidobacterium sp. [214]. Кроме того, синтетический полимер глюкозы, полидекстроза (PDX), обладает такими же физиологическими эффектами, как и другие пищевые волокна, и показал пребиотический потенциал при тестировании на животных [215]. Диетическое вмешательство с пребиотиками, как было показано, избирательно стимулирует рост и / или активность одной или ограниченного числа кишечных бактерий, связанных с несколькими физиологическими преимуществами для здоровья. Сообщалось также, что кластеры Clostridium I, II и IV и Ruminococcus intestinalis стимулировались PDX (8 г/день) в клинических испытаниях для здоровых людей в возрасте 18–50 лет во время трехнедельной иннервации [216].

Итак, доказано, что пищевые углеводы модулируют полезные для здоровья микробы как у людей, так и у животных. Диета с высоким содержанием клетчатки увеличивала обилие бифидобактерий и снижала соотношение Firmicutes/Bacteroidetes у человека и экспериментальных животных. Пребиотический потенциал GOS и других углеводов хорошо известен, и их добавление привело к обилию Bifidobacterium sp., Lactobacillus sp., Akkermansia sp., Fecalibacterium sp., Roseburia sp., Bacteroides sp. и Prevotella. Арабиноксилан, резистентный крахмал и фруктаны инулинового типа модулируют полезные для здоровья бактерии, такие как Bifidobacterium, Fecalibacterium и Lactobacillus. Было также обнаружено, что олигофруктоза и полидекстроза модулируют многие полезные для здоровья бактерии, такие как Roseburia, Clostridium lepum и Ruminococcus intestinalis. Исследования также показали восстановительную функцию некоторых углеводов при дисбактериозе, наблюдаемую у тучных людей, и, следовательно, такие углеводы могут быть использованы в качестве терапевтического вмешательства при метаболических заболеваниях.

3.2. Жиры

жиры и микробиом

Показано, что рацион питания с высоким содержанием насыщенных и / или общих жиров оказывает неблагоприятное воздействие на кишечный микробиом. Пятнадцать клинических отчетов (включая шесть рандомизированных контролируемых интервенционных исследований и девять обсервационных исследований) показали, что диеты с высоким содержанием общего жира и насыщенных жиров негативно влияют на богатство и разнообразие кишечной микробиоты [217]. Эти результаты были подтверждены тщательно контролируемыми исследованиями кормления на грызунах, которые показали, что диеты, содержащие жиры в диапазоне от 44% до 72%, увеличивали соотношение F / B к микробиоте кишечника [34, 162, 228–226]. Влияние высокожировой диеты (HFD) на модулирование численности микроорганизмов, соотношение F / B и общее микробное разнообразие представлено в таблице 4.

Хотя было показано, что изменения соотношения F/B в кишечной микробиоте зависят от области кишечника и продолжительности приема пищи [218], изменения соотношения F/B варьируют в зависимости от количества жира в рационе (табл.4). У крыс потребление смешанной HFD (диапазон от 44%-72%) [34, 218–226] увеличивает обилие Firmicutes и уменьшает долю Bacteroidetes, тем самым приводя к увеличению соотношения F/B. Эти бактериальные типы, а именно, бактериоидеты и фирмикуты, обычно преобладают в кишечном тракте, однако с различным составом. Например, генетически тучные мыши ob/ob с ожирением демонстрировали меньше Bacteroidetes и больше Firmicutes [34]. Та же исследовательская группа обнаружила, что фенотип ожирения может передаваться при трансплантации кишечной микробиоты мышам. Ожирение увеличивало соотношение F/B и тем самым увеличивало обилие Firmicutes. После колонизации "тучной микробиоты" общее количество жира в организме мышей значительно возросло, а также увеличилась способность собирать энергию из рациона, что способствовало патофизиологии ожирения [227]. Тем не менее, количество жира в рационе от 20% до 40% может привести к снижению отношения F / B [228–231] или к существенным изменениям в их соотношении [173, 230, 232, 233]. Кроме того, микробные паттерны кишечника в моделях крыс, индуцированных HFD, показали обилие микробов порядка Clostridiales и снижение обилия микробов семейства Lachnospiraceae, возможно, из‐за его ассоциации с процентным содержанием жира в организме [53]. Было высказано предположение, что уменьшение популяции лактобацилл коррелирует с высоким содержанием жира, а их обилие демонстрирует отрицательную корреляцию с массой тела и массой жира [162, 222, 226, 229]. В недавнем рандомизированном клиническом исследовании с контролируемым питанием сообщалось, что потребление 40% жира здоровыми молодыми людьми было связано с неблагоприятными изменениями в микробиоте кишечника, в результате чего вмешательство привело к увеличению обилия вредных видов бактерий Bacteroides и Alistipes, два вида которых, как сообщалось, были в изобилии у пациентов с сахарным диабетом 2 типа (СД 2 типа) и снижению обилия полезных бактерий рода Fecalibacterium. Тем не менее, 20% потребления жира показали положительный эффект с точки зрения увеличения кишечной микробиоты Fecalibacterium sp. и Blautia sp. [230]. У людей с метаболическими заболеваниями, ожирением и ишемической болезнью сердца снижение потребления жира до уровня менее 35% жира в течение двух лет помогло восстановить микробиом кишечника [173, 231, 233]. Результаты этого исследования показали, что диета с низким содержанием жиров для людей зависит от степени метаболической дисфункции, поскольку у людей не наблюдалось никаких изменений, если у них не было выявлено метаболическое заболевание [230]. Кроме того, недавно сообщалось о влиянии половой принадлежности на формирование микробиоты кишечника в соответствии с диетой. Исследователи наблюдали более высокое обилие Розбурии (Roseburia), Холдемании (Holdemania) и Десульфовибриона (Desulfovibrio) у мужчин с метаболическим синдромом (MetS), чем у женщин с MetS после трех лет потребления низкожировой диеты, что привело к пагубному эффекту у мужчин, а не у женщин [234].

Ученые также исследовали роль насыщенных и ненасыщенных жиров в модуляции и разнообразии микробиома кишечника. Паттерсон (Patterson) и др. (2014) [235] показали, что различные типы пищевых жиров увеличивают общее разнообразие микробиоты кишечника, но не существенно отличаются друг от друга в мышиной модели. В исследовании диетического вмешательства мышей кормили пальмовым маслом, богатым насыщенными жирными кислотами, что привело к уменьшению популяции Бактериоидетов (Bacteroidetes), и было подтверждено, что изменения в составе микробиоты кишечника положительно коррелируют с развитием ожирения. Аналогичные исследования показали, что потребление насыщенных жиров (HFD‐содержащих пальмовое масло) (45% жира) индуцировало повышенное соотношение F/B в мышечной модели и оказывало более стимулирующее влияние на развитие ожирения, чем у мышей, получавших ненасыщенные жиры (оливковое масло или сафлоровое масло) [236]. Насыщенные пищевые жиры изменяют условия для микробной сборки кишечника, способствуя изменению состава желчи хозяина, что приводит к дисбактериозу, который может нарушить иммунный гомеостаз [228]. Напротив, некоторые из насыщенных жиров, среднецепочечные жирные кислоты, показали антибактериальное действие [237]. Оливковое масло с высоким содержанием ненасыщенных жирных кислот увеличивало количество комменсальных бактерий, популяций Bacteroidaceae, в слепой кишке по сравнению с пальмовым маслом, льняным маслом и рыбьим жиром [235]. Льняное семя / рыбий жир при совместном применении с низкожировой диетой оказывали бифидогенное действие на состав кишечной микробиоты хозяина за счет повышения уровня бифидобактерий [235]. Аккермания (Akkermansia) и бифидобактерии (Bifidobacterium) также считались ассоциированными с потреблением пребиотиков, и сообщалось, что они демонстрируют тенденцию к снижению под влиянием HFD [162, 238]. Энтеральное введение полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК) было связано с уменьшением количества вредных бактерий (например, Streptococcus sp. и Escherichia sp.), большее бактериальное разнообразие у недоношенных детей с энтеростомией [239]. В ходе клинических исследований было также установлено, что диета, богатая мононенасыщенными жирными кислотами, снижает общее число бактерий, тогда как диета, богатая полиненасыщенными жирными кислотами, не оказывает влияния на богатство и разнообразие микробиоты кишечника [217].

Таким образом, количество и тип жира в рационе могут модулировать соотношение F / B и влиять как на вредные, так и на полезные микробы в кишечнике. В частности, насыщенный жир постоянно снижает полезные для здоровья микробы, такие как Bifidobacterium и Fecalibacterium, тогда как ненасыщенный жир увеличивает количество Akkermansia и Bifidobacterium и уменьшает количество вредных бактерий, таких как Streptococcus и Escherichia sp. Кроме того, насыщенный жир может увеличивать отношение F / B, а ненасыщенный жир может снижать соотношение F / B, и, таким образом, они могут оказывать различное влияние на здоровье человека в зависимости от качества жира. Клинические исследования, проведенные на сегодняшний день, показывают, что диета с высоким содержанием жиров наносит вред здоровью кишечника, поскольку снижает количество полезных микробов, однако это можно изменить, если придерживаться диеты с низким содержанием жиров.

3.3. Белки

протеин и микробиом

Клинические и доклинические исследования показали, что тип и количество белка в рационе оказывает существенное влияние на микробиоту кишечника (табл.5).

Данные, полученные на животных моделях, позволяют предположить, что качество белка влияет на состав кишечной микробиоты. Например, в доклиническом исследовании было показано, что сывороточные белки сыра могут действовать как факторы роста для количества фекалий Lactobacilli и Bifidobacteria по сравнению с казеином [240]. Было также показано, что диета на основе сывороточного белка снижает содержание Clostridium в кишечнике. Было показано, что белок бобов мунг (белок азиатской фасоли) изменяет индуцированное HFD соотношение F / B у мышей [242]. Белок фасоли также увеличил распространенность семейства Ruminococcacea на модели мышей с HFD. На основании этого наблюдения авторы выдвинули гипотезу, что метаболизм желчных кислот, опосредованный членами семейства Ruminococcacea, обеспечил бы пользу для здоровья у мышей с HFD [242]. В отличие от данных, полученных с помощью белковых вмешательств на растительной основе, рационы, содержащие казеин, увеличивали количество фекальных энтеробактерий и уменьшали количество фекальных лактобацилл у поросят [243]. Кроме того, уровни Bacteroidales и Clostridiales были выше у мышей, которых кормили западной диетой, содержащей высокие уровни мяса и морепродуктов [244]. Было также показано, что животный белок может повышать чувствительность к воспалению кишечника за счет увеличения потенциальной вредной микробиоты кишечника (а именно: родов Enterococcus, Streptococcus, Turicibater и Escherichia, а также семейств Peptostreptococcaceae и Ruminococcaceaea) по сравнению с мышами, потребляющими растительный белок [245]. Недавнее клиническое исследование показало, что диеты с казеином и соевым белком следует рассматривать с осторожностью, поскольку они, по-видимому, нарушают нормальную экспрессию генов в слизистой оболочке прямой кишки у людей с избыточным весом [246]. Авторы не смогли обнаружить каких-либо изменений в микробном разнообразии или обилии специфических таксонов, но смогли обнаружить как полезные, так и вредные метаболиты, продуцируемые специфическими микробами. В частности, метаболиты, расщепляющие аминокислоты, были выше, причем снижение концентрации бутирата, которое авторы обнаружили, в значительной степени коррелировало со специфическими бактериями родов Clostridia, Oscilospira, Butyricimonas и Odoribacter [246].

Хотя было высказано предположение, что источник белка оказывает большое влияние на состав бактериального сообщества [245], другие исследования показали, что количество белков также очень важно в его влиянии на микробную модуляцию кишечника. В одном исследовании [241] мышей кормили с низким содержанием жиров (10% жира) или HFD (45% жира) в течение 21 недели, либо казеином (20% kJ), либо изолятом сывороточного белка (WPI) в 20%, 30% или 40% kJ. Результаты данного исследования показали увеличение обилия типов протеобактерий (Proteobacteria) и актинобактерий (Actinobacteria) в микробиоте кишечника для опытных групп животных, получавших 20% WPI. При увеличении содержания белка с 20% до 40% результаты были противоположными для типа актинобактерий по сравнению с группой HFD. 70-дневная добавка белка (смесь сывороточного изолята (10 г) и говяжьего гидролизата (10 г)) в рационе здоровых спортсменов оказала негативное влияние на микробиоту кишечника, что привело к снижению уровня полезной для здоровья микробиоты, а именно Roseburia, Blautia и Bifidobacterium longum, а также увеличение микробиоты типа Bacteroidetes [247]. В контрольной группе, получавшей мальтодекстрин, такого эффекта не наблюдалось. Кроме того, различные способы приготовления белка могут по-разному влиять на микробиоту кишечника. Исследование in vitro на микробиоте кишечника человека показало, что группа C.hidtolyticum / perfringens, распространенный пищевой патоген, который может продуцировать энтеротоксины, вызывая широкий спектр патологий, наблюдалась при периодической ферментации, которая содержала жареное мясо, по сравнению с той, где содержалось вареное мясо [248], что позволяет предположить, что способ приготовления и тип мяса могут влиять на профили ферментации в микробиоте кишечника человека.

Из приведенного выше обсуждения следует, что как качество, так и количество белка могут оказывать влияние на состав и разнообразие кишечной микробиоты. Сывороточный белок проявляет бифидогенный эффект у мышей с HFD при более низкой концентрации и обращает этот эффект при более высокой концентрации. Белок фасоли помогает изменить соотношение F / B на модели мышей с HFD, а животный белок может повысить чувствительность к воспалению кишечника, увеличив потенциальную вредную микробиоту кишечника. Добавление белковых смесей у здоровых взрослых оказывает негативное влияние на полезную микробиоту, такую как Roseburia, Blautia и Bifidobacterium longum. Кроме того, было показано, что различные способы приготовления пищи по-разному влияют на микробиоту кишечника. Необходимы дополнительные доклинические / клинические исследования, чтобы сделать вывод о влиянии различных белковых добавок на микробиоту кишечника.

4. Резюме и перспективы на будущее

Дисбактериоз кишечника все чаще признается в качестве ключевого фактора развития сахарного диабета 2 типа (СД 2), сердечно-сосудистых заболеваний, детской аллергии / атопии и многих других метаболических и инфекционных заболеваний [249,250]. Микробиота кишечника является потенциальной мишенью для улучшения здоровья человека [251, 252], и компоненты питания (как микро-, так и макроэлементы) признаны играющими важную роль (рис. 1).

Влияние микро- и макроэлементов на потенциальную полезную или вредную микробиоту кишечника

Рисунок 1. Влияние микро- и макроэлементов на потенциальную полезную или вредную микробиоту кишечника.

Существуют убедительные доказательства того, что полифенолы оказывают значительное влияние на развитие обилия полезных микробов в кишечнике, что может способствовать благоприятному исходу для здоровья за пределами кишечника. Было показано, что специфические полифенолы в моделях животных снижают соотношение F/B. Анализы in vitro также показали способность специфических полифенолов снижать обилие вредных / патогенных микробов. Основные полезные микробы, положительно модулированные полифенолами, включают Bifidobacterium, Lactobacillus, Akkermansia и Fecalibacterium sp. Некоторые специфические полифенолы модулируют другие полезные микробы, такие как Clostridium coccoides (ректальной группы Eubacterium), Eubacterium dolichum, Lactococcus lactis, Ruminococcus torques, Clostridium hathewayi, Bacteroides uniformis, Prevotella sp., Blautia coccoides и Eggerthella lenta (Таблица 1 и Рисунок 1). Витамины образуют второй основной микроэлемент, который модулирует полезные для здоровья микробы кишечника. Витамины проявляют отчетливую реакцию на модулирование полезных/вредных для здоровья микробов, а добавки витаминов А, С, D и Е оказывают положительное влияние на полезные для здоровья микробы, такие как Бифидобактерии, Аккермансия и Лактобациллы. Восстановительная функция нормальной флоры в дисбиотической кишке витамином А у пациентов с аутистическим спектром расстройств (ASD) обещает выяснить терапевтический потенциал витамина А при ASD и других подобных заболеваниях. Следует также с осторожностью принимать и витамины группы В, поскольку они могут активировать вирулентность некоторых патогенных организмов, а также могут положительно модулировать некоторые вредные бактерии. В литературе существует острая нехватка, которая исследует роль минералов и микроэлементов в модуляции кишечной микробиоты. Однако добавление кальция, магния, фосфора, селена и цинка показало, что могут быть некоторые небольшие эффекты, которые поддерживают полезные кишечные бактерии, в том числе Akkermansia, Bifidobacterium и Ruminococcus. Было показано, что добавки железа у детей с дефицитом железа модулируют вредную и потенциально патогенную микробиоту. Добавки йода приводят к уменьшению обилия Fecalibacterium prausnizii, а добавки селена приводят к уменьшению обилия Dorea и Mucisprillum…

внимание

Необходимы дополнительные исследования, чтобы сделать окончательный вывод об этих эффектах!

Из всех макронутриентов, углеводы являются основным модулятором для полезных для здоровья микробов. Пищевые волокна, арабиноксилан, GOS, фруктан типа инулина, устойчивый крахмал и полидекстран обладают основными бифидогенными эффектами и могут положительно модулировать полезные для здоровья микробы в кишечнике. Основными полезными для здоровья микробами, модулируемыми этими основными углеводами, являются Bifidobacterium sp., Lactobacillus sp, Akkermansia sp, Fecalibacterium sp., Roseburia sp., Bacteroides sp. а также Prevotella, Roseburia, Clostridium lepum и Ruminococcus intestinalis (табл.4 и рис. 1). Установлено также, что специфические углеводы снижают соотношение F/B. Эксперименты на животных показали, что насыщенные и ненасыщенные жиры оказывают противоположное влияние на модуляцию микробиоты кишечника. По сравнению с насыщенными жирами диеты, содержащие ненасыщенные жиры, увеличивают обилие полезной микрофлоры кишечника и уменьшают вредную микрофлору кишечника (табл.4 и рис. 1). Диета с высоким содержанием жиров может привести к дисбактериозу кишечника и, следовательно, к увеличению отношения F / B. Средиземноморская диета и диета с низким содержанием жиров и высоким содержанием углеводов модулировали двух продуцентов бутирата (Roseburia sp. и Fecalibacterium prausnitzii) в кишечнике тучных людей и были связаны с чувствительностью к инсулину в этих популяциях [231]. Это исследование также подтвердило пользу низкокалорийной диеты (диеты с низким содержанием жиров) для здоровья благодаря модуляции кишечной микробиоты. Высокое потребление диетического белка снижает количество микробов, которые связаны с благотворным воздействием на здоровье, и неясно, отличается ли это между белками из животных или растительных источников. Качество и количество пищевого белка влияет на микробиоту кишечника. Существует острая нехватка исследований с использованием определенных белков, которые исследуют их действие на микробную модуляцию кишечника. Необходимы дополнительные клинические / доклинические исследования для принятия обоснованного решения о добавлении белка для модуляции полезных для здоровья микробов.

Кроме того, в текущем обзоре ясно, что макро- и микроэлементы в значительной степени влияют на состав и/или разнообразие кишечного микробиома. Например, ферментируемые пищевые волокна, которые включают AX, RS, инулин, олигосахариды и GOS, увеличивают содержание Bifidobacterium, Lactobacillus, Roseburia, Bacteroides, Akkermansia, бутират‐продуцирующих Fecalibacterium и Ruminococcus на уровне рода, которые связаны с различными преимуществами для здоровья, тогда как диеты, содержащие более 44% энергии из жира, увеличивают соотношение F/B, которое может быть ослаблено полифенолами, например, красного вина / чая. Высокое потребление пищевых белков снижает обилие микробов, которые были связаны с благотворным воздействием на здоровье, и неясно, отличается ли это от белков из животных или растительных источников. Кроме того, роль некоторых микроэлементов (например, витамина D и кальция) в регуляции микробиоты кишечника по отношению к здоровому фенотипу путем увеличения Bifidobacterium, Lactobacillus, восстановления Ruminococcus и Akkermansia в моделях с ожирением показала, что благоприятные результаты для здоровья могут быть опосредованы исследованиями диетического вмешательства.

Хотя в настоящем обзоре обобщены основные результаты исследований, посвященных влиянию конкретных микро- и макроэлементов на модуляцию микробиоты кишечника, отсутствуют данные о том, как эти специфические компоненты питательных веществ изменяют микробиоту кишечника человека. Модели гуманизированных мышей и мышиные гнотобиотики могут предоставить дополнительную информацию. Хотя эти модели имеют ряд ограничений, они позволяют тщательно контролировать структуру питания и питательные вещества, а также оценивать микробиологические изменения. Кроме того, необходимы четко определенные исследования диетического вмешательства, которые используют широкий круг людей, чтобы лучше понять внутри‐и межиндивидуальную изменчивость в том, как люди и их микробиомы по‐разному реагируют на диетические модели и конкретные пищевые компоненты.


По теме также см.:

Дополнительно см.:

Литература

  1. Schmidt, T.S.; Raes, J.; Bork, P. The human gut microbiome: From association to modulation. Cell 2018, 172, 1198–1215.
  2. Jackson, M.A.; Verdi, S.; Maxan, M.‐E.; Shin, C.M.; Zierer, J.; Bowyer, R.C.; Martin, T.; Williams, F.M.; Menni, C.; Bell, J.T. Gut microbiota associations with common Dis. and prescription medications in a population‐based cohort. Nat. Commun. 2018, 9, 2655.
  3. Valdes, A.M.; Walter, J.; Segal, E.; Spector, T.D. Role of the gut microbiota in Nutr. and health. Br. Med J. 2018, 361, k2179.
  4. Berg, R.D. The indigenous gastrointestinal microflora. Trends Microbiol. 1996, 4, 430–435.
  5. Savage, D.C. Microbial ecology of the gastrointestinal tract. Annu. Rev. Microbiol. 1977, 31, 107–133.
  6. Sender, R.; Fuchs, S.; Milo, R. Are we really vastly outnumbered? Revisiting the ratio of bacterial to host cells in humans. Cell 2016, 164, 337–340.
  7. Rosner, J. Ten times more microbial cells than body cells in humans. Microbe 2014, 9, 47.
  8. McFall‐Ngai, M.; Hadfield, M.G.; Bosch, T.C.; Carey, H.V.; Domazet‐Lošo, T.; Douglas, A.E.; Dubilier, N.; Eberl, G.; Fukami, T.; Gilbert, S.F. Animals in a bacterial world, a new imperative for the life Sci.s. Proc. Natl. Acad. Sci. 2013, 110, 3229–3236.
  9. Abreu, C.; Lopez, A.O.; Gore, J. Pairing off: A bottom‐up approach to the human gut microbiome. Mol. Syst. Biol. 2018, 14, e8425.
  10. Consortium, H.M.J.R.S. A catalog of reference genomes from the human microbiome. Sci. 2010, 328, 994–999.
  11. Methé, B.A.; Nelson, K.E.; Pop, M.; Creasy, H.H.; Giglio, M.G.; Huttenhower, C.; Gevers, D.; Petrosino, J.F.; Abubucker, S.; Badger, J.H. A framework for human microbiome Res. Nat. 2012, 486, 215.
  12. Qin, J.; Li, R.; Raes, J.; Arumugam, M.; Burgdorf, K.S.; Manichanh, C.; Nielsen, T.; Pons, N.; Levenez, F.; Yamada, T. A human gut microbial gene catalogue established by metagenomic sequencing. Nat. 2010, 464, 59.
  13. Li, J.; Jia, H.; Cai, X.; Zhong, H.; Feng, Q.; Sunagawa, S.; Arumugam, M.;  Kultima, J.R.; Prifti, E.; Nielsen, T. An integrated catalog of reference genes in the human gut microbiome. Nat. Biotechnol. 2014, 32, 834.
  14. Odamaki, T.; Kato, K.; Sugahara, H.; Hashikura, N.; Takahashi, S.; Xiao, J.Z.; Abe, F.; Osawa, R. Age‐related changes in gut microbiota composition from newborn to centenarian: A cross-sectional study. BMC Microbiol. 2016, 16, 90.
  15. Sonnenburg, E.D.; Smits, S.A.; Tikhonov, M.; Higginbottom, S.K.; Wingreen, N.S.; Sonnenburg, J.L. Dietinduced extinctions in the gut microbiota compound over generations. Nat. 2016, 529, 212. Nat.
  16. Ma, J.; Prince, A.L.; Bader, D.; Hu, M.; Ganu, R.; Baquero, K.; Blundell, P.; Harris, R.A.; Frias, A.E.; Grove, K.L. High-fat maternal diet during pregnancy persistently alters the offspring microbiome in a primate model. Nat. Commun. 2014, 5, 3889.
  17. Paul, H.A.; Bomhof, M.R.; Vogel, H.J.; Reimer, R.A. Diet-induced changes in maternal gut microbiota and metabolomic profiles influence programming of offspring obesity risk in rats. Sci. Rep. 2016, 6, 20683. 
  18. Biasucci, G.; Benenati, B.; Morelli, L.; Bessi, E.; Boehm, G. Cesarean delivery may affect the early biodiversity of intestinal bacteria. J. Nutr. 2008, 138, 1796S–1800S.
  19. Neu, J.; Rushing, J. Cesarean versus vaginal delivery: Long-term infant outcomes and the hygiene hypothesis. Clin. Perinatol. 2011, 38, 321–331.
  20. Friedman, N.J.; Zeiger, R.S. The role of breast-feeding in the development of allergies and asthma. J. Allergy Clin. Immunol. 2005, 115, 1238–1248.
  21. Harmsen, H.J.; Wildeboer–Veloo, A.C.; Raangs, G.C.; Wagendorp, A.A.; Klijn, N.; Bindels, J.G.; Welling, G.W. Analysis of intestinal flora development in breast-fed and formula‐fed infants by using Mol. identification and detection methods. J. Pediatric Gastroenterol. Nutr. 2000, 30, 61–67.
  22. Rogers, M.A.; Aronoff, D.M. The influence of non-steroidal anti-inflammatory drugs on the gut microbiome. Clin. Microbiol. Infect. 2016, 22, 178. e171–178.
  23. Jernberg, C.; Löfmark, S.; Edlund, C.; Jansson, J.K. Long-term impacts of antibiotic exposure on the human intestinal microbiota. Microbiol. 2010, 156, 3216–3223.
  24. Suzuki, T.A.; Worobey, M. Geographical variation of human gut microbial composition. Biol. Lett. 2014, 10, 20131037.
  25. Heiman, M.L.; Greenway, F.L. A healthy gastrointestinal microbiome is dependent on dietary diversity. Mol. Metab. 2016, 5, 317–320.
  26. Zhernakova, A.; Kurilshikov, A.; Bonder, M.J.; Tigchelaar, E.F.; Schirmer, M.; Vatanen, T.; Mujagic, Z.; Vila, A.V.; Falony, G.; Vieira-Silva, S. Population-based metagenomics analysis reveals markers for gut microbiome composition and diversity. Sci. 2016, 352, 565–569.
  27. Zhang, N.; Ju, Z.; Zuo, T. Time for food: The impact of diet on gut microbiota and human health. Nutr. 2018, 51–52, 80–85.
  28. Hiippala, K.; Jouhten, H.; Ronkainen, A.; Hartikainen, A.; Kainulainen, V.; Jalanka, J.; Satokari, R. The potential of gut commensals in reinforcing intestinal barrier Funct. and alleviating inflammation. Nutr. 2018, 10, 988.
  29. Cancello, R.; Turroni, S.; Rampelli, S.; Cattaldo, S.; Candela, M.; Cattani, L.; Mai, S.; Vietti, R.; Scacchi, M.; Brigidi, P. Effect of short-term dietary intervention and probiotic mix supplementation on the gut microbiota of elderly obese women. Nutr. 2019, 11, 3011.
  30. O’Callaghan, A.A.; Corr, S.C. Establishing boundaries: The relationship that exists between intestinal epithelial cells and gut-dwelling bacteria. Microorg. 2019, 7, 663.
  31. Gagniere, J.; Raisch, J.; Veziant, J.; Barnich, N.; Bonnet, R.; Buc, E.; Bringer, M.A.; Pezet, D.; Bonnet, M. Gut microbiota imbalance and colorectal cancer. World J. Gastroenterol. 2016, 22, 501–518.
  32. Kowalska--Duplaga, K.; Gosiewski, T.; Kapusta, P.; Sroka-Oleksiak, A.; Wedrychowicz, A.; Pieczarkowski, S.; Ludwig-Slomczynska, A.H.; Wolkow, P.P.; Fyderek, K. Differences in the intestinal microbiome of healthy children and patients with newly diagnosed crohnʹs disease. Sci. Rep. 2019, 9, 18880.
  33. Alhinai, E.A.; Walton, G.E.; Commane, D.M. The role of the gut microbiota in colorectal cancer causation. Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 5295.
  34. Ley, R.E.; Bäckhed, F.; Turnbaugh, P.; Lozupone, C.A.; Knight, R.D.; Gordon, J.I. Obesity alters gut microbial ecology. Proc. Nat. Acad. Sci. 2005, 102, 11070–11075.
  35. Ley, R.E.; Turnbaugh, P.J.; Klein, S.; Gordon, J.I. Microbial ecology: Human gut microbes associated with obesity. Nat. 2006, 444, 1022.
  36. Williamson, G. The role of polyphenols in modern. Nutr. Bull. 2017, 42, 226 235.
  37. Puupponen-Pimiä, R.; Aura, A.-M.; Oksman-Caldentey, K.-M.; Myllärinen, P.; Saarela, M.; Mattila-Sandholm, T.; Poutanen. Development of Funct.al ingredients for gut health. Trends Food Sci.Technol. 2002, 13, 3–11.
  38. Han, X.; Shen, T.; Lou, H. Dietary polyphenols and their biological significance. Int. J. Mol. Sci.s 2007, 8, 950–988.
  39. Selma, M.V.; Espin, J.C.; Tomas-Barberan, F.A. Interaction between phenolics and gut microbiota: Role in human health. J. Agric. Food Chem. 2009, 57, 6485–6501.
  40. Parkar, S.G.; Stevenson, D.E.; Skinner, M.A. The potential influence of fruit polyphenols on colonic microflora and human gut health. Int. J. Food Microbiol. 2008, 124, 295–298.
  41. Etxeberria, U.; Arias, N.; Boqué, N.; Macarulla, M.; Portillo, M.; Martínez, J.; Milagro, F. Reshaping faecal gut microbiota composition by the intake of trans-resveratrol and quercetin in high-fat sucrose diet-fed rats. J. Nutr.Biochem. 2015, 26, 651–660.
  42. Taira, T.; Yamaguchi, S.; Takahashi, A.; Okazaki, Y.; Yamaguchi, A.; Sakaguchi, H.; Chiji, H. Dietary polyphenols increase fecal mucin and immunoglobulin a and ameliorate the disturbance in gut microbiota caused by a high fat diet. J. Clin. Biochem.Nutr. 2015, 57, 212–216.
  43. Wang, L.; Zeng, B.; Liu, Z.; Liao, Z.; Zhong, Q.; Gu, L.; Wei, H.; Fang, X. Green tea polyphenols modulate colonic microbiota diversity and lipid Metab. in high-fat diet treated hfa mice. J. Food Sci. 2018, 83, 864–873.
  44. Seo, D.-B.; Jeong, H.W.; Cho, D.; Lee, B.J.; Lee, J.H.; Choi, J.Y.; Bae, I.-H.; Lee, S.-J. Fermented green tea extract alleviates obesity and related complications and alters gut microbiota composition in diet-induced obese mice. J. Med. Food 2015, 18, 549–556.
  45. Santino, A.; Scarano, A.; De Santis, S.; De Benedictis, M.; Giovinazzo, G.; Chieppa, M. Gut microbiota modulation and anti-inflammatory properties of dietary polyphenols in ibd: New and consolidated perspectives. Curr. Pharm. Des. 2017, 23, 2344–2351.
  46. Lee, Y.-L.; Cesario, T.; Wang, Y.; Shanbrom, E.; Thrupp, L. Antibacterial activity of vegetables and juices. Nutr. 2003, 19, 994–996.
  47. Tabasco, R.; Sánchez-Patán, F.; Monagas, M.; Bartolomé, B.; Moreno-Arribas, M.V.; Peláez, C.; Requena, T. Effect of grape polyphenols on lactic acid bacteria and bifidobacteria growth: Resistance and Metab. Food Microbiol. 2011, 28, 1345–1352.
  48. Tzounis, X.; Vulevic, J.; Kuhnle, G.G.; George, T.; Leonczak, J.; Gibson, G.R.; Kwik-Uribe, C.; Spencer, J.P. Flavanol monomer-induced changes to the human faecal microflora. Br. J. Nutr. 2008, 99, 782–792.
  49. Parkar, S.G.; Trower, T.M.; Stevenson, D.E. Fecal microbial Metab. of polyphenols and its effects on human gut microbiota. Anaerobe 2013, 23, 12–19.
  50. Topping, D.L.; Clifton, P.M. Short-chain fatty acids and human colonic Funct.: Roles of resistant starch and nonstarch polysaccharides. Physiol. Rev. 2001, 81, 1031–1064.
  51. Firrman, J.; Liu, L.; Argoty, G.A.; Zhang, L.; Tomasula, P.; Wang, M.; Pontious, S.; Kobori, M.; Xiao, W. Analysis of temporal changes in growth and gene expression for commensal gut microbes in response to the polyphenol naringenin. Microbiol. Insights 2018, 11, 1178636118775100.
  52. Lee, H.C.; Jenner, A.M.; Low, C.S.; Lee, Y.K. Effect of tea phenolics and their aromatic fecal bacterial metabolites on intestinal microbiota. Res. Microbiol. 2006, 157, 876–884.
  53. Collins, B.; Hoffman, J.; Martinez, K.; Grace, M.; Lila, M.A.; Cockrell, C.; Nadimpalli, A.; Chang, E.; Chuang, C.-C.; Zhong, W. A polyphenol-rich fraction obtained from table grapes decreases adiposity, insulin resistance and markers of inflammation and impacts gut microbiota in high-fat-fed mice. J. Nutr.Biochem. 2016, 31, 150–165.
  54. Neyrinck, A.M.; Van Hée, V.F.; Bindels, L.B.; De Backer, F.; Cani, P.D.; Delzenne, N.M. Polyphenol-rich extract of pomegranate peel alleviates tissue inflammation and hypercholesterolaemia in high-fat dietinduced obese mice: Potential implication of the gut microbiota. Br. J. Nutr. 2013, 109, 802–809.
  55. Dolara, P.; Luceri, C.; De Filippo, C.; Femia, A.P.; Giovannelli, L.; Caderni, G.; Cecchini, C.; Silvi, S.; Orpianesi, C.; Cresci, A. Red wine polyphenols influence carcinogenesis, intestinal microflora, oxidative damage and gene expression profiles of colonic mucosa in f344 rats. Mutat. Res./Fundam. Mol. Mech. Mutagenesis 2005, 591, 237–246.
  56. Axling, U.; Olsson, C.; Xu, J.; Fernandez, C.; Larsson, S.; Ström, K.; Ahrné, S.; Holm, C.; Molin, G.; Berger, K. Green tea powder and lactobacillus plantarum affect gut microbiota, lipid Metab. and inflammation in high-fat fed c57bl/6j mice. Nutr. & Metab. 2012, 9, 105.
  57. Marques, C.; Fernandes, I.; Meireles, M.; Faria, A.; Spencer, J.P.; Mateus, N.; Calhau, C. Gut microbiota modulation accounts for the neuroprotective properties of anthocyanins. Sci. Rep. 2018, 8, 11341.
  58. Mei, X.; Zhang, X.; Wang, Z.; Gao, Z.; Liu, G.; Hu, H.; Zou, L.; Li, X. Insulin sensitivity-enhancing activity of phlorizin is associated with lipopolysaccharide decrease and gut microbiota changes in obese and type 2 diabetes (db/db) mice. J. Agric. Food Chem. 2016, 64, 7502–7511.
  59. Chacar, S.; Itani, T.; Hajal, J.; Saliba, Y.; Louka, N.; Faivre, J.F.; Maroun, R.; Fares, N. The impact of longterm intake of phenolic compounds-rich grape pomace on rat gut microbiota. J. Food Sci. 2018, 83, 246–251.
  60. Viveros, A.; Chamorro, S.; Pizarro, M.; Arija, I.; Centeno, C.; Brenes, A. Effects of dietary polyphenol-rich grape products on intestinal microflora and gut morphology in broiler chicks. Poult. Sci. 2011, 90, 566–578.
  61. Ohno, M.; Nishida, A.; Sugitani, Y.; Nishino, K.; Inatomi, O.; Sugimoto, M.; Kawahara, M.; Andoh, A. Nanoparticle curcumin ameliorates experimental colitis via modulation of gut microbiota and induction of regulatory t cells. PLoS ONE 2017, 12, e0185999.
  62. Paul, B.; Royston, K.J.; Li, Y.; Stoll, M.L.; Skibola, C.F.; Wilson, L.S.; Barnes, S.; Morrow, C.D.; Tollefsbol, T.O. Impact of genistein on the gut microbiome of humanized mice and its role in breast tumor inhibition. PLoS ONE 2017, 12, e0189756.
  63. Tzounis, X.; Rodriguez-Mateos, A.; Vulevic, J.; Gibson, G.R.; Kwik-Uribe, C.; Spencer, J.P. Prebiotic evaluation of cocoa-derived flavanols in healthy humans by using a randomized, controlled, double-blind, crossover intervention study. The Am. J. Clin. Nutr. 2010, 93, 62–72.
  64. Moreno-Indias, I.; Sánchez-Alcoholado, L.; Pérez-Martínez, P.; Andrés-Lacueva, C.; Cardona, F.; Tinahones, F.; Queipo-Ortuño, M.I. Red wine polyphenols modulate fecal microbiota and reduce markers of the metabolic syndrome in obese patients. Food & Funct. 2016, 7, 1775–1787.
  65. Queipo-Ortuño, M.I.; Boto-Ordóñez, M.; Murri, M.; Gomez-Zumaquero, J.M.; Clemente-Postigo, M.; Estruch, R.; Cardona Diaz, F.; Andres-Lacueva, C.; Tinahones, F.J. Influence of red wine polyphenols and ethanol on the gut microbiota ecology and Biochem.ical biomarkers. Am. J. Clin. Nutr. 2012, 95, 1323–1334.
  66. Henning, S.M.; Yang, J.; Shao, P.; Lee, R.-P.; Huang, J.; Ly, A.; Hsu, M.; Lu, Q.-Y.; Thames, G.; Heber, D. Health benefit of vegetable/fruit juice-based diet: Role of microbiome. Sci. Rep. 2017, 7, 2167.
  67. Jin, J.S.; Touyama, M.; Hisada, T.; Benno, Y. Effects of green tea consumption on human fecal microbiota with special reference to bifidobacterium species. Microbiol. Immunol. 2012, 56, 729–739.
  68. Iino, C.; Shimoyama, T.; Iino, K.; Yokoyama, Y.; Chinda, D.; Sakuraba, H.; Fukuda, S.; Nakaji, S. Daidzein intake is associated with equol producing status through an increase in the intestinal bacteria responsible for equol production. Nutr. 2019, 11, 433.
  69. Mayta-Apaza, A.C. Evaluation of the impact of tart cherries polyphenols on the human gut microbiota and phenolic metabolites in vitro and in vivo. Theses and Dissertations, Master of Sci. in Food Sci., University of Arkansas, Fayetteville, USA, Dec. 2017.
  70. Mayta-Apaza, A.C.; Pottgen, E.; De Bodt, J.; Papp, N.; Marasini, D.; Howard, L.; Abranko, L.; Van de Wiele, T.; Lee, S.-O.; Carbonero, F. Impact of tart cherries polyphenols on the human gut microbiota and phenolic metabolites in vitro and in vivo. J. Nutr.Biochem.. 2018, 59, 160–172.
  71. Li, Z.; Henning, S.M.; Lee, R.-P.; Lu, Q.-Y.; Summanen, P.H.; Thames, G.; Corbett, K.; Downes, J.; Tseng, C.-H.; Finegold, S.M. Pomegranate extract induces ellagitannin metabolite formation and changes stool microbiota in healthy volunteers. Food & Funct. 2015, 6, 2487–2495.
  72. Most, J.; Penders, J.; Lucchesi, M.; Goossens, G.; Blaak, E. Gut microbiota composition in relation to the metabolic response to 12-week combined polyphenol supplementation in overweight men and women. Eur. J. Clin. Nutr. 2017, 71, 1040.
  73. Haro, C.; Rangel-Zuniga, O.A.; Alcala-Diaz, J.F.; Gomez-Delgado, F.; Perez-Martinez, P.; Delgado-Lista, J.; Quintana-Navarro, G.M.; Landa, B.B.; Navas-Cortes, J.A.; Tena-Sempere, M., et al. Intestinal microbiota is influenced by gender and body mass index. PLoS ONE 2016, 11, e0154090.
  74. Rowland, I.; Gibson, G.; Heinken, A.; Scott, K.; Swann, J.; Thiele, I.; Tuohy, K. Gut microbiota Funct.s: Metab. of Nutr. and other food components. Eur. J. Nutr. 2018, 57, 1–24.
  75. Lee, H.; Ko, G. Antiviral effect of vitamin A on norovirus Infect. via modulation of the gut microbiome. Sci. Rep. 2016, 6, 25835, doi:10.1038/srep25835.
  76. Lee, H.; Ko, G. New perspectives regarding the antiviral effect of vitamin A on norovirus using modulation of gut microbiota. Gut Microbes 2017, 8, 616–620.
  77. Long, K.Z.; García, C.; Santos, J.I.; Rosado, J.L.; Hertzmark, E.; DuPont, H.L.;Ko, G. Vitamin A supplementation has divergent effects on norovirus Infect.s and Clin. symptoms among mexican children. J. Infect. Dis. 2007, 196, 978–985.
  78. Thornton, K.A.; Mora-Plazas, M.; Marín, C.; Villamor, E. Vitamin A deficiency is associated with gastrointestinal and respiratory morbidity in school-age children. J. Nutr. 2014, 144, 496–503.
  79. Liu, J.; Liu, X.; Xiong, X.-Q.; Yang, T.; Cui, T.; Hou, N.-L.; Lai, X.; Liu, S.; Guo, M.; Liang, X.-H., et al. Effect of vitamin A supplementation on gut microbiota in children with autism spectrum disorders - a pilot study. BMC Microbiol. 2017, 17, 204.
  80. Lv, Z.; Wang, Y.; Yang, T.; Zhan, X.; Li, Z.; Hu, H.; Li, T.; Chen, J. Vitamin A deficiency impacts the structural segregation of gut microbiota in children with persistent diarrhea. J. Clin. Biochem. Nutr. 2016, 59, 113–121.
  81. Huda, M.N.; Ahmad, S.M.; Kalanetra, K.M.; Taft, D.H.; Alam, M.J.; Khanam, A.; Raqib, R.; Underwood, M.A.; Mills, D.A.; Stephensen, C.B. Neonatal vitamin a supplementation and vitamin A status are associated with gut microbiome composition in bangladeshi infants in early infancy and at 2 years of age. J. Nutr. 2019, 149, 1075–1088.
  82. Sperandio, V. Take your pick: Vitamins and microbiota facilitate pathogen clearance. Cell Host & Microbe 2017, 21, 130–131.
  83. Degnan, Patrick, H.; Barry, Natasha, A.; Mok, Kenny, C.; Taga, Michiko, E.; Goodman, Andrew, L. Human gut microbes use multiple transporters to distinguish vitamin B12 analogs and compete in the gut. Cell Host & Microbe 2014, 15, 47–57.
  84. Anderson, C.J.; Clark, D.E.; Adli, M.; Kendall, M.M. Ethanolamine signaling promotes salmonella niche recognition and adaptation during Infect. Plos Pathog. 2015, 11, e1005278.
  85. Thiennimitr, P.; Winter, S.E.; Winter, M.G.; Xavier, M.N.; Tolstikov, V.; Huseby, D.L.; Sterzenbach, T.; Tsolis, R.M.; Roth, J.R.; Bäumler, A.J. Intestinal inflammation allows salmonella to use ethanolamine to compete with the microbiota. Proc. Natl. Acad. Sci. 2011, 108, 17480–17485.
  86. Magnúsdóttir, S.; Ravcheev, D.; de Crécy-Lagard, V.; Thiele, I. Systematic genome assessment of B-vitamin biosynthesis suggests co-operation among gut microbes. Front. Genet. 2015, 6, 148.
  87. Harbige, L.S. Nutr. and immunity with emphasis on Infect. and autoimmune disease. Nutr. Health 1996, 10, 285–312.
  88. Miki, T.; Goto, R.; Fujimoto, M.; Okada, N.; Hardt, W.D. The bactericidal lectin regiiibeta prolongs gut colonization and enteropathy in the streptomycin mouse model for salmonella diarrhea. Cell Host & Microbe 2017, 21, 195–207.
  89. Subramanian, V.S.; Srinivasan, P.; Wildman, A.J.; Marchant, J.S.; Said, H.M. Mol. mechanism (s) involved in differential expression of vitamin c transporters along the intestinal tract. Am. J. Physiol. -Gastrointest. Liver Physiol. 2016, 312, G340–G347.
  90. Li, L.; Krause, L.; Somerset, S. Associations between micronutrient intakes and gut microbiota in a group of adults with cystic fibrosis. Clin. Nutr. 2017, 36, 1097–1104.
  91. Wilson, R.; Willis, J.; Gearry, R.; Hughes, A.; Lawley, B.; Skidmore, P.; Frampton, C.; Fleming, E.; Anderson, A.; Jones, L. Sungold kiwifruit supplementation of individuals with prediabetes alters gut microbiota and improves vitamin c status, anthropometric and Clin. markers. Nutr. 2018, 10, 895.
  92. Xu, J.; Xu, C.; Chen, X.; Cai, X.; Yang, S.; Sheng, Y.; Wang, T. Regulation of an antioxidant blend on intestinal redox status and major microbiota in early weaned piglets. Nutr. 2014, 30, 584–589.
  93. Wang, H.; Chen, W.; Li, D.; Yin, X.; Zhang, X.; Olsen, N.; Zheng, S.G. Vitamin D and chronic Dis. Aging Dis. 2017, 8, 346.
  94. Jeffery, L.E.; Qureshi, O.S.; Gardner, D.; Hou, T.Z.; Briggs, Z.; Soskic, B.; Baker, J.; Raza, K.; Sansom, D.M. Vitamin D antagonises the suppressive effect of inflammatory cytokines on ctla-4 expression and regulatory Funct. PLoS ONE 2015, 10, e0131539.
  95. Kesby, J.P.; Eyles, D.W.; Burne, T.H.; McGrath, J.J. The effects of vitamin D on brain development and adult brain Funct. Mol. Cell. Endocrinol. 2011, 347, 121–127.
  96. Bertone-Johnson, E.R.; Powers, S.I.; Spangler, L.; Brunner, R.L.; Michael, Y.L.; Larson, J.C.; Millen, A.E.; Bueche, M.N.; Salmoirago-Blotcher, E.; Liu, S. Vitamin D intake from foods and supplements and depressive symptoms in a diverse population of older women. Am. J. of Clin. Nutr. 2011, 94, 1104–1112.
  97. Ciubotaru, I.; Green, S.J.; Kukreja, S.; Barengolts, E. Significant differences in fecal microbiota are associated with various stages of glucose tolerance in African Am. male veterans. Transl. Res. 2015, 166, 401–411.
  98. Kanhere, M.; He, J.; Hanfelt, J.; Gewirtz, A.T.; Chassaing, B.; Ivie, E.A.; Alvarez, J.A.; Hao, L.; Ziegler, T.R.; Tangpricha, V. Bolus weekly vitamin D3 supplementation impacts gut and airway microbiota in adultswith cystic fibrosis: A double-blind, randomized, placebo-controlled Clin. trial. J. Clin. Endocrinol. & Metab. 2017, 103, 564–574.
  99. Jacobs, C.; Hutton, B.; Ng, T.; Shorr, R.; Clemons, M. Is there a role for oral or intravenous ascorbate (vitamin C) in treating patients with cancer? A systematic review. Oncol. 2015, 20, 210–223.
  100. Iniesta, R.R.; Rush, R.; Paciarotti, I.; Rhatigan, E.; Brougham, F.; McKenzie, J.; Wilson, D. Systematic review and meta-analysis: Prevalence and possible causes of vitamin D deficiency and insufficiency in pediatric cancer patients. Clin. Nutr. 2016, 35, 95–108.
  101. Meeker, S.; Seamons, A.; Maggio-Price, L.; Paik, J. Protective links between vitamin D, inflammatory bowel disease and colon cancer. World J. Gastroenterol. 2016, 22, 933.
  102. Ardesia, M.; Ferlazzo, G.; Fries, W. Vitamin D and inflammatory bowel disease. BioMed Res. Int. 2015, 2015, 470805.
  103. Bashir, M.; Prietl, B.; Tauschmann, M.; Mautner, S.I.; Kump, P.K.; Treiber, G.; Wurm, P.; Gorkiewicz, G.; Högenauer, C.; Pieber, T.R. Effects of high doses of vitamin D3 on mucosa-associated gut microbiome vary between regions of the human gastrointestinal tract. Eur. J. of Nutr. 2016, 55, 1479–1489.
  104. Tabatabaeizadeh, S.-A.; Tafazoli, N.; Ferns, G.A.; Avan, A.; Ghayour-Mobarhan, M. Vitamin D, the gut microbiome and inflammatory bowel disease. J. of Res. in Medical Sci.s: Off. J. Isfahan Univ. Med Sci. 2018, 23, 75–75.
  105. Sun, J. Dietary vitamin D, vitamin D receptor, and microbiome. Curr. Opinion in Clin. Nutr. Metab. Care 2018, 21, 471–474.
  106. Clark, A.; Mach, N. Role of vitamin d in the hygiene hypothesis: The interplay between vitamin D, vitamin D receptors, gut microbiota, and immune response. Front. Immunol. 2016, 7, 627.
  107. Garg, M.; Hendy, P.; Ding, J.N.; Shaw, S.; Hold, G.; Hart, A. The effect of vitamin D on intestinal inflammation and faecal microbiota in patients with ulcerative colitis. J. Crohnʹs Colitis 2018, 12, 963–972.
  108. Schäffler, H.; Herlemann, D.P.; Klinitzke, P.; Berlin, P.; Kreikemeyer, B.; Jaster, R.; Lamprecht, G. Vitamin D administration leads to a shift of the intestinal bacterial composition in crohnʹs disease patients, but not in healthy controls. J. Dig. Dis. 2018, 19, 225–234.
  109. Talsness, C.E.; Penders, J.; Jansen, E.H.J.M.; Damoiseaux, J.; Thijs, C.; Mommers, M. Influence of vitamin D on key bacterial taxa in infant microbiota in the koala birth cohort study. PLoS ONE 2017, 12, e0188011.
  110. Luthold, R.V.; Fernandes, G.R.; Franco-de-Moraes, A.C.; Folchetti, L.G.; Ferreira, S.R.G. Gut microbiota interactions with the immunomodulatory role of vitamin D in normal individuals. Metab. 2017, 69, 76–86.
  111. Naderpoor, N.; Mousa, A.; Fernanda Gomez Arango, L.; Barrett, H.L.; Dekker Nitert, M.; de Courten, B. Effect of vitamin D supplementation on faecal microbiota: A randomised Clin. trial. Nutr. 2019, 11, 2888.
  112. Zuo, K.; Li, J.; Xu, Q.; Hu, C.; Gao, Y.; Chen, M.; Hu, R.; Liu, Y.; Chi, H.; Yin, Q. Dysbiotic gut microbes may contribute to hypertension by limiting vitamin D production. Clin. Cardiol. 2019, 42, 710–719.
  113. Yan, H.; Wang, H.; Zhang, X.; Li, X.; Yu, J. Ascorbic acid ameliorates oxidative stress and inflammation in dextran sulfate sodium-induced ulcerative colitis in mice. Int. J. Clin. Exp. Med. 2015, 8, 20245.
  114. Tahan, G.; Aytac, E.; Aytekin, H.; Gunduz, F.; Dogusoy, G.; Aydin, S.; Tahan, V.; Uzun, H. Vitamin e has a dual effect of anti‐inflammatory and antioxidant activities in acetic acid–induced ulcerative colitis in rats. Can. J. Surg. 2011, 54, 333.
  115. Maggini, S.; Wintergerst, E.S.; Beveridge, S.; Hornig, D.H. Selected vitamins and trace elements support immune Funct. by strengthening epithelial barriers and cellular and humoral immune responses. Br. J. Nutr. 2007, 98, S29–S35.
  116. Pierre, J.F.; Hinterleitner, R.; Bouziat, R.; Hubert, N.A.; Leone, V.; Miyoshi, J.; Jabri, B.; Chang, E.B. Dietary antioxidant microNutr. alter mucosal inflammatory risk in a murine model of genetic and microbial susceptibility. J. Nutr.al Biochem. 2018, 54, 95–104.
  117. Choi, Y.; Lee, S.; Kim, S.; Lee, J.; Ha, J.; Oh, H.; Lee, Y.; Kim, Y.; Yoon, Y. Vitamin e (α-tocopherol) consumption influences gut microbiota composition. Int. J. Food Sci.s Nutr. 2019, 1–5.
  118. Mandal, S.; Godfrey, K.M.; McDonald, D.; Treuren, W.V.; Bjørnholt, J.V.; Midtvedt, T.; Moen, B.; Rudi, K.; Knight, R.; Brantsæter, A.L. Fat and vitamin intakes during pregnancy have stronger relations with a proinflammatory maternal microbiota than does carbohydrate intake. Microbiome 2016, 4, 55.
  119. Tang, M.; Frank, D.N.; Sherlock, L.; Ir, D.; Robertson, C.E.; Krebs, N.F. Effect of vitamin e with therapeutic iron supplementation on iron repletion and gut microbiome in us iron deficient infants and toddlers. J. Pediatric Gastroenterol. & Nutr. 2016, 63, 379–385.
  120. Skrypnik, K.; Suliburska, J. Association between the gut microbiota and mineral Metab. J. Sci. Food Agric. 2018, 98, 2449–2460.
  121. 121. Gîlcă-Blanariu, G.-E.; Diaconescu, S.; Ciocoiu, M.; Ștefănescu, G. New insights into the role of trace elements in IBD. BioMed. Res. Int. 2018, 2018, 1813047.
  122. Zhang, F.; Ye, J.; Zhu, X.; Wang, L.; Gao, P.; Shu, G.; Jiang, Q.; Wang, S. Anti-obesity effects of dietary calcium: The evidence and possible mechanisms. Int. J. Mol. Sci.s 2019, 20, 3072.
  123. Gomes, J.; Costa, J.; Alfenas, R. Could the beneficial effects of dietary calcium on obesity and diabetes control be mediated by changes in intestinal microbiota and integrity? Br. J. Nutr. 2015, 114, 1756–1765.
  124. Trautvetter, U.; Camarinha-Silva, A.; Jahreis, G.; Lorkowski, S.; Glei, M. High phosphorus intake and gutrelated parameters–results of a randomized placebo-controlled human intervention study. Nutr. J. 2018, 17, 23.
  125. Aslam, M.N.; Bassis, C.M.; Zhang, L.; Zaidi, S.; Varani, J.; Bergin, I.L. Calcium reduces liver injury in mice on a high-fat diet: Alterations in microbial and bile acid profiles. PLoS ONE 2016, 11, e0166178.
  126. Li, P.; Tang, T.; Chang, X.; Fan, X.; Chen, X.; Wang, R.; Fan, C.; Qi, K. Abnormality in maternal dietary calcium intake during pregnancy and lactation promotes body weight gain by affecting the gut microbiota in mouse offspring. Mol. Nutr. & Food Res. 2018, 63, 1800399.
  127. Chaplin, A.; Parra, P.; Laraichi, S.; Serra, F.; Palou, A. Calcium supplementation modulates gut microbiota in a prebiotic manner in dietary obese mice. Mol. Nutr. & Food Res. 2016, 60, 468–480.
  128. Gröber, U.; Schmidt, J.; Kisters, K. Magnesium in prevention and therapy. Nutr. 2015, 7, 8199–8226.
  129. Pachikian, B.D.; Neyrinck, A.M.; Deldicque, L.; De Backer, F.C.; Catry, E.; Dewulf, E.M.; Sohet, F.M.; Bindels, L.B.; Everard, A.; Francaux, M. Changes in intestinal bifidobacteria levels are associated with the inflammatory response in magnesium‐deficient mice. J. Nutr. 2010, 140, 509–514.
  130. Jørgensen, B.P.; Winther, G.; Kihl, P.; Nielsen, D.S.; Wegener, G.; Hansen, A.K.; Sørensen, D.B. Dietary magnesium deficiency affects gut microbiota and anxiety-like behaviour in c57bl/6n mice. Acta Neuropsychiatr. 2015, 27, 307–311.
  131. Winther, G.; Jørgensen, B.M.P.; Elfving, B.; Nielsen, D.S.; Kihl, P.; Lund, S.; Sørensen, D.B.; Wegener, G. Dietary magnesium deficiency alters gut microbiota and leads to depressive-like behaviour. Acta Neuropsychiatr. 2015, 27, 168–176.
  132. Crowley, E.; Long-Smith, C.; Murphy, A.; Patterson, E.; Murphy, K.; O’Gorman, D.; Stanton, C.; Nolan, Y. Dietary supplementation with a magnesium-rich marine mineral blend enhances the diversity of gastrointestinal microbiota. Mar. Drugs 2018, 16, 216.
  133. Lönnerdal, B. Excess iron intake as a factor in growth, Infect.s, and development of infants and young children. Am. J. Clin. Nutr. 2017, 106, 1681S–1687S.
  134. Jaeggi, T.; Kortman, G.A.; Moretti, D.; Chassard, C.; Holding, P.; Dostal, A.; Boekhorst, J.; Timmerman, H.M.; Swinkels, D.W.; Tjalsma, H. Iron fortification adversely affects the gut microbiome, increases pathogen abundance and induces intestinal inflammation in kenyan infants. Gut 2015, 64, 731–742.
  135. Tang, M.; Frank, D.N.; Hendricks, A.E.; Ir, D.; Esamai, F.; Liechty, E.; Hambidge, K.M.; Krebs, N.F. Iron in micronutrient powder promotes an unfavorable gut microbiota in kenyan infants. Nutr. 2017, 9, 776.
  136. Zimmermann, M.B.; Chassard, C.; Rohner, F.; NʹGoran, E.K.; Nindjin, C.; Dostal, A.; Utzinger, J.; Ghattas, H.; Lacroix, C.; Hurrell, R.F. The effects of iron fortification on the gut microbiota in african children: A randomized controlled trial in cote dʹivoire. Am. J. Clin. Nutr. 2010, 92, 1406–1415.
  137. Qasem, W.; Azad, M.B.; Hossain, Z.; Azad, E.; Jorgensen, S.; San Juan, S.C.; Cai, C.; Khafipour, E.; Beta, T.; Roberts, L.J. Assessment of complementary feeding of canadian infants: Effects on microbiome & oxidative stress, a randomized controlled trial. BMC Pediatrics 2017, 17, 54.
  138. Dostal, A.; Baumgartner, J.; Riesen, N.; Chassard, C.; Smuts, C.M.; Zimmermann, M.B.; Lacroix, C. Effects of iron supplementation on dominant bacterial groups in the gut, faecal scfa and gut inflammation: A randomised, placebo-controlled intervention trial in south african children. Br. J. Nutr. 2014, 112, 547–556.
  139. Sjödin, K.S.; Domellöf, M.; Lagerqvist, C.; Hernell, O.; Lönnerdal, B.; Szymlek‐Gay, E.A.; Sjödin, A.; West, C.E.; Lind, T. Administration of ferrous sulfate drops has significant effects on the gut microbiota of ironsufficient infants: A randomised controlled study. Gut 2019, 68, 2095–2097.
  140. Fang, S.; Zhuo, Z.; Yu, X.; Wang, H.; Feng, J. Oral administration of liquid iron preparation containing excess iron induces intestine and liver injury, impairs intestinal barrier Funct. and alters the gut microbiota in rats. J. of Trace Elem. Med. Biol. 2018, 47, 12–20.
  141. Kortman, G.A.; Dutilh, B.E.; Maathuis, A.J.; Engelke, U.F.; Boekhorst, J.; Keegan, K.P.; Nielsen, F.G.; Betley, J.; Weir, J.C.; Kingsbury, Z. Microbial Metab. shifts towards an adverse profile with supplementary iron in the tim-2 in vitro model of the human colon. Front. Microbiol. 2016, 6, 1481.
  142. Vazquez-Gutierrez, P.; Lacroix, C.; Jaeggi, T.; Zeder, C.; Zimmerman, M.B.; Chassard, C. Bifidobacteria strains isolated from stools of iron deficient infants can efficiently sequester iron. BMC Microbiol. 2015, 15, 3.
  143. Nitert, M.D.; Gomez-Arango, L.F.; Barrett, H.L.; McIntyre, H.D.; Anderson, G.J.; Frazer, D.M.; Callaway, L.K. Iron supplementation has minor effects on gut microbiota composition in overweight and obese women in early pregnancy. Br. J. Nutr. 2018, 120, 283–289.
  144. Seura, T.; Yoshino, Y.; Fukuwatari, T. The relationship between habitual dietary intake and gut microbiota in young japanese women. J. Nutr.al Sci. Vitaminol. 2017, 63, 396–404. Nutrients 2020, 12, 381 58 of 53
  145. Constante, M.; Fragoso, G.; Lupien‐Meilleur, J.; Calvé, A.; Santos, M.M. Iron supplements modulate colon microbiota composition and potentiate the protective effects of probiotics in dextran sodium sulfateinduced colitis. Inflamm. Bowel Dis. 2017, 23, 753–766.
  146. Ijssennagger, N.; Belzer, C.; Hooiveld, G.J.; Dekker, J.; van Mil, S.W.; Müller, M.; Kleerebezem, M.; van der Meer, R. Gut microbiota facilitates dietary heme-induced epithelial hyperproliferation by opening the mucus barrier in colon. Proc. Natl. Acad. Sci.s 2015, 112, 10038–10043.
  147. Jssennagger, N.; Derrien, M.; van Doorn, G.M.; Rijnierse, A.; van den Bogert, B.; Müller, M.; Dekker, J.; Kleerebezem, M.; van der Meer, R. Dietary heme alters microbiota and mucosa of mouse colon without Funct.al changes in host-microbe cross-talk. PLoS ONE 2012, 7, e49868.
  148. Martin, O.C.; Olier, M.; Ellero-Simatos, S.; Naud, N.; Dupuy, J.; Huc, L.; Taché, S.; Graillot, V.; Levêque, M.; Bézirard, V. Haem iron reshapes colonic luminal environment: Impact on mucosal homeostasis and microbiome through aldehyde formation. Microbiome 2019, 7, 72.
  149. Lee, T.; Clavel, T.; Smirnov, K.; Schmidt, A.; Lagkouvardos, I.; Walker, A.; Lucio, M.; Michalke, B.; Schmitt-Kopplin, P.; Fedorak, R., et al. Oral versus intravenous iron replacement therapy distinctly alters the gut microbiota and metabolome in patients with ibd. Gut 2017, 66, 863–871.
  150. Capra, S. Nutrient reference values for australia and new zealand: Including recommended dietary intakes. Available online: https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/nutrient-reference-values-australia-and-new-zealand-including-recommended-dietary-intakes (ace-ssed on 21 January 2020).
  151. Borda-Molina, D.; Vital, M.; Sommerfeld, V.; Rodehutscord, M.; Camarinha-Silva, A. Insights into broilersʹ gut microbiota fed with phosphorus, calcium, and phytase supplemented diets. Front.Microbiol. 2016, 7, 2033.
  152. Ohashi, W.; Fukada, T. Contribution of zinc and zinc transporters in the pathogenesis of inflammatory bowel Dis. J. Immunol. Res. 2019, 2019, 8396878.
  153. Reed, S.; Neuman, H.; Moscovich, S.; Glahn, R.; Koren, O.; Tako, E. Chronic zinc deficiency alters chick gut microbiota composition and Funct. Nutr. 2015, 7, 9768–9784.
  154. Shao, Y.; Lei, Z.; Yuan, J.; Yang, Y.; Guo, Y.; Zhang, B. Effect of zinc on growth performance, gut morphometry, and cecal microbial community in broilers challenged with salmonella enterica serovar typhimurium. J. Microbiol. 2014, 52, 1002–1011.
  155. Zackular, J.P.; Moore, J.L.; Jordan, A.T.; Juttukonda, L.J.; Noto, M.J.; Nicholson, M.R.; Crews, J.D.; Semler, M.W.; Zhang, Y.; Ware, L.B. Dietary zinc alters the microbiota and decreases resistance to clostridium difficile Infect. Nat. Med. 2016, 22, 1330.
  156. Rayman, M.P. Selenium intake, status, and health: A complex relationship. Horm. 2019, 1–6.
  157. Kasaikina, M.V.; Kravtsova, M.A.; Lee, B.C.; Seravalli, J.; Peterson, D.A.; Walter, J.; Legge, R.; Benson, A.K.; Hatfield, D.L.; Gladyshev, V.N. Dietary selenium affects host selenoproteome expression by influencing the gut microbiota. FASEB J. 2011, 25, 2492–2499.
  158. Zhai, Q.; Cen, S.; Li, P.; Tian, F.; Zhao, J.; Zhang, H.; Chen, W. Effects of dietary selenium supplementation on intestinal barrier and immune responses associated with its modulation of gut microbiota. Environ. Sci. & Technol. Lett. 2018, 5, 724–730.
  159. Shen, H.; Han, J.; Li, Y.; Lu, C.; Zhou, J.; Li, Y.; Su, X. Different host-specific responses in thyroid Funct. and gut microbiota modulation between diet-induced obese and normal mice given the same dose of iodine. Appl. Microbiol. BioTechnol. 2019, 103, 3537–3547.
  160. Schroeder, B.O.; Birchenough, G.M.; Ståhlman, M.; Arike, L.; Johansson, M.E.; Hansson, G.C.; Bäckhed, F. Bifidobacteria or fiber protects against diet-induced microbiota-mediated colonic mucus deterioration. Cell Host & Microbe 2018, 23, 27–40.
  161. Prajapati, B.; Rajput, P.; Kumar Jena, P.; Seshadri, S. Investigation of chitosan for prevention of diabetic progression through gut microbiota alteration in sugar rich diet induced diabetic rats. Curr. Pharm. BioTechnol. 2016, 17, 173–184.
  162. Avila-Nava, A.; Noriega, L.G.; Tovar, A.R.; Granados, O.; Perez-Cruz, C.; Pedraza-Chaverri, J.; Torres, N. Food combination based on a pre-hispanic mexican diet decreases metabolic and cognitive abnormalities and gut microbiota dysbiosis caused by a sucrose-enriched high-fat diet in rats. Mol. Nutr. & Food Res. 2017, 61, doi.org/10.1002/ mnfr.2015010 23.
  163. Martens, E.C. Microbiome: Fibre for the future. Nat. 2016, 529, 158.
  164. Benus, R.F.; van der Werf, T.S.; Welling, G.W.; Judd, P.A.; Taylor, M.A.; Harmsen, H.J.; Whelan, K. Association between faecalibacterium prausnitzii and dietary fibre in colonic fermentation in healthy human subjects. Br. J. Nutr. 2010, 104, 693–700.
  165. Carvalho‐Wells, A.L.; Helmolz, K.; Nodet, C.; Molzer, C.; Leonard, C.; McKevith, B.; Thielecke, F.; Jackson, K.G.; Tuohy, K.M. Determination of the in vivo prebiotic potential of a maize-based whole grain breakfast cereal: A human feeding study. Br. J. Nutr. 2010, 104, 1353–1356.
  166. García-Peris, P.; Velasco, C.; Lozano, M.; Moreno, Y.; Paron, L.; De la Cuerda, C.; Bretón, I.; Camblor, M.; García-Hernández, J.; Guarner, F. Effect of a mixture of inulin and fructo-oligosaccharide on lactobacillus and bifidobacterium intestinal microbiota of patients receiving radiotherapy; a randomised, double blind, placebo-controlled trial. Nutr. Hosp. 2012, 27, 1908–1915.
  167. Dao, M.C.; Everard, A.; Aron-Wisnewsky, J.; Sokolovska, N.; Prifti, E.; Verger, E.O.; Kayser, B.D.; Levenez, F.; Chilloux, J.; Hoyles, L. Akkermansia muciniphila and improved metabolic health during a dietary intervention in obesity: Relationship with gut microbiome richness and ecology. Gut 2016, 65, 426–436.
  168. Candela, M.; Biagi, E.; Soverini, M.; Consolandi, C.; Quercia, S.; Severgnini, M.; Peano, C.; Turroni, S.; Rampelli, S.; Pozzilli, P. Modulation of gut microbiota dysbioses in type 2 diabetic patients by macrobiotic ma-pi 2 diet. Br. J. Nutr. 2016, 116, 80–93.
  169. Holscher, H.D.; Caporaso, J.G.; Hooda, S.; Brulc, J.M.; Fahey Jr, G.C.; Swanson, K.S. Fiber supplementation influences phylogenetic structure and Funct.al capacity of the human intestinal microbiome: Follow-up of a randomized controlled trial. Am. J. Clin. Nutr. 2014, 101, 55–64.
  170. Tap, J.; Furet, J.P.; Bensaada, M.; Philippe, C.; Roth, H.; Rabot, S.; Lakhdari, O.; Lombard, V.; Henrissat, B.; Corthier, G. Gut microbiota richness promotes its stability upon increased dietary fibre intake in healthy adults. Environ. Microbiol. 2015, 17, 4954–4964.
  171. Kovatcheva-Datchary, P.; Nilsson, A.; Akrami, R.; Lee, Y.S.; De Vadder, F.; Arora, T.; Hallen, A.; Martens, E.; Björck, I.; Bäckhed, F. Dietary fiber-induced improvement in glucose Metab. is associated with increased abundance of prevotella. Cell Metab. 2015, 22, 971–982.
  172. De Filippo, C.; Cavalieri, D.; Di Paola, M.; Ramazzotti, M.; Poullet, J.B.; Massart, S.; Collini, S.; Pieraccini, G.; Lionetti, P. Impact of diet in shaping gut microbiota revealed by a comparative study in children from europe and rural africa. Proc. Natl. Acad. Sci.s 2010, 107, 14691–14696.
  173. Haro, C.; Montes-Borrego, M.; Rangel-Zúñiga, O.A.; Alcalá-Díaz, J.F.; Gómez-Delgado, F.; Pérez-Martínez, P.; Delgado-Lista, J.; Quintana-Navarro, G.M.; Tinahones, F.J.; Landa, B.B. Two healthy diets modulate gut microbial community improving insulin sensitivity in a human obese population. J. Clin. Endocrinol. 2016, 101, 233–242.
  174. Hald, S.; Schioldan, A.G.; Moore, M.E.; Dige, A.; Lærke, H.N.; Agnholt, J.; Knudsen, K.E.B.; Hermansen, K.; Marco, M.L.; Gregersen, S. Effects of arabinoxylan and resistant starch on intestinal microbiota and short-chain fatty acids in subjects with metabolic syndrome: A randomised crossover study. PLoS ONE 2016, 11, e0159223.
  175. Cloetens, L.; Broekaert, W.F.; Delaedt, Y.; Ollevier, F.; Courtin, C.M.; Delcour, J.A.; Rutgeerts, P.; Verbeke, K. Tolerance of arabinoxylan-oligosaccharides and their prebiotic activity in healthy subjects: A randomised, placebo-controlled cross-over study. Br. J. Nutr. 2010, 103, 703 713.
  176. François, I.E.; Lescroart, O.; Veraverbeke, W.S.; Marzorati, M.; Possemiers, S.; Evenepoel, P.; Hamer, H.; Houben, E.; Windey, K.; Welling, G.W. Effects of a wheat bran extract containing arabinoxylan oligosaccharides on gastrointestinal health parameters in healthy adult human volunteers: A double-blind, randomised, placebo-controlled, cross-over trial. Br. J. Nutr. 2012, 108, 2229–2242.
  177. Lecerf, J.-M.; Dépeint, F.; Clerc, E.; Dugenet, Y.; Niamba, C.N.; Rhazi, L.; Cayzeele, A.; Abdelnour, G.; Jaruga, A.; Younes, H. Xylo-oligosaccharide (xos) in combination with inulin modulates both the intestinal environment and immune status in healthy subjects, while xos alone only shows prebiotic properties. Br. J. Nutr. 2012, 108, 1847–1858.
  178. Walton, G.E.; Lu, C.; Trogh, I.; Arnaut, F.; Gibson, G.R. A randomised, double‐blind, placebo controlled cross-over study to determine the  gastrointestinal effects of consumption of arabinoxylan-oligosaccharides enriched bread in healthy volunteers. Nutr. J. 2012, 11, 36.
  179. Childs, C.E.; Röytiö, H.; Alhoniemi, E.; Fekete, A.A.; Forssten, S.D.; Hudjec, N.; Lim, Y.N.; Steger, C.J.; Yaqoob, P.; Tuohy, K.M. Xylo-oligosaccharides alone or in synbiotic combination with bifidobacterium animalis subsp. Lactis induce bifidogenesis and modulate markers of immune Funct. in healthy adults: A double-blind, placebo-controlled, randomised, factorial cross-over study. Br. J. Nutr. 2014, 111, 1945–1956.
  180. Finegold, S.M.; Li, Z.; Summanen, P.H.; Downes, J.; Thames, G.; Corbett, K.; Dowd, S.; Krak, M.; Heber, D. Xylooligosaccharide increases bifidobacteria but not lactobacilli in human gut microbiota. Food & Funct. 2014, 5, 436–445.
  181. François, I.E.; Lescroart, O.; Veraverbeke, W.S.; Marzorati, M.; Possemiers, S.; Hamer, H.; Windey, K.; Welling, G.W.; Delcour, J.A.; Courtin, C.M. Effects of wheat bran extract containing arabinoxylan oligosaccharides on gastrointestinal parameters in healthy preadolescent children. J. Pediatric Gastroenterol. Nutr. 2014, 58, 647–653.
  182. Windey, K.; De Preter, V.; Huys, G.; Broekaert, W.F.; Delcour, J.A.; Louat, T.; Herman, J.; Verbeke, K. Whea bran extract alters colonic fermentation and microbial composition, but does not affect faecal water toxicity A randomised controlled trial in healthy subjects. Br. J. Nutr. 2015, 113, 225–238.
  183. Broekaert, W.F.; Courtin, C.M.; Verbeke, K.; Van de Wiele, T.; Verstraete, W.; Delcour, J.A. Prebiotic and other health-related effects of cereal-derived arabinoxylans, arabinoxylan-oligosaccharides, and xylooligosaccharides. Crit. Rev.Food Sci. Nutr. 2011, 51, 178–194.
  184. Giovannini, M.; Verduci, E.; Gregori, D.; Ballali, S.; Soldi, S.; Ghisleni, D.; Riva, E.; Group, P.T.S. Prebiotic effect of an infant formula supplemented with galacto-oligosaccharides: Randomized multicenter trial. J. Am. Coll. Nutr. 2014, 33, 385–393.
  185. Ladirat, S.E.; Schuren, F.H.; Schoterman, M.H.; Nauta, A.; Gruppen, H.; Schols, H.A. Impact of galactooligosaccharides on the gut microbiota composition and metabolic activity upon antibiotic treatment during in vitro fermentation. FEMS Microbiol. Ecol. 2014, 87, 41–51.
  186. Monteagudo-Mera, A.; Arthur, J.; Jobin, C.; Keku, T.; Bruno-Barcena, J.; Azcarate-Peril, M. High purity galacto-oligosaccharides enhance specific bifidobacterium species and their metabolic activity in the mouse gut microbiome. Benef. Microbes 2016, 7, 247–264.
  187. Davis, L.; Martinez, I.; Walter, J.; Hutkins, R. A dose dependent impact of prebiotic galactooligosaccharide on the intestinal microbiota of healthy adults. Int. J. Food Microbiol. 2010, 144, 285–292.
  188. Davis, L.M.; Martínez, I.; Walter, J.; Goin, C.; Hutkins, R.W. Barcoded pyrosequencing reveals that consumption of galactooligosaccharides results in a highly specific bifidogenic response in humans. PLoS ONE 2011, 6, e25200.
  189. Walton, G.E.; van den Heuvel, E.G.; Kosters, M.H.; Rastall, R.A.; Tuohy, K.M.; Gibson, G.R. A randomized crossover study investigating the effects of galacto-oligosaccharides on the faecal microbiota in men and women over 50 years of age. Br. J. Nutr. 2012, 107, 1466–1475.
  190. Musilova, S.; Rada, V.; Marounek, M.; Nevoral, J.; Dušková, D.; Bunesova, V.; Vlkova, E.; Zelenka, R. Prebiotic effects of a novel combination of galactooligosaccharides and maltodextrins. J. Med. Food 2015, 18, 685–689.
  191. Vulevic, J.; Juric, A.; Walton, G.E.; Claus, S.P.; Tzortzis, G.; Toward, R.E.; Gibson, G.R. Influence of galactooligosaccharide mixture (b-gos) on gut microbiota, immune parameters and metabonomics in elderly persons. Br. J. Nutr. 2015, 114, 586–595.
  192. Azcarate-Peril, M.A.; Ritter, A.J.; Savaiano, D.; Monteagudo-Mera, A.; Anderson, C.; Magness, S.T.; Klaenhammer, T.R. Impact of short-chain galactooligosaccharides on the gut microbiome of lactoseintolerant individuals. Proc. Natl. Acad. Sci.s 2017, 114, E367–E375.
  193. Whisner, C.M.; Martin, B.R.; Schoterman, M.H.; Nakatsu, C.H.; McCabe, L.D.; McCabe, G.P.; Wastney, M.E.; Van Den Heuvel, E.G.; Weaver, C.M. Galacto‐oligosaccharides increase calcium absorption and gut bifidobacteria in young girls: A double-blind cross-over trial. Br. J. Nutr. 2013, 110, 1292–1303.
  194. Scalabrin, D.M.; Mitmesser, S.H.; Welling, G.W.; Harris, C.L.; Marunycz, J.D.; Walker, D.C.; Bos, N.A.; Tölkkö, S.; Salminen, S.; Vanderhoof, J.A. New prebiotic blend of polydextrose and galactooligosaccharides has a bifidogenic effect in young infants. J. Pediatric Gastroenterol. Nutr. 2012, 54, 343–352.
  195. Westerbeek, E.; Slump, R.; Lafeber, H.; Knol, J.; Georgi, G.; Fetter, W.; van Elburg, R. The effect of enteral supplementation of specific neutral and acidic oligosaccharides on the faecal microbiota and intestinal microenvironment in preterm infants. Eur. J. Clin. Microbiol. & Infect. Dis. 2013, 32, 269–276.
  196. Sierra, C.; Bernal, M.-J.; Blasco, J.; Martínez, R.; Dalmau, J.; Ortuno, I.; Espín, B.; Vasallo, M.-I.; Gil, D.; Vidal, M.-L. Prebiotic effect during the first year of life in healthy infants fed formula containing gos as the only prebiotic: A multicentre, randomised, double-blind and placebo-controlled trial. Eur. J. Nutr. 2015, 54, 89–99. Nutrients 2020, 12, 381 61 of 53
  197. Civardi, E.; Garofoli, F.; Longo, S.; Mongini, M.E.; Grenci, B.; Mazzucchelli, I.; Angelini, M.; Castellazzi, A.; Fasano, F.; Grinzato, A. Safety, growth, and support to healthy gut microbiota by an infant formula enriched with Funct.al compounds. Clin. Nutr. 2017, 36, 238–245.
  198. Paganini, D.; Uyoga, M.A.; Kortman, G.A.M.; Cercamondi, C.I.; Moretti, D.; Barth-Jaeggi, T.; Schwab, C.; Boekhorst, J.; Timmerman, H.M.; Lacroix, C., et al. Prebiotic galacto-oligosaccharides mitigate the adverse effects of iron fortification on the gut microbiome: A randomised controlled study in kenyan infants. Gut 2017, 66, 1956–1967.
  199. Francavilla, R.; Calasso, M.; Calace, L.; Siragusa, S.; Ndagijimana, M.; Vernocchi, P.; Brunetti, L.; Mancino, G.; Tedeschi, G.; Guerzoni, E. Effect of lactose on gut microbiota and metabolome of infants with cow’s milk allergy. Pediatric Allergy Immunol. 2012, 23, 420–427.
  200. Fernando, W.; Hill, J.; Zello, G.; Tyler, R.; Dahl, W.; Van Kessel, A. Diets supplemented with chickpea or its main oligosaccharide component raffinose modify faecal microbial composition in healthy adults. Benef. Microbes 2010, 1, 197–207.
  201. Licht, T.R.; Hansen, M.; Poulsen, M.; Dragsted, L.O. Dietary carbohydrate source influences Mol. fingerprints of the rat faecal microbiota. BMC Microbiol. 2006, 6, 98.
  202. Catry, E.; Bindels, L.B.; Tailleux, A.; Lestavel, S.; Neyrinck, A.M.; Goossens, J.-F.; Lobysheva, I.; Plovier, H.; Essaghir, A.; Demoulin, J.-B. Targeting the gut microbiota with inulin-type fructans: PreClin. demonstration of a novel approach in the management of endothelial dysFunct. Gut 2018, 67, 271 283.
  203. Ramirez-Farias, C.; Slezak, K.; Fuller, Z.; Duncan, A.; Holtrop, G.; Louis, P. Effect of inulin on the human gut microbiota: Stimulation of bifidobacterium adolescentis and faecalibacterium prausnitzii. Br. J. Nutr. 2008, 101, 541–550.
  204. Dewulf, E.M.; Cani, P.D.; Claus, S.P.; Fuentes, S.; Puylaert, P.G.; Neyrinck, A.M.; Bindels, L.B.; de Vos, W.M.; Gibson, G.R.; Thissen, J.-P. Insight into the prebiotic concept: Lessons from an exploratory, double blind intervention study with inulin-type fructans in obese women. Gut 2013, 62, 1112–1121.
  205. Vandeputte, D.; Falony, G.; Vieira-Silva, S.; Wang, J.; Sailer, M.; Theis, S.; Verbeke, K.; Raes, J. Prebiotic inulin-type fructans induce specific changes in the human gut microbiota. Gut 2017, 66, 1968–1974.
  206. Drabińska, N.; Jarocka-Cyrta, E.; Markiewicz, L.H.; Krupa-Kozak, U. The effect of oligofructose-enriched inulin on faecal bacterial counts and microbiota-associated characteristics in celiac disease children following a gluten-free diet: Results of a randomized, placebo-controlled trial. Nutr. 2018, 10, 201.
  207. Salazar, N.; Dewulf, E.M.; Neyrinck, A.M.; Bindels, L.B.; Cani, P.D.; Mahillon, J.; de Vos, W.M.; Thissen, J.-P.; Gueimonde, M.; Clara, G. Inulin-type fructans modulate intestinal bifidobacterium species populations and decrease fecal short-chain fatty acids in obese women. Clin. Nutr. 2015, 34, 501 507.
  208. Nicolucci, A.C.; Hume, M.P.; Martinez, I.; Mayengbam, S.; Walter, J.; Reimer, R.A. Prebiotics reduce body fat and alter intestinal microbiota in children who are overweight or with obesity. Gastroenterol. 2017, 153, 711–722.
  209. Yang, X.; Darko, K.O.; Huang, Y.; He, C.; Yang, H.; He, S.; Li, J.; Li, J.; Hocher, B.; Yin, Y. Resistant starch regulates gut microbiota: Structure, Biochem. and cell signalling. Cell. Physiol. Biochem. 2017, 42, 306–318.
  210. Martínez, I.; Kim, J.; Duffy, P.R.; Schlegel, V.L.; Walter, J. Resistant starches types 2 and 4 have differential effects on the composition of the fecal microbiota in human subjects. PLoS ONE 2010, 5, e15046.
  211. Walker, A.W.; Ince, J.; Duncan, S.H.; Webster, L.M.; Holtrop, G.; Ze, X.; Brown, D.; Stares, M.D.; Scott, P.; Bergerat, A. Dominant and diet-responsive groups of bacteria within the human colonic microbiota. ISME J. 2011, 5, 220.
  212. Le Leu, R.K.; Winter, J.M.; Christophersen, C.T.; Young, G.P.; Humphreys, K.J.; Hu, Y.; Gratz, S.W.; Miller, R.B.; Topping, D.L.; Bird, A.R. Butyrylated starch intake can prevent red meat-induced o 6-methyl-2-deoxyguanosine adducts in human rectal tissue: A randomised Clin. trial. Br. J. Nutr. 2015, 114, 220–230.
  213. Cluny, N.L.; Eller, L.K.; Keenan, C.M.; Reimer, R.A.; Sharkey, K.A. Interactive effects of oligofructose and obesity predisposition on gut hormones and microbiota in diet-induced obese rats. Obes. 2015, 23, 769–778.
  214. Wernimont, S.; Northington, R.; Kullen, M.J.; Yao, M.; Bettler, J. Effect of an α-lactalbumin-enriched infant formula supplemented with oligofructose on fecal microbiota, stool characteristics, and hydration status: A randomized, double-blind, controlled trial. Clin. Pediatrics 2015, 54, 359–370.
  215. Raninen, K.; Lappi, J.; Mykkänen, H.; Poutanen, K. Dietary fiber type reflects Physiol. Funct.ality: Comparison of grain fiber, inulin, and polydextrose. Nutr. Rev.2011, 69, 9–21. Nutrients 2020, 12, 381 62 of 53
  216. Costabile, A.; Fava, F.; Röytiö, H.; Forssten, S.D.; Olli, K.; Klievink, J.; Rowland, I.R.; Ouwehand, A.C.; Rastall, R.A.; Gibson, G.R. Impact of polydextrose on the faecal microbiota: A double-blind, crossover, placebo-controlled feeding study in healthy human subjects. Br. J. Nutr. 2012, 108, 471–481.
  217. Wolters, M.; Ahrens, J.; Perez, M.R.; Watkins, C.; Sanz, Y.; Benítez-Páez,  A.; Stanton, C.; Günther, K. Dietary fat, the gut microbiota, and metabolic health–a systematic review conducted within the mynewgut project. Clin. Nutr. 2019, 38, 2504–2520.
  218. Hamilton, M.K.; Boudry, G.; Lemay, D.G.; Raybould, H.E. Changes in intestinal barrier Funct. and gut microbiota in high-fat diet-fed rats are dynamic and region dependent. Am. J. Physiol.-Gastrointest. Liver Physiol. 2015, 308, G840–G851.
  219. Hildebrandt, M.A.; Hoffmann, C.; Sherrill–Mix, S.A.; Keilbaugh, S.A.; Hamady, M.; Chen, Y.Y.; Knight, R.; Ahima, R.S.; Bushman, F.; Wu, G.D. High-fat diet determines the composition of the murine gut microbiome independently of obesity. Gastroenterol. 2009, 137, 1716–1724.
  220. Chen, G.; Xie, M.; Wan, P.; Chen, D.; Dai, Z.; Ye, H.; Hu, B.; Zeng, X.; Liu, Z. Fuzhuan brick tea polysaccharides attenuate metabolic syndrome in high-fat diet induced mice in association with modulation in the gut microbiota. J. Agric. Food Chem. 2018, 66, 2783–2795.
  221. Murphy, E.; Cotter, P.; Healy, S.; Marques, T.M.; Oʹsullivan, O.; Fouhy, F.; Clarke, S.; Oʹtoole, P.; Quigley, E.M.; Stanton, C. Composition and energy harvesting capacity of the gut microbiota: Relationship to diet, obesity and time in mouse models. Gut 2010, 59, 1635–1642.
  222. Lam, Y.Y.; Ha, C.W.; Campbell, C.R.; Mitchell, A.J.; Dinudom, A.; Oscarsson, J.; Cook, D.I.; Hunt, N.H.; Caterson, I.D.; Holmes, A.J. Increased gut permeability and microbiota change associate with mesenteric fat inflammation and metabolic dysFunct. in diet-induced obese mice. PLoS ONE 2012, 7, e34233.
  223. Kim, K.-A.; Gu, W.; Lee, I.-A.; Joh, E.-H.; Kim, D.-H. High fat diet-induced gut microbiota exacerbates inflammation and obesity in mice via the tlr4 signaling pathway. PLoS ONE 2012, 7, e47713.
  224. Cowan, T.E.; Palmnäs, M.S.; Yang, J.; Bomhof, M.R.; Ardell, K.L.; Reimer, R.A.; Vogel, H.J.; Shearer, J. Chronic coffee consumption in the diet-induced obese rat: Impact on gut microbiota and serum metabolomics. J. Nutr.al Biochem. 2014, 25, 489–495.
  225. Mujico, J.R.; Baccan, G.C.; Gheorghe, A.; Díaz, L.E.; Marcos, A. Changes in gut microbiota due to supplemented fatty acids in diet-induced obese mice. Br. J. Nutr. 2013, 110, 711–720.
  226. Cani, P.D.; Bibiloni, R.; Knauf, C.; Waget, A.; Neyrinck, A.M.; Delzenne, N.M.; Burcelin, R. Changes in gut microbiota control metabolic endotoxemia-induced inflammation in high-fat diet–induced obesity and diabetes in mice. Diabetes 2008, 57, 1470–1481.
  227. Turnbaugh, P.J.; Ley, R.E.; Mahowald, M.A.; Magrini, V.; Mardis, E.R.; Gordon, J.I. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nat. 2006, 444, 1027.
  228. Devkota, S.; Wang, Y.; Musch, M.W.; Leone, V.; Fehlner-Peach, H.; Nadimpalli, A.; Antonopoulos, D.A.; Jabri, B.; Chang, E.B. Dietary-fat-induced taurocholic acid promotes pathobiont expansion and colitis in il10−/− mice. Nat. 2012, 487, 104.
  229. Lecomte, V.; Kaakoush, N.O.; Maloney, C.A.; Raipuria, M.; Huinao, K.D.; Mitchell, H.M.; Morris, M.J. Changes in gut microbiota in rats fed a high fat diet correlate with obesity-associated metabolic parameters. PLoS ONE 2015, 10, e0126931.
  230. Wan, Y.; Wang, F.; Yuan, J.; Li, J.; Jiang, D.; Zhang, J.; Li, H.; Wang, R.; Tang, J.; Huang, T., et al. Effects of dietary fat on gut microbiota and faecal metabolites, and their relationship with cardiometabolic risk factors: A 6-month randomised controlled-feeding trial. Gut 2019, 68, 1417–1429.
  231. Haro, C.; Garcia-Carpintero, S.; Rangel-Zuniga, O.A.; Alcala-Diaz, J.F.; Landa, B.B.; Clemente, J.C.; Perez-Martinez, P.; Lopez-Miranda, J.; Perez-Jimenez, F.; Camargo, A. Consumption of two healthy dietary patterns restored microbiota dysbiosis in obese patients with metabolic dysFunct. Mol. Nutr. & Food Res. 2017, 61, doi:10.1002/mnfr.201700300.
  232. Lee, S.; Keirsey, K.I.; Kirkland, R.; Grunewald, Z.I.; Fischer, J.G.; de La Serre, C.B. Blueberry supplementation influences the gut microbiota, inflammation, and insulin resistance in high-fat-diet–fed rats. J. Nutr. 2018, 148, 209–219.
  233. Qiao, Y.; Sun, J.; Ding, Y.; Le, G.; Shi, Y. Alterations of the gut microbiota in high-fat diet mice is strongly linked to oxidative stress. Appl. Microbiol. BioTechnol. 2013, 97, 1689–1697.
  234. Santos-Marcos, J.A.; Haro, C.; Vega-Rojas, A.; Alcala-Diaz, J.F.; Molina-Abril, H.; Leon-Acuña, A.; Lopez-Moreno, J.; Landa, B.B.; Tena-Sempere, M.; Perez-Martinez, P. Sex differences in the gut microbiota as potential determinants of gender predisposition to disease. Mol. Nutr. & Food Res.  2019, 63, 1800870.
  235. Patterson, E.; OʹDoherty, R.M.; Murphy, E.F.; Wall, R.; OʹSullivan, O.; Nilaweera, K.; Fitzgerald, G.F.; Cotter, P.D.; Ross, R.P.; Stanton, C. Impact of dietary fatty acids on metabolic activity and host intestinal microbiota composition in c57bl/6j mice. Br. J. Nutr. 2014, 111, 1905–1917.
  236. De Wit, N.; Derrien, M.; Bosch-Vermeulen, H.; Oosterink, E.; Keshtkar, S.; Duval, C.; de Vogel-van den Bosch, J.; Kleerebezem, M.; Müller, M.; van der Meer, R. Saturated fat stimulates obesity and hepatic steatosis and affects gut microbiota composition by an enhanced overflow of dietary fat to the distal intestine. Am. J. Physiol.-Gastrointest. Liver Physiol. 2012, 303, G589–G599.
  237. Zentek, J.; Buchheit-Renko, S.; Männer, K.; Pieper, R.; Vahjen, W. Intestinal concentrations of free and encapsulated dietary medium-chain fatty acids and effects on gastric microbial ecology and bacterial metabolic products in the digestive tract of piglets. Arch. Anim. Nutr. 2012, 66, 14–26.
  238. Ojo, B.; El-Rassi, G.D.; Payton, M.E.; Perkins-Veazie, P.; Clarke, S.; Smith, B.J.; Lucas, E.A. Mango supplementation modulates gut microbial dysbiosis and short-chain fatty acid production independent of body weight reduction in c57bl/6 mice fed a high-fat diet–3. J. Nutr. 2016, 146, 1483–1491.
  239. Younge, N.; Yang, Q.; Seed, P.C. Enteral high fat-polyunsaturated fatty acid blend alters the pathogen composition of the intestinal microbiome in premature infants with an enterostomy. J. Pediatrics 2017, 181, 93–101.
  240. Sprong, R.; Schonewille, A.; Van der Meer, R. Dietary cheese whey protein protects rats against mild dextran sulfate sodium–induced colitis: Role of mucin and microbiota. J. Dairy Sci. 2010, 93, 1364–1371.
  241. McAllan, L.; Skuse, P.; Cotter, P.D.; OʹConnor, P.; Cryan, J.F.; Ross, R.P.; Fitzgerald, G.; Roche, H.M.; Nilaweera, K.N. Protein quality and the protein to carbohydrate ratio within a high fat diet influences energy balance and the gut microbiota in c57bl/6j mice. PLoS ONE 2014, 9, e88904.
  242. Nakatani, A.; Li, X.; Miyamoto, J.; Igarashi, M.; Watanabe, H.; Sutou, A.; Watanabe, K.; Motoyama, T.; Tachibana, N.; Kohno, M. Dietary mung bean protein reduces high-fat diet-induced weight gain by modulating host bile acid Metab. in a gut microbiota-dependent manner. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2018, 501, 955–961.
  243. Rist, V.T.; Weiss, E.; Sauer, N.; Mosenthin, R.; Eklund, M. Effect of dietary protein supply originating from soybean meal or casein on the intestinal microbiota of piglets. Anaerobe 2014, 25, 72–79.
  244. Holm, J.B.; Rønnevik, A.; Tastesen, H.S.; Fjære, E.; Fauske, K.R.; Liisberg, U.; Madsen, L.; Kristiansen, K.; Liaset, B. Diet-induced obesity, energy Metab. and gut microbiota in c57bl/6j mice fed western diets based on lean seafood or lean meat mixtures. J. Nutr.al Biochem. 2016, 31, 127–136.
  245. Kostovcikova, K.; Coufal, S.; Galanova, N.; Fajstova, A.; Hudcovic, T.; Kostovcik, M.; Prochazkova, P.; Zakostelska, Z.J.; Cermakova, M.; Sediva, B. Diet rich in animal protein promotes pro-inflammatory macrophage response and exacerbates colitis in mice. Front. Immunol. 2019, 10, 919.
  246. Beaumont, M.; Portune, K.J.; Steuer, N.; Lan, A.; Cerrudo, V.; Audebert, M.; Dumont, F.; Mancano, G.; Khodorova, N.; Andriamihaja, M. Quantity and source of dietary protein influence metabolite production by gut microbiota and rectal mucosa gene expression: A randomized, parallel, double-blind trial in overweight humans. Am. J. Clin. Nutr. 2017, 106, 1005–1019.
  247. Moreno-Pérez, D.; Bressa, C.; Bailén, M.; Hamed-Bousdar, S.; Naclerio, F.; Carmona, M.; Pérez, M.; González-Soltero, R.; Montalvo-Lominchar, M.G.; Carabaña, C. Effect of a protein supplement on the gut microbiota of endurance athletes: A randomized, controlled, double-blind pilot study. Nutr. 2018, 10, 337.
  248. Shen, Q.; Chen, Y.A.; Tuohy, K.M. A comparative in vitro investigation into the effects of cooked meats on the human faecal microbiota. Anaerobe 2010, 16, 572–577.
  249. Harris, V.C.; Haak, B.W.; Boele van Hensbroek, M.; Wiersinga, W.J. The intestinal microbiome in infectious Dis.: The Clin. relevance of a rapidly emerging field. Open Forum Infect. Dis. 2017, 4, ofx144.
  250. Harsch, I.; Konturek, P. The role of gut microbiota in obesity and type 2 and type 1 diabetes mellitus: New insights into “old” Dis. Med Sci.s 2018, 6, 32.
  251. Koropatkin, N.M.; Cameron, E.A.; Martens, E.C. How glycan Metab. shapes the human gut microbiota. Nat. Rev. Microbiol. 2012, 10, 323.
  252. David, L.A.; Maurice, C.F.; Carmody, R.N.; Gootenberg, D.B.; Button, J.E.; Wolfe, B.E.; Ling, A.V.; Devlin, A.S.; Varma, Y.; Fischbach, M.A. Diet rapidly and reproducibly alters the human gut microbiome. Nat. 2014, 505, 559.
  253. Witzig, M.; da Silva, A.C.; Green-Engert, R.; Hoelzle, K.; Zeller, E.; Seifert, J.; Hoelzle, L.E.; Rodehutscord, M. Spatial variation of the gut microbiota in broiler chickens as affected by dietary available phosphorus and assessed by t-rflp  analysis and 454 pyrosequencing. PLoS ONE 2015, 10, e0143442
  254. Hang, I.; Rinttila, T.; Zentek, J.; Kettunen, A.; Alaja, S.; Apajalahti, J.; Harmoinen, J.; de Vos, W.M.; Spillmann, T. Effect of high contents of dietary animal-derived protein or carbohydrates on canine faecal microbiota. BMC Vet. Res. 2012, 8, 90.
  255. Lubbs, D.; Vester, B.; Fastinger, N.; Swanson, K. Dietary protein concentration affects intestinal microbiota of adult cats: A study using dgge and qpcr to evaluate differences in microbial populations in the feline gastrointestinal tract. J. Anim. Physiol. Anim. Nutr. 2009, 93, 113–121.
  256. Vidal-Lletjós, S.; Andriamihaja, M.; Blais, A.; Grauso, M.; Lepage, P.; Davila, A.-M.; Viel, R.; Gaudichon, C.; Leclerc, M.; Blachier, F. Dietary protein intake level modulates mucosal healing and mucosa-adherent microbiota in mouse model of colitis. Nutr. 2019, 11, 514.

Будьте здоровы!

 

ССЫЛКИ К РАЗДЕЛУ О ПРЕПАРАТАХ ПРОБИОТИКАХ

  1. ПРОБИОТИКИ
  2. ДОМАШНИЕ ЗАКВАСКИ
  3. БИФИКАРДИО
  4. КОНЦЕНТРАТ БИФИДОБАКТЕРИЙ ЖИДКИЙ
  5. ПРОПИОНИКС
  6. ЙОДПРОПИОНИКС
  7. СЕЛЕНПРОПИОНИКС
  8. БИФИДОБАКТЕРИИ
  9. ПРОПИОНОВОКИСЛЫЕ БАКТЕРИИ
  10. ПРОБИОТИКИ И ПРЕБИОТИКИ
  11. СИНБИОТИКИ
  12. АНТИОКСИДАНТНЫЕ СВОЙСТВА
  13. АНТИОКСИДАНТНЫЕ ФЕРМЕНТЫ
  14. АНТИМУТАГЕННАЯ АКТИВНОСТЬ
  15. МИКРОФЛОРА КИШЕЧНОГО ТРАКТА
  16. МИКРОФЛОРА И ФУНКЦИИ МОЗГА
  17. ПРОБИОТИКИ И ХОЛЕСТЕРИН
  18. ПРОБИОТИКИ ПРОТИВ ОЖИРЕНИЯ
  19. МИКРОФЛОРА И САХАРНЫЙ ДИАБЕТ
  20. ПРОБИОТИКИ и ИММУНИТЕТ
  21. ПРОБИОТИКИ и ГРУДНЫЕ ДЕТИ
  22. ДИСБАКТЕРИОЗ
  23. МИКРОЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ
  24. ПРОБИОТИКИ С ПНЖК
  25. ВИТАМИННЫЙ СИНТЕЗ
  26. АМИНОКИСЛОТНЫЙ СИНТЕЗ
  27. АНТИМИКРОБНЫЕ СВОЙСТВА
  28. СИНТЕЗ ЛЕТУЧИХ ЖИРНЫХ КИСЛОТ
  29. СИНТЕЗ БАКТЕРИОЦИНОВ
  30. ФУНКЦИОНАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
  31. АЛИМЕНТАРНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ
  32. ПРОБИОТИКИ ДЛЯ СПОРТСМЕНОВ
  33. ПРОИЗВОДСТВО ПРОБИОТИКОВ
  34. ЗАКВАСКИ ДЛЯ ПИЩЕВОЙ ПРОМЫШЛЕННОСТИ
  35. НОВОСТИ