Главная \ Новости и обзор литературы

Взаимодействие микробиоты, костей и аллергии

« Назад

17.05.2022 09:31

Взаимодействие микробиоты, костей и аллергии

Взаимодействие микробиоты, костей и аллергии

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Maria Maddalena Sirufo, et al.
The Microbiota-Bone-Allergy Interplay
Int. J. Environ. Res. PublicHealth 2022, 19(1), 282 

СОДЕРЖАНИЕ

Резюме 

Новые знания свидетельствуют о возрастающей важности кишечной микробиоты для здоровья и болезней. Аллергия и костный метаболизм тесно взаимосвязаны, и возможные негативные последствия обычных методов лечения не являются единственными аспектами этой взаимосвязи. На иммунную систему влияют взаимодействия микробиоты и хозяина, и несколько доказательств указывают на существование взаимодействия между микробиотой, костным метаболизмом и аллергией. Понимание этих взаимосвязей необходимо для разработки новых потенциальных стратегий лечения и профилактики, нацеленных на микробиоту. Широкий спектр веществ и микроорганизмов, пребиотиков и пробиотиков, способен влиять на микробиоту и изменять ее. В нескольких исследованиях было показано, что пребиотики и пробиотики оказывают различное действие в зависимости от различных факторов, таких как пол, гормональный статус и возраст. В этом обзоре мы обобщаем последние знания по теме, обсуждаем практические последствия и необходимость дальнейших исследований.

1. Введение

Термин микробиота определяет все микроорганизмы, не только бактерии, но и грибы, простейшие и вирусы, присутствующие в нашем организме. В частности, желудочно-кишечный тракт человека колонизирован примерно 1013–1014 микроорганизмами, из которых 15 000 различных бактериальных штаммов локализуются преимущественно в толстой кишке в симбиотических отношениях с хозяином [1]. В нормальных условиях микробиота характеризуется преобладанием облигатно-анаэробных представителей типов Firmicutes и Bacteroidetes, обеспечивающих здоровье кишечника и общее состояние, в то время как нарушение гомеостаза, известное как дисбиоз, связанное с пролиферацией некоторых бактериальных популяций, таких как Enterobacteriaceae или отсутствие важных комменсальных бактерий способствует созданию более благоприятной среды для роста возбудителей, предрасполагающих организм к патологическим состояниям [2,3] (рис. 1). Согласно тому, что было недавно сообщено в исследовании, проведенном Проектом Микробиома человека (Human Microbiome Project) и Европейским консорциумом Meta HIT, бактериальная флора кишечника человека, несмотря на то, что она состоит из очень большого числа различных видов, может быть разделена на три наиболее представленных рода: Bacteroides и Prevotella, принадлежащие к типу Bacteroidetes, и Ruminococcus относящийся к типу Firmicutes [4]. За время от рождения до зрелого возраста микробиота претерпевает многочисленные изменения; фактически, неонатальная микробиота преждевременно формируется кишечной палочкой родовых путей, за которой следуют бактероиды, бифидобактерии и клостридии на первой неделе жизни и достигает стабилизации, уже проявляясь так же, как у взрослых, только в возрасте 2-3 лет [5]. Кишечная микробиота выполняет много важных функций для поддержания здоровья хозяина, таких как формирование и поддержание кишечного барьера посредством производства короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs), образующихся в результате ферментации непереваренных питательных веществ, а также посредством иммуностимуляции и иммунотолерантности, синтеза веществ, метаболически-трофической функции, метаболизма лекарств и токсинов [6]. Баланс между кишечной микробиотой и хозяином поддерживается с помощью различных механизмов, включая секрецию желудочной кислоты, слизи, солей желчи и Ig слизистой оболочки, рН слизистой оболочки, перистальтику кишечника, местный и системный иммунитет, а также взаимодействия между различными видами микроорганизмов. Изменение взаимоотношений между микробиотой и хозяином потенциально может привести к возникновению желудочно-кишечных или внекишечных заболеваний, определяемых как «заболевания, связанные с кишечной микробиотой». Среди наиболее известных напомним аллергические заболевания, воспалительные заболевания кишечника, ожирение, метаболический синдром, сахарный диабет 1 и 2 типа, сердечно-сосудистые заболевания и даже остеопороз (ОП) [1].

Желудочно-кишечный тракт человека заселен микроорганизмами

Рисунок 1. Желудочно-кишечный тракт человека заселен примерно 1013–1014 микроорганизмами, из которых 15 000 различных бактериальных штаммов локализуются в основном в толстой кишке в симбиотических отношениях с хозяином. В нормальных условиях микробиота характеризуется преобладанием облигатно-анаэробных представителей типов Firmicutes и Bacteriodetes, обеспечивающих здоровье кишечника и общего состояния, тогда как нарушение гомеостаза, дисбактериоз, связанный с пролиферацией некоторых бактериальных популяций, таких как Enterobacteriaceae или отсутствие важных комменсальных бактерий способствует созданию более благоприятной среды для роста возбудителей, предрасполагающих организм к патологическим состояниям.

2. Остеопороз

Остеопороз (ОП) определяется как системное и метаболическое заболевание костей, характеризующееся снижением костной массы на единицу объема и ухудшением микроструктуры костной ткани, что увеличивает риск переломов, вызванных хрупкостью костей. ОП является заболеванием с преобладанием женщин, чаще встречающимся у женщин в постменопаузе, с соотношением мужчин и женщин 1:6 [7,8]. В физиологических условиях существует баланс между остеогенезом, стимулируемым остеобластами, и резорбцией кости остеокластами, регулируемый сложным молекулярным механизмом, в котором важными факторами являются эстрогены, паратиреоидный гормон, витамин D и провоспалительные цитокины [9,10,11,12]. Остеобласты секретируют лиганд-активатор рецептора ядерного фактора κB (RANKL), который взаимодействует с рецептором RANK, членом семейства фактора некроза опухоли, экспрессируемого остеокластами и их предшественниками. Взаимодействие RANK/RANKL, которое способствует дифференцировке и выживанию остеокластов, контролируется растворимым рецептором-приманкой остеопротегерином (OPG), естественным ингибитором RANKL. Таким образом, изменение этих механизмов приводит к преобладанию взаимодействия RANK/RANKL и усилению резорбции кости с последующим ОП [13,14,15,16]. Было замечено, что потеря эстрогенов, типичная для постменопаузального состояния, увеличивает экспрессию провоспалительных цитокинов, а именно интерлейкинов IL-1, IL-6, IL-7, IL-17, TNFα, колониестимулирующего фактора макрофагов (MCSF) и RANKL остеобластами, Т- клетки и В-клетки. Считается, что среди этих клеток Т-хелперные лимфоциты Th17 играют особенно важную роль в потере костной массы, связанной с дефицитом эстрогена, в то время как регуляторные Т-клетки (Tregs) способны продуцировать различные цитокины, включая трансформирующий фактор роста бета 1 (TGF-β1), IL-4 и IL-10, ингибирующие резорбцию кости и снижающие выработку эффекторных цитокинов [17,18,19,20,21,22].

3. Микробиота и остеопороз

Микробиота может, регулируя усвоение минералов кальция, фосфора и магния, а также выработку инкретинов, серотонина и кишечных факторов, влиять на здоровье костей. Многие исследования уже показали, что кишечный микробиом тесно связан с метаболизмом костей, усвоением костных минералов в физиологических условиях и с патогенезом остеопороза (ОП) [8,23,24,25].

В исследованиях, проведенных Collins и соавт., было отмечено, что костная масса была выше у мышей без микробов (GF), чем у обычных мышей; у мышей GF также было уменьшено количество остеокластов на поверхности кости и уменьшена частота CD4+ Т-клеток и предшественников остеокластов в их костном мозге [23]. Эти результаты изменились после колонизации безмикробного кишечника обычной микробиотой, что свидетельствует о благотворном действии пробиотиков в профилактике ОП [26].

Uchida и др. обнаружили, что при сравнении первичных остеобластов, выделенных из альвеолярных костей и кожи головы мышей GF, и остеобластов, выделенных из мышей, свободных от специфических патогенов (SPF), последние экспрессировали значительно больше остеокальцина, щелочной фосфатазы (ALP) и инсулиноподобного фактора роста-I/II (IGF-I/IGF-II), со сниженным соотношением OPG/RANKL. В конце концов, плотность кости мышей SPF была ниже, чем у мышей GF, что указывает на то, что микробиом кишечника оказывает большее регулирующее влияние на остеокласты и плотность кости [27].

Другое важное исследование, проведенное Jing-Jing Ni и др. по оценке причинно-следственной связи между микробиотой кишечника и минеральной плотностью костной ткани (МПК), обнаружило, что увеличение класса Clostridiales и семейства Lachnospiraceae отрицательно коррелирует с МПК, демонстрируя причинно-следственную связь между микробиотой и развитием костей [28].

У пациентов с ОП наблюдались значительные изменения в кишечной микробиоте. Фактически, в то время как в здоровых контрольных группах состав кишечной микробиоты определялся максимальным присутствием Bacteroides, Faecalibacterium и Prevotella, у пациентов с ОП можно было наблюдать изменение бактериального состава с увеличением доли Firmicutes и уменьшением доли Bacteroidetes, чем у здоровых людей [29].

Таким образом, диета имеет важное значение для усвоения питательных веществ и для состава микробиоты; высокое потребление жиров связано со снижением соотношения Bacteriodetes / Firmicutes и метаболическим дисбалансом у хозяина, как это наблюдается у пациентов с ОП. Напротив, низкокалорийная диета удаляет вредные вещества, что приводит к благотворному воздействию на организм хозяина [30,31]. Важную роль в отношении состава кишечной микробиоты играет также применение антибиотиков. Длительная терапия может изменить нормальный состав бактериальной флоры, изменяя ее биологический метаболизм. Это приводит к нарушению кишечного всасывания и как следствие к дефициту минералов, важных для здоровья костей, что способствует развитию ОП [32].

В настоящее время установлена связь между микробиотой и МПК; в частности, избыточный рост бактерий был связан с нарушением кишечного всасывания и последующим изменением метаболизма кальция, углеводов, витаминов В и К, необходимых элементов для метаболизма костей. Кроме того, высокая концентрация пробиотиков Bifidobacterium longum и Lactobacillus reuteri способствует усвоению кальция, магния и фосфора, увеличивая МПК. Некоторые виды лактобацилл, участвующие в разложении белков, присутствующих в молоке, являются основными игроками, ответственными за благотворное воздействие молока на здоровье костей [33,34,35].

Изменения микробиоты способны привести к дисфункции кишечного барьера с увеличением сывороточного липополисахарида (ЛПС) и последующим увеличением проницаемости кишечника и выживаемости остеокластов [36,37].

Более того, кишечная микробиота способна влиять на метаболизм костей как напрямую, через выработку SCFAs, прежде всего бутирата, так и через влияние на метаболические гормоны, такие как серотонин, важный фактор в развитии и поддержании костной ткани.

SCFAs играют очень важную роль в формировании и минерализации кости, действуя на путь остеопротегерина (OPG), подавляя путь RANKL и влияя на глюкагоноподобный пептид 1 (GLP-1), участвующий в остеобласто-адипоцитарной дифференцировке костных мезенхимальных стволовых клеток (MSC) [38,39,40, 41,42,43] (рис. 2).

Короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs) играют очень важную роль в формировании и минерализации костей

Рисунок 2. Короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs) играют очень важную роль в формировании и минерализации костей, действуя на путь остеопротегерина (OPG), уменьшая остеокластогенез путем подавления пути RANKL и снижая pH кишечного тракта за счет последующего увеличения всасывания минералов.

Было высказано предположение, что механизм, лежащий в основе изменений в микробиоте кишечника у пациентов с ОП, включает иммунно-воспалительную ось как ключевой мост, связывающий микробиоту кишечника с метаболизмом костей [44,45,46,47,48].

В частности, микробиота может увеличивать TNF-α, один из активаторов пути RANK-RANKL, что приводит к усилению резорбции кости за счет изменения гомеостаза кости у мышей [23].

Наконец, микробиота, по-видимому, также влияет на флавоноиды и диэтилстильбэстрол, эстрогены кишечного происхождения, изменение которых влияет на гомеостаз костей, поскольку дефицит эстрогена напрямую связан с риском постменопаузального ОП [49,50].

Можно выдвинуть гипотезу о модуляции микробиоты в качестве терапии, ограничивающей прогрессирование ОП, в дополнение к обычным методам лечения. Одной из стратегий, которые можно использовать, является введение пробиотиков, живых микроорганизмов, которые восстанавливают проницаемость кишечника, улучшают иммунную барьерную функцию кишечника, способствуют выработке IgA и ингибируют высвобождение провоспалительных цитокинов. Было проведено несколько исследований для оценки положительного действия пробиотиков на профилактику первичного ОП с акцентом на сложные механизмы защиты костей.

В частности, в исследованиях in vitro Lactobacillus reuteri была способна ингибировать дифференцировку остеокластов из моноцитарных макрофагов, высвобождая антиостеокластогенный фактор, способный модулировать остеокластогенез [51] (прим. ред.: Остеокластогенные факторы включают гормоны, цитокины и факторы роста, которые продуцируются физиологически или чрезмерно во время воспаления и оказывают свою основную активность на остеокласты путем модуляции оси RANK/RANKL/OPG). Кроме того, секретируемого компонента Lactobacillus reuteri было достаточно для ингибирования TNF-α-индуцированной супрессии преостеобластных клеток (т.е. мезенхимальных клеток, которые дифференцируются с образованием остеобласта - ред.) [52]. Также было показано, что Lactobacillus reuteri секретирует гистамин, способный подавлять продукцию TNF-α моноцитоидными клетками человека [53]. Lactobacillus helveticus и Lactobacillus casei оказывают прямое воздействие на костные клетки [54]. В частности, добавление кисломолочных продуктов (ферментированных Lactobacillus helveticus) к первичным культурам костного мозга показало повышенное накопление кальция в культурах остеобластов, что свидетельствует о его роли в качестве усилителя дифференцировки остеобластов [55]. Как Lactobacillus rhamnosus GG (LGG), так и коммерчески доступная пробиотическая добавка снижают экспрессию TNF-α, IL-17 и RANKL в клетках, выделенных из тонкого кишечника и костного мозга у мышей, перенесших овариэктомию [56].

Механизмы, с помощью которых пробиотики действуют в клетках человека, очень сложны и до конца не изучены. Прямое действие пробиотиков на остеокласты у людей следует считать ограниченным, в то время как, вероятно, ключевую роль играет кишечник. Было показано, что бактерии необходимы для синтеза многочисленных витаминов и ферментов, необходимых для формирования матрикса и роста костей, включая витамины D, K, C и фолиевую кислоту. Кроме того, бактерии рода Bifidobacteria способны продуцировать короткоцепочечные жирные кислоты, которые могут снижать рН кишечного тракта за счет последующего увеличения всасывания минералов. Некоторые исследования показывают, что Lactobacillus reuteri способны подавлять экспрессию генов провоспалительных и проостеокластогенных цитокинов как в кишечнике, так и в костном мозге. Пробиотические бактерии могут напрямую увеличивать транспорт кальция через кишечный барьер, уменьшая воспаление кишечника [25, 51, 57, 58, 59, 60, 61].

Результаты показали, что пробиотические препараты предотвращают повышение проницаемости кишечника, вызванное истощением половых стероидов, тем самым ограничивая продукцию остеокластов. Это служит доказательством концепции о том, что микробиом кишечника и пробиотические препараты участвуют в потере трабекулярной костной массы, вызванной дефицитом половых стероидов [8].

4. Аллергия

Пищевая аллергия (ПА) - это неожиданная реакция, возникающая в результате иммунологического изменения, при котором специфический и воспроизводимый иммунный ответ вызывается приемом пищевых антигенов, обычно переносимых населением [62].

Хотя уровень распространенности ПА варьируется в зависимости от возраста и географического положения, ПА поражает около 10% населения, причем распространенность ПА наблюдается в детском возрасте и в развивающихся странах [63,64,65]. Все продукты могут вызывать ПА, но наиболее часто это арахис, коровье молоко, куриное яйцо, орехи, рыба, моллюски, пшеница, семена и соя [66]. Важным процессом для предотвращения развития ПА является пероральная толерантность. Этот процесс возникает в результате перорального воздействия пищевых антигенов и опосредуется дендритными клетками (DCs), способными стимулировать дифференцировку наивных Т-клеток в Foxp3+ Т-клетки, которые продуцируют IL-10, что приводит к ингибированию сенсибилизации к специфическим пищевым аллергенам. Провоспалительные цитокины, продуцируемые эпителиальными клетками кишечника в сочетании с патоген-ассоциированными молекулярными паттернами (PAMPs) или молекулярными паттернами, связанными с повреждением (DAMPs), приводят к выработке провоспалительных цитокинов, которые переключают антигенпрезентирующие клетки (АПК) в провоспалительный фенотип, увеличивая количество Th2-клеток, которые стимулируют аллергическую реакцию через выработку IL-4, экспансию эозинофилов и тучных клеток и изотипическое переключение В-клеток в сторону продукции IgE. Начало ПА связано с нарушением толерантности к приему внутрь. Первая фаза сенсибилизации, при первом контакте с антигеном, приводит к выработке специфических IgE, которые прикрепляются к специфическим рецепторам на тучных клетках и базофилах. При втором контакте с аллергеном клетки активируются путем связывания антигена с IgE, высвобождая различные медиаторы, включая гистамин, TNF-α, фактор активации тромбоцитов (PAF), лейкотриены, IL-4, IL-5, IL-9, IL-13, IL-31, и IL-33, которые приводят к целому ряду симптомов от кожных до угрожающих жизни [67,68].

Все больше данных свидетельствует о том, что микробиом кишечника вносит свой вклад в патофизиологию таких воспалительных расстройств [69-72]. В частности, дисбактериоз связан с патогенезом пищевой аллергии (таблица 1) [73-84].

Таблица 1. Связь между наиболее частой пищевой аллергией и микробиотой.

Пищевая аллергия
Ассоциированные бактерии
Коровье молоко
↓Clostridia, Firmicutes
Коровье молоко, яйцо, арахис
↑Enterobacteriaceae
↓Bacteroidaceae
Арахис
↓Clostridiales
↑Bacteroidales
Яичный белок, коровье молоко, пшеница, арахис, соевые бобы
↓Bacteroidetes
↑Firmicutes

Bacteroidetes и Firmicutes составляют 90% микробиоты и участвуют в патогенезе ПА. Связь с ПА была выявлена, особенно для видов Clostridia, способных увеличивать выработку Treg-клеток, что приводит к ингибированию аллергического воспаления и повышению толерантности к пероральному приему. Bacteroides fragilis, вид Bacteroidetes, также был способен продуцировать полисахарид А (PSA), который увеличивал подавляющую способность Treg-клеток и продукцию IL-10 этими Foxp3+ Т-клетками в исследовании на мышах. Несколько исследований выявили меньшую численность бактерий класса Clostridia, типа Firmicutes, у детей с пищевой аллергией по сравнению со здоровыми детьми [3].

Fazlollahi M. и др. изучили 141 ребенка с аллергией на яйца по сравнению со здоровыми контрольными группами, подчеркнув преобладание Lachnospiraceae, Streptococcaceae и Leuconostocaceae в раннем микробиоме кишечника детей с аллергией на яйца. Таким образом, обнаруженная связь между присутствием семейств Lachnospiraceae и Ruminococcaceae и сенсибилизацией к яйцам привела авторов к выявлению раннего разнообразия микробиоты у детей, сенсибилизированных к яйцам, в качестве мишени для профилактических или терапевтических вмешательств [81].

Кишечные микроорганизмы, такие как Clostridium leptum, Eubacterium rectal и Faecalibacterium prausnitzii, способны продуцировать SCFAs (при ферментации образуются бутират, пропионат, ацетат и валерат) с более высокой концентрацией в толстой кишке. SCFAs обладают прямым иммуномодулирующим действием и являются ключевым фактором в повышении иммунологической толерантности к безвредным антигенам и предотвращении воспаления (рис. 3).

Эффекты SCFAs на иммунологическую толерантность

Рисунок 3. Эффекты SCFAs на иммунологическую толерантность: индуцируют дендритные клетки кишечника (DC) для экспрессии ретинальдегиддегидрогеназы (RALDH), что приводит к продукции ретиноевой кислоты, которая повышает экспрессию интегринов α4β7, направляющихся в кишечник, на периферических регуляторных Т-клетках (Treg); способствуют иммунной толерантности, регулируют выработку антител за счет продукции IgA и IgM; стимулируют выработку противовоспалительных медиаторов, таких как IFNγ и IL-10, которые индуцируют размножение Treg-клеток и подавление провоспалительных Т-хелперов 17 (Th17) и Th2-клеток; снижают выработку провоспалительных цитокинов, включая IL-1β, IL-6 и IL-17.

Помимо производства SCFAs, кишечные бактерии также продуцируют полиамины (PA) (спермидин, спермин, путресцин, кадаверин), необходимые для поддержания функции кишечного барьера за счет активизации соединительных белков.

Рост пищевой аллергии в современном обществе привел к постулированию гигиенической гипотезы, согласно которой отсутствие контакта с инфекционными агентами в раннем детстве подавляет развитие иммунной системы с возникновением атопических заболеваний. Недавняя работа пересмотрела модель гигиенической гипотезы, включив в нее способ родоразрешения, прием антибиотиков, диету и синтетические химические вещества как факторы изменения микробиоты кишечника [3]. После введения прикорма состав микробиоты меняется в зависимости от применяемой диеты с очевидными различиями в составе между диетой, богатой клетчаткой (пищевыми волокнами), характеризующейся Alistipes, Bilophila и Bacteroides, и более высоким содержанием Roseburia, Ruminococcus и Eubacterium, и диетой, богатой жирами. В целом, Lactobacillus, Clostridium, Ruminococcus, Peptostreptococcus и Bacteroides представляют собой виды, которые посредством катаболизации триптофана способны регулировать иммунный ответ и пролиферацию Т-лимфоцитов с последующей индукцией экспрессии рецептора IL-10R1 и ингибирование провоспалительных цитокинов [85]. В этом контексте становится ясно, что диета с высоким содержанием жира, но низким содержанием клетчатки (пищевых волокон), такая как западная, может быть причиной повышенной распространенности ПА в западных странах [86].

В связи с этим Mckenzie et al. описали «ось питание-микробиом кишечника-физиология», существенную связь между диетой, микробиотой кишечника и аллергическими заболеваниями. Также было показано, что разнообразие продуктов питания связано с большей экспрессией Foxp3, что свидетельствует о защитном эффекте разнообразной диеты против развития ПА. Напротив, сниженная экспрессия Foxp3 присутствовала у детей с менее разнообразным питанием [1] (прим. ред.: Foxp3 - белок, который функционирует как главный регулятор в развитии и функционировании регуляторных Т-клеток (Treg)).

Данные, подтверждающие способность микробиоты влиять на аллергическую сенсибилизацию, были обнаружены у мышей, получавших антибиотики и у мышей без микробов (GF), у которых развилась более выраженная аллергическая сенсибилизация, чем в контрольной группе мышей без специфических патогенов (SPF). Также, Jiménez-Saiz R et al. продемонстрировали, что мыши GF с дефицитом эозинофилов (новый штамм мышей GF) имели фиброз кишечника и были менее склонны к аллергической сенсибилизации, чем обычные мыши GF. Таким образом, исследование демонстрирует, что комменсальные микробы регулируют частоту и функцию кишечных эозинофилов, что влияет на восстановление тканей и аллергическую сенсибилизацию к пищевым антигенам. Эти данные подтверждают критическое взаимодействие между комменсальной микробиотой и кишечными эозинофилами в формировании гомеостатических, врожденных и адаптивных иммунных процессов в здоровье и болезни [87].

Чаще Clostridiales и Lactobacillales, по-видимому, оказывают благотворное влияние на толерантность к пище, в то время как Bacteroidales и Enterobacteriales оказывают амбивалентное действие. В частности, у детей с атопическим дерматитом (AD) и пищевой аллергией (ПА) микробиота была более колонизирована Escherichia coli и Bifidobacterium pseudocatenulatum и меньше Bifidobacterium adolescentis, Akkermansia muciniphila, Bifidobacterium breve и Faecalibacterium prausnitzii по сравнению с детьми с AD без ПА. Таким образом, авторы установили связь, также в этом случае, между ранней колонизацией потенциально более патогенными бактериями, такими как Clostridium difficile или Stafilococcus aureus, и развитием ПА, и наоборот, колонизацией более полезными бактериями, такими как бифидобактерии, и переносимостью пищи [1]. В частности, исследования в литературе выявили десенсибилизирующие эффекты Lactobacillus rhamnosus GG в коровьем молоке и при аллергии на арахис [3,88,89].

Всемирная организация по аллергии (WAO) в отношении добавок с пробиотиками пришла к выводу, что имеются слабые доказательства, подтверждающие их действие в снижении риска развития аллергических расстройств у педиатрических пациентов, но, тем не менее, небольшое снижение риска может быть связано с пробиотиками [90].

5. Обсуждение

Изменение микробиоты, по-видимому, является общей основой как для остеопороза (ОП), так и для пищевой аллергии (ПА). В частности, общим поражением обоих заболеваний можно считать измененный кишечный барьер. Кишечный барьер определяется как функциональная единица, которая постоянно уравновешивает антигенный заряд просвета кишечника со сложной иммунологической и неиммунологической организацией слизистой оболочки кишечника. Он выполняет две фундаментальные функции для выживания индивида: обеспечивает усвоение питательных веществ и защищает организм от проникновения вредных макромолекул, опосредованных плотными соединениями апикальных эпителиальных клеток. Недавно было замечено, что функционирование плотных соединений регулируется цитокинами, вырабатываемыми в кишечнике, и может быть изменено различными факторами, включая употребление алкоголя, дисбаланс в питании и действие бактериальных токсинов [91]. Изменение кишечного барьера и кишечной микробиоты вызывает развитие важного воспалительного субстрата в кишечнике, что приводит к ПА и потере эстрогенов, характерных для первичного ОП. Исследование Li et al. обнаружили, что истощение гормонов усиливает воспаление в кишечнике из-за большей антигенной нагрузки, преодолевающей кишечный барьер [22]. Эстрогены, по-видимому, играют двойственную роль в содействии развитию аллергических заболеваний и дегрануляции тучных клеток в связи с воздействием аллергенов. Andrè и др. также обнаружили причастность использования оральных контрацептивов к этиологии крапивницы и хронического ангионевротического отека [91].

Кишечная микробиота также способна влиять на уровень циркулирующих эстрогенов посредством секреции β-глюкуронидазы, фермента, который их активирует. Целостность кишечного барьера, обычно сохраняемая присутствием четырех типов: Bacteriodetes, Firmicutes, Actinobacteria и Proteobacteria, изменяется при дисбактериозе, при котором уменьшение межклеточных соединений увеличивает проницаемость кишечника, что приводит к бактериальной транслокации, вызывающей системное воспалительное состояние в основе различных патологических процессов (прим. ред.: кишечная бактериальная транслокация определяется как миграция жизнеспособных микроорганизмов из просвета кишечника в брыжеечные лимфатические узлы и другие внекишечные органы и участки). Кроме того, важно подчеркнуть, что дисбактериоз приводит к снижению деконъюгации эстрогенов с уменьшением их циркуляции, что приводит к активации CD4+ Т-клеток. CD4+ Т-клетки продуцируют RANKL, OPG и TNF-α, способствуя активации остеокластов и абсорбции кости посредством сигнального пути OPG-RANK-RANKL.

Имеются данные о том, что в основе как ОП, так и ПА лежит воспалительный процесс. Несколько провоспалительных и противовоспалительных медиаторов вовлечены в иммунопатогенез ПА, при котором аллергены могут гетерогенно стимулировать Th1-, Th2- и Th17-цитокины. Kara и др. [92] выдвинули гипотезу о мониторинге цитокинов, таких как TNF-α и IL-6, при последующем наблюдении за пациентами с ПА, в то время как Nadelkopoulou et al. [93] исследовали роль IL-10 в лечении ПА. TNF-α и IL-1 также являются основными цитокинами, участвующими в метаболизме костей и потере костной массы, связанной с дефицитом эстрогена. Роль IL-33 обсуждается [94], его активность способствует развитию различных аллергологических состояний за счет его действия на тучные клетки, эозинофилы, клетки Th2, Treg, естественные киллеры, базофилы, дендритные клетки и активированные макрофаги, но в то же время, по-видимому, играет защитную роль в костях, ингибируя RANKL-зависимый остеокластогенез [91-99].

Здоровье костей в значительной степени зависит от диеты и стиля питания, которые определяют тип микробиоты в организме хозяина. Кишечный микробиом, по сути, способствует выработке белков и ферментов, связанных с пищеварением и энергетическим обменом, поскольку он ферментирует непереваренные питательные вещества, превращая их в короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs), что приводит к снижению проницаемости кишечника и большему всасыванию минералов, таких как кальций. Есть несколько факторов, связанных с микробиотой, которые объединяют ОП и ПА; в частности, ключевую роль играют SCAFs с иммуномодулирующими и противовоспалительными действиями, реализуемыми за счет повышения иммунной толерантности, продукции IgA и IgM, снижения продукции провоспалительных цитокинов, включая IL-1β, IL-6, и IL-17 [41], а также продукции противовоспалительных IFNγ и IL-10 с последующей экспансией клеток Treg и подавлением провоспалительных клеток Th17 и Th2.

Сильное влияние диеты на микробиоту и, следовательно, на ОП и аллергические проявления привели к оценке фундаментальной роли питания. Фактически, диета, богатая жирами, может снизить усвоение необходимых элементов для здоровья костей, включая витамины D, K, C и фолиевую кислоту. Более того, диета с высоким содержанием жиров в западных странах является одним из факторов, который может способствовать увеличению распространенности аллергии [100].

Было продемонстрировано, что ожирение, вызванное диетой, является фактором повышенной восприимчивости к ПА, и, в частности, было обнаружено, что микробиота, связанная с диетой с высоким содержанием жиров, способна увеличивать склонность к ПА, что свидетельствует о связи между диетой, микробиотой и ПА [101]. Сообщалось, что термически-убитые молочнокислые бактерии (МКБ) увеличивали процент периферических CD4+CD25+Foxp3+Treg-клеток и облегчали симптомы в сезон пыльцы при введении пациентам с легким поллинозом японского кедра (форма сенной лихорадки, вызываемая пыльцой дерева Cryptomeria japonica – ред.). Считается, что хотя и не через микробиоту, МКБ действуют непосредственно на иммунную систему. В частности, повышенный уровень Treg-клеток наряду с SCFAs считается многообещающей мишенью для улучшения как аллергии, так и метаболического баланса костей [102]. Roduit и др. проанализировали уровни SCFAs в образцах фекалий 301 ребенка в возрасте 1 года, сообщив, что дети с самыми высокими уровнями бутирата и пропионата реже страдали астмой в возрасте 3 и 6 лет и демонстрировали значительно более низкую аллергическую сенсибилизацию со снижением риска пищевой аллергии и диагностики аллергического ринита. Совсем недавно Cait и соавт. исследовали роль бактериального производства бутирата в кишечнике в раннем детстве в развитии атопического заболевания и пришли к выводу, что отсутствие генов, кодирующих ключевые ферменты как для расщепления углеводов, так и для производства бутирата, было основой аллергической сенсибилизации [1].

Хотя остеопороз (ОП) и аллергия являются двумя состояниями с высокой распространенностью среди населения в целом, а взаимосвязь между риском переломов и аллергическими заболеваниями, такими как астма, атопический дерматит, крапивница и пищевая аллергия (ПА) в настоящее время хорошо установлена, на сегодняшний день у нас еще нет адекватных эпидемиологических исследований по распространенности аллергии у пациентов с ОП [103-109]. Это, вероятно, отчасти зависит от лишь недавнего признания их взаимосвязи, помимо трудности включения вместе столь многих «аллергических» патологий с такими различными особенностями. Имеющиеся в настоящее время в литературе данные относятся к единичным патологиям и ограниченным сериям. Кроме того, имеющиеся исследования оценивают наличие ОП при аллергических заболеваниях, а не распространенность аллергии у пациентов с ОП. Даже в недавних исследованиях, проведенных для оценки распространенности сопутствующих заболеваний у пациентов с ОП, нет данных, касающихся аллергии [110], вероятно, потому, что до сих пор ученые недостаточно осведомлены о влиянии аллергических заболеваний на здоровье костей. Кроме того, ретроспективный анализ, проведенный в Италии с участием 64 852 пациентов с высоким риском переломов, собранных в период с 2016 по 2020 год с помощью DeFRACalc79 (DeFRACalc79 - это инструмент, который оценивает риск переломов с учетом клинических и денситометрических факторов риска – ред.), не учитывает аллергические заболевания среди переменных для расчета риска ОП [111].

Витамин D играет важную роль в патогенезе ОП, а также в регуляции плотных контактов кишечника, что привело к гипотезе о том, что его дефицит может нарушить целостность барьера или вызвать изменения в составе кишечной микробиоты, увеличивая риск ПА и ОП. Фактически, витамин D важен для поддержания здоровья костей посредством регуляции гомеостаза кальция в сыворотке. Недостаток витамина D увеличивает резорбцию костей, чтобы поддерживать правильный уровень кальция в сыворотке, компенсируя недостаток кальция, реабсорбируемого кишечником, вызванный дефицитом витамина D [112].

Sardecka-Milewska и др. обнаружили, что у детей с аллергией на коровье молоко концентрация витамина D в сыворотке ниже, чем у здоровых детей [113]. Роль витамина D в развитии ПА дополнительно подтверждается Koplin et al., которые задокументировали ослабленную связь между низким уровнем витамина D в сыворотке и пищевой аллергией только у субъектов с полиморфизмами, связанными с более низкими уровнями витамина D-связывающего белка (DBP). Это участие витамина D в ПА может быть связано со способностью витамина D индуцировать экспрессию IL-10 клетками Treg, что приводит к пероральной толерантности и ее поддержанию [114,115].

Наконец, также важно помнить о взаимоотношениях между микробиотой и микроРНК. Последние представляют собой малые некодирующие РНК, способные регулировать экспрессию генов. Важность роли микроРНК во многих патологических состояниях [116, 117, 118], включая аллергии [119] и ОП [120, 121], становится все более очевидной. Возможность полностью понять взаимосвязь между микроРНК и микробиотой может позволить получить новые маркеры заболеваний и проложить путь к новым целенаправленным и персонализированным терапевтическим стратегиям [122].

Важность неизмененной микробиоты подчеркивается тем, что растущая тенденция к применению антибиотиков приводит к нарушению всасывания в кишечнике с дефицитом важных для здоровья костей минералов, что способствует развитию ОП, с другой стороны, применение антибиотиков ставит под угрозу развитие механизмов оральной толерантности, что приводит к усилению развития ПА.

На этой основе обосновано применение пребиотиков и пробиотиков для благотворной модуляции кишечной микробиоты как при ОП, так и при аллергологической патологии. Например, было показано, что L. rhamnosus GG способен снижать экспрессию TNFα, IL-17 и RANKL в клетках, выделенных из тонкого кишечника и костного мозга мышей, снижая резорбцию кости, а также оказывать десенсибилизирующее действие в коровьем молоке и при аллергии на арахис [45,88]. Данные в этом обзоре, основанные на современной литературе, показывают, как микробиота и некоторые виды бактерий могут влиять на склонность к развитию заболеваний, включая аллергию и ОП. В частности, добавление полезных бактерий и коррекция диеты, по-видимому, улучшают исход и предотвращают возникновение этих заболеваний.

6. Выводы

Хотя необходимы дальнейшие исследования по этой теме, имеющиеся данные свидетельствуют о ведущей роли микробиоты и ее модуляции как в процессах ремоделирования костей, так и в процессах аллергической сенсибилизации. Полное понимание существующего взаимодействия между микробиотой, метаболизмом костей и аллергией может разработать новые патофизиологические сценарии и открыть новые и стимулирующие горизонты для профилактических и терапевтических стратегий.

Дополнительная информация:

Остеопороз

Аллергия

Литература

  1. Nance, C.L.; Deniskin, R.; Diaz, V.C.; Paul, M.; Anvari, S.; Anagnostou, A. The Role of the Microbiome in Food Allergy: A Review. Children 2020, 7, 50. [Google Scholar] [CrossRef]
  2. Yoo, J.Y.; Groer, M.; Dutra, S.V.O.; Sarkar, A.; McSkimming, D.I. Gut Microbiota and Immune System Interactions. Microorganisms 2020, 8, 1587. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  3. Lee, K.H.; Song, Y.; Wu, W.; Yu, K.; Zhang, G. The gut microbiota, environmental factors, and links to the development of food allergy. Clin. Mol. Allergy 2020, 18, 5. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  4. Kim, S.; Jazwinski, S.M. The Gut Microbiota and Healthy Aging: A Mini-Review. Gerontology 2018, 64, 513–520. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  5. Miqdady, M.; Al Mistarihi, J.; Azaz, A.; Rawat, D. Prebiotics in the Infant Microbiome: The Past, Present, and Future. Pediatr. Gastroenterol. Hepatol. Nutr. 2020, 23, 1–14. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  6. Kreft, L.; Hoffmann, C.; Ohnmacht, C. Therapeutic Potential of the Intestinal Microbiota for Immunomodulation of Food Allergies. Front. Immunol. 2020, 11, 1853. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  7. Watts, N.B.; Bilezikian, J.P.; Camacho, P.M.; Greenspan, S.L.; Harris, S.T.; Hodgson, S.F.; Kleerekoper, M.; Luckey, M.M.; McClung, M.R.; Pollack, R.P.; et al. American Association of Clinical Endocrinologists Medical Guidelines for Clinical Practice for the diagnosis and treatment of postmenopausal osteoporosis. Endocr. Pract. 2010, 16, 1–37. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  8. Li, S.; Mao, Y.; Zhou, F.; Yang, H.; Shi, Q.; Meng, B. Gut microbiome and osteoporosis: A review. Bone Jt. Res. 2020, 9, 524–530. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  9. Irelli, A.; Sirufo, M.M.; Scipioni, T.; De Pietro, F.; Pancotti, A.; Ginaldi, L.; De Martinis, M. mTOR Links Tumor Immunity and Bone Metabolism: What are the Clinical Implications? Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 5841. [Google Scholar] [CrossRef]
  10. De Martinis, M.; Sirufo, M.M.; Ginaldi, L. Osteoporosis: Current and Emerging Therapies Targeted to Immunological Checkpoints. Curr. Med. Chem. 2020, 27, 6356–6372. [Google Scholar] [CrossRef]
  11. De Martinis, M.; Sirufo, M.M.; Polsinelli, M.; Placidi, G.; Di Silvestre, D.; Ginaldi, L. Gender Differences in Osteoporosis: A Single-Center Observational Study. World J. Men’s Health 2021, 39, 750–759. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  12. Sirufo, M.M.; Ginaldi, L.; De Martinis, M. Bone Health Risks Associated with Finasteride and Dutasteride Long-Term Use. World J. Men’s Health 2021, 39, 389–390. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  13. Hofbauer, L.C.; Khosla, S.; Dunstan, C.R.; Lacey, D.L.; Boyle, W.J.; Riggs, B.L. The roles of osteoprotegerin and osteoprotegerin ligand in the paracrine regulation of bone resorption. J. Bone Miner. Res. 2000, 15, 2–12. [Google Scholar] [CrossRef]
  14. Hofbauer, L.C.; Khosla, S.; Dunstan, C.R.; Lacey, D.L.; Spelsberg, T.C.; Riggs, B.L. Estrogen stimulates gene expression and protein production of osteoprotegerin in human osteoblastic cells. Endocrinology 1999, 140, 4367–4370. [Google Scholar] [CrossRef]
  15. Lochlin, R.M.; Khosla, S.; Turner, R.T.; Riggs, B.L. Mediators of the bisphasic responses of bone to intermittent and continuously administered parathyroid hormone. J. Cell. Biochem. 2003, 89, 180–190. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  16. Hofbauer, L.C.; Gori, F.; Riggs, B.L.; Lacey, D.L.; Dunstan, C.R.; Spelsberg, T.C.; Khosla, S. Stimulation of osteoprotegerin ligand and inhibition of osteoprotegerin production by glucocorticoids in human osteoblastic lineage cells. Endocrinology 1999, 140, 4382–4389. [Google Scholar] [CrossRef]
  17. Pfeilschifter, J.; Köditz, R.; Pfohl, M.; Schatz, H. Changes in proinflammatory cytokine activity after menopause. Endocr. Rev. 2002, 23, 90–119. [Google Scholar] [CrossRef]
  18. Bismar, H.; Diel, I.; Ziegler, R.; Pfeilschifter, J. Increased cytokine secretion by human bone marrow cells after menopause or discontinuation of estrogen replacement. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1995, 80, 3351–3355. [Google Scholar]
  19. D’Amelio, P.; Grimaldi, A.; Di Bella, S.; Brianza, S.Z.M.; Cristofaro, M.A.; Tamone, C.; Giribaldi, G.; Ulliers, D.; Pescarmona, G.P.; Isaia, G. Estrogen deficiency increases osteoclastogenesis up-regulating T cells activity: A key mechanism in osteoporosis. Bone 2008, 43, 92–100. [Google Scholar] [CrossRef]
  20. Weitzmann, M.N.; Roggia, C.; Toraldo, G.; Weitzmann, L.; Pacifici, R. Increased production of IL-7 uncouples bone formation from bone resorption during estrogen deficiency. J. Clin. Investig. 2002, 110, 1643–1650. [Google Scholar] [CrossRef]
  21. Eghbali-Fatourechi, G.; Khosla, S.; Sanyal, A.; Boyle, W.J.; Lacey, D.L.; Riggs, B.L. Role of RANK ligand in mediating increased bone resorption in early postmenopausal women. J. Clin. Investig. 2003, 111, 1221–1230. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  22. Li, J.Y.; Tawfeek, H.; Bedi, B.; Yang, X.; Adams, J.; Gao, K.Y.; Zayzafoon, M.; Weitzmann, M.N.; Pacifici, R. Ovariectomy disregulates osteoblast and osteoclast formation through the T-cell receptor CD40 ligand. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, 768–773. [Google Scholar] [CrossRef]
  23. Sjögren, K.; Engdahl, C.; Henning, P.; Lerner, U.H.; Tremaroli, V.; Lagerquist, M.K.; Bäckhed, F.; Ohlsson, C. The gut microbiota regulates bone mass in mice. J. Bone Miner. Res. 2012, 27, 1357–1367. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  24. Li, J.Y.; Chassaing, B.; Tyagi, A.M.; Vaccaro, C.; Luo, T.; Adams, J.; Darby, T.M.; Weitzmann, M.N.; Mulle, J.G.; Gewirtz, A.T.; et al. Sex steroid deficiency-associated bone loss is microbiota dependent and prevented by probiotics. J. Clin. Investig. 2016, 126, 2049–2063. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  25. Hernandez, C.J.; Moeller, A.H. The microbiome: A heritable contributor to bone morphology? Semin. Cell Dev. Biol. 2021. [Google Scholar] [CrossRef]
  26. Collins, F.L.; Rios-Arce, N.D.; Schepper, J.D.; Parameswaran, N.; McCabe, L.R. The Potential of Probiotics as a Therapy for Osteoporosis. Microbiol. Spectr. 2017, 5. [Google Scholar] [CrossRef]
  27. Uchida, Y.; Irie, K.; Fukuhara, D.; Kataoka, K.; Hattori, T.; Ono, M.; Ekuni, D.; Kubota, S.; Morita, M. Commensal Microbiota Enhance Both Osteoclast and Osteoblast Activities. Molecules 2018, 23, 1517. [Google Scholar] [CrossRef]
  28. Ni, J.; Yang, X.; Zhang, H.; Xu, Q.; Wei, X.; Feng, G.; Zhao, M.; Pei, Y.; Zhang, L. Assessing causal relationship from gut microbiota to heel bone mineral density. Bone 2020, 143, 115652. [Google Scholar] [CrossRef]
  29. Wang, J.; Wang, Y.; Gao, W.; Wang, B.; Zhao, H.; Zeng, Y.; Ji, Y.; Hao, D. Diversity analysis of gut microbiota in osteoporosis and osteopenia patients. PeerJ 2017, 5, e3450. [Google Scholar] [CrossRef]
  30. Vaughn, A.C.; Cooper, E.M.; DiLorenzo, P.M.; O’Loughlin, L.J.; Konkel, M.E.; Peters, J.H.; Hajnal, A.; Sen, T.; Lee, S.H.; de La Serre, C.B.; et al. Energy-dense diet triggers changes in gut microbiota, reorganization of gut brain vagal communication and increases body fat accumulation. Acta Neurobiol. Exp. 2017, 77, 18–30. [Google Scholar] [CrossRef]
  31. Rowland, I.; Gibson, G.; Heinken, A.; Scott, K.; Swann, J.; Thiele, I.; Tuohy, K. Gut microbiota functions: Metabolism of nutrients and other food components. Eur. J. Nutr. 2018, 57, 1–24. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  32. Cox, L.M.; Yamanishi, S.; Sohn, J.; Alekseyenko, A.V.; Leung, J.M.; Cho, I.; Kim, S.G.; Li, H.; Gao, Z.; Mahana, D.; et al. Altering the intestinal microbiota during a critical developmental window has lasting metabolic consequences. Cell 2014, 158, 705–721. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  33. Saltzman, J.R.; Russell, R.M. The aging gut: Nutritional issues. Gastroenterol. Clin. N. Am. 1998, 27, 309–324. [Google Scholar] [CrossRef]
  34. Quigley, E.M. Gut bacteria in health and disease. Gastroenterol. Hepatol. 2013, 9, 560–569. [Google Scholar]
  35. Mohanty, D.P.; Mohapatra, S.; Misra, S.; Sahu, P.S. Milk derived bioactive peptides and their impact on human health: A review. Saudi J. Biol. Sci. 2016, 23, 577–583. [Google Scholar] [CrossRef]
  36. Hou, G.Q.; Guo, C.; Song, G.H.; Fang, N.; Fan, W.J.; Chen, X.D.; Yuan, L.; Wang, Z.Q. Lipopolysaccharide (LPS) promotes osteoclast differentiation and activation by enhancing the MAPK pathway and COX-2 expression in RAW264.7 cells. Int. J. Mol. Med. 2013, 32, 503–510. [Google Scholar] [CrossRef]
  37. Itoh, K.; Udagawa, N.; Kobayashi, K.; Suda, K.; Li, X.; Takami, M.; Okahashi, N.; Nishihara, T.; Takahashi, N. Lipopolysaccharide promotes the survival of osteoclasts via Toll-like receptor 4, but cytokine production of osteoclasts in response to lipopolysaccharide is different from that of macrophages. J. Immunol. 2003, 170, 3688–3695. [Google Scholar] [CrossRef]
  38. Weaver, C.M.; Diet, W.C.M. Diet, gut microbiome, and bone health. Curr. Osteoporos. Rep. 2015, 13, 125–130. [Google Scholar] [CrossRef]
  39. Abrams, S.A.; Griffin, I.J.; Hawthorne, K.M.; Liang, L.; Gunn, S.K.; Darlington, G.; Ellis, K.J. A combination of prebiotic short- and long-chain inulin-type fructans enhances calcium absorption and bone mineralization in young adolescents. Am. J. Clin. Nutr. 2005, 82, 471–476. [Google Scholar] [CrossRef]
  40. Yadav, V.K.; Balaji, S.; Suresh, P.S.; Liu, X.S.; Lu, X.; Li, Z.; Guo, X.E.; Mann, J.J.; Balapure, A.K.; Gershon, M.D.; et al. Pharmacological inhibition of gut-derived serotonin synthesis is a potential bone anabolic treatment for osteoporosis. Nat. Med. 2010, 16, 308–312. [Google Scholar] [CrossRef]
  41. Lee, H.W.; Suh, J.H.; Kim, A.Y.; Lee, Y.S.; Park, S.Y.; Kim, J.B. Histone deacetylase 1-mediated histone modification regulates osteoblast differentiation. Mol. Endocrinol. 2006, 20, 2432–2443. [Google Scholar] [CrossRef]
  42. Katono, T.; Kawato, T.; Tanabe, N.; Suzuki, N.; Iida, T.; Morozumi, A.; Ochiai, K.; Maeno, M. Sodium butyrate stimulates mineralized nodule formation and osteoprotegerin expression by human osteoblasts. Arch. Oral Biol. 2008, 53, 903–909. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  43. Rahman, M.M.; Kukita, A.; Kukita, T.; Shobuike, T.; Nakamura, T.; Kohashi, O. Two histone deacetylase inhibitors, trichostatin A and sodium butyrate, suppress differentiation into osteoclasts but not into macrophages. Blood 2003, 101, 3451–3459. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  44. Bindels, L.B.; Delzenne, N.M.; Cani, P.D.; Walter, J. Towards a more comprehensive concept for prebiotics. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2015, 12, 303–310. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  45. Lu, Y.C.; Lin, Y.C.; Lin, Y.K.; Liu, Y.J.; Chang, K.H.; Chieng, P.U.; Chan, W.P. Prevalence of osteoporosis and low bone mass in older chinese population based on bone mineral density at multiple skeletal sites. Sci. Rep. 2016, 6, 25206. [Google Scholar] [CrossRef]
  46. Scholz-Ahrens, K.E.; Ade, P.; Marten, B.; Weber, P.; Timm, W.; Acil, Y.; Gluer, C.C.; Schrezenmeir, J. Prebiotics, probiotics, and synbiotics affect mineral absorption, bone mineral content, and bone structure. J. Nutr. 2007, 137, 838s–846s. [Google Scholar] [CrossRef]
  47. Ohlsson, C.; Engdahl, C.; Fak, F.; Andersson, A.; Windahl, S.H.; Farman, H.H.; Moverare-Skrtic, S.; Islander, U.; Sjogren, K. Probiotics protect mice from ovariectomy-induced cortical bone loss. PLoS ONE 2014, 9, e92368. [Google Scholar] [CrossRef]
  48. Yan, J.; Herzog, J.W.; Tsang, K.; Brennan, C.A.; Bower, M.A.; Garrett, W.S.; Sartor, B.R.; Aliprantis, A.O.; Charles, J.F. Gut microbiota induce IGF-1 and promote bone formation and growth. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2016, 113, E7554–E7563. [Google Scholar] [CrossRef]
  49. Chiang, S.S.; Pan, T.M. Beneficial effects of phytoestrogens and their metabolites produced by intestinal microflora on bone health. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2013, 97, 1489–1500. [Google Scholar] [CrossRef]
  50. Flores, R.; Shi, J.; Fuhrman, B.; Xu, X.; Veenstra, T.D.; Gail, M.H.; Gajer, P.; Ravel, J.; Goedert, J.J. Fecal microbial determinants of fecal and systemic estrogens and estrogen metabolites: A cross-sectional study. J. Transl. Med. 2012, 10, 253. [Google Scholar] [CrossRef]
  51. Britton, R.A.; Irwin, R.; Quach, D.; Schaefer, L.; Zhang, J.; Lee, T.; Parameswaran, N.; McCabe, L.R. Probiotic L. reuteri treatment prevents bone loss in a menopausal ovariectomized mouse model. J. Cell. Physiol. 2014, 229, 1822–1830. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  52. Zhang, J.; Motyl, K.J.; Irwin, R.; MacDougald, O.A.; Britton, R.A.; McCabe, L.R. Loss of bone and Wnt10b expression in male type 1 diabetic mice is blocked by the probiotic L. reuteriEndocrinology 2015, 156, 3169–3182. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  53. Thomas, C.M.; Hong, T.; Van Pijkeren, J.P.; Hemarajata, P.; Trinh, D.V.; Hu, W.; Britton, R.A.; Kalkum, M.; Versalovic, J. Histamine derived from probiotic Lactobacillus reuteri suppresses TNF via modulation of PKA and ERK signaling. PLoS ONE 2012, 7, e31951. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  54. Kim, J.G.; Lee, E.; Kim, S.H.; Whang, K.Y.; Oh, S.; Imm, J.Y. Effects of a Lactobacillus casei 393 fermented milk product on bone metabolism in ovariectomised rats. Int. Dairy J. 2009, 19, 690–695. [Google Scholar] [CrossRef]
  55. Narva, M.; Halleen, J.; Väänänen, K.; Korpela, R. Effects of Lactobacillus helveticus fermented milk on bone cells in vitro. Life Sci. 2004, 75, 1727–1734. [Google Scholar] [CrossRef]
  56. Caballero-Franco, C.; Keller, K.; Simone, C.; Chadee, K. The VSL # 3 probiotic formula induces mucin gene expression and secretion in colonic epithelial cells. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2007, 292, 315–322. [Google Scholar]
  57. Crittenden, R.G.; Martinez, N.R.; Playne, M.J. Synthesis and utilisation of folate by yoghurt starter cultures and probiotic bacteria. Int. J. Food Microbiol. 2003, 80, 217–222. [Google Scholar] [CrossRef]
  58. Arunachalam, K.D. Role of bifidobacteria in nutrition, medicine and technology. Nutr. Res. 1999, 19, 1559–1597. [Google Scholar] [CrossRef]
  59. Campbell, J.M.; Fahey, G.C.; Wolf, B.W. Selected indigestible oligosaccharides affect large bowel mass, cecal and fecal short-chain fatty acids, pH and microflora in rats. J. Nutr. 1997, 127, 130–136. [Google Scholar] [CrossRef]
  60. McCabe, L.R.; Irwin, R.; Schaefer, L.; Britton, R.A. Probiotic use decreases intestinal inflammation and increases bone density in healthy male but not female mice. J. Cell. Physiol. 2013, 228, 1793–1798. [Google Scholar] [CrossRef]
  61. Collins, F.L.; Irwin, R.; Bierhalter, H.; Schepper, J.; Britton, R.A.; Parameswaran, N.; McCabe, L.R. Lactobacillus reuteri 6475 Increases Bone Density in Intact Females Only under an Inflammatory Setting. PLoS ONE 2016, 11, e0153180. [Google Scholar] [CrossRef]
  62. Bernstein, J.A.; Bernstein, I.L.; Bucchini, L.; Goldman, L.R.; Hamilton, R.G.; Lehrer, S.; Rubin, C.; Sampson, H.A. Clinical and laboratory investigation of allergy to genetically modified foods. Environ. Health Perspect. 2003, 111, 1114–1121. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  63. De Martinis, M.; Sirufo, M.M.; Viscido, A.; Ginaldi, L. Food Allergies and Ageing. Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 5580. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  64. De Martinis, M.; Sirufo, M.M.; Viscido, A.; Ginaldi, L. Food Allergy Insights: A Changing Landscape. Arch. Immunol. Ther. Exp. 2020, 68, 8. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  65. De Martinis, M.; Sirufo, M.M.; Ginaldi, L. Allergy and Aging: An Old/New Emerging Health Issue. Aging Dis. 2017, 8, 162–175. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  66. Sicherer, S.H.; Sampson, H.A. Food allergy: Epidemiology, pathogenesis, diagnosis, and treatment. J. Allergy Clin. Immunol. 2014, 133, 291–307. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  67. De Martinis, M.; Sirufo, M.M.; Suppa, M.; Ginaldi, L. New Perspectives in Food Allergy. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 1474. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  68. Sirufo, M.M.; De Pietro, F.; Bassino, E.M.; Ginaldi, L.; De Martinis, M. Osteoporosis in Skin Diseases. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 4749. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  69. Muir, A.B.; Benitez, A.J.; Dods, K.; Spergel, J.M.; Fillon, S.A. Microbiome and its impact on gastrointestinal atopy. Allergy 2016, 71, 1256–1263. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  70. Aitoro, R.; Paparo, L.; Amoroso, A.; Di Costanzo, M.; Cosenza, L.; Granata, V.; Di Scala, C.; Nocerino, R.; Trinchese, G.; Montella, M.; et al. Gut microbiota as a target for preventive and therapeutic intervention against food allergy. Nutrients 2017, 9, 672. [Google Scholar] [CrossRef]
  71. West, C.E.; Renz, H.; Jenmalm, M.C.; Kozyrskyj, A.L.; Allen, K.; Vuillermin, P.; Prescott, S.L.; MacKay, C.; Salminen, S.; Wong, G.; et al. The gut microbiota and inflammatory noncommunicable diseases: Associations and potentials for gut microbiota therapies. J. Allergy Clin. Immunol. 2015, 135, 3–13. [Google Scholar] [CrossRef]
  72. Kalliomäki, M.; Kirjavainen, P.; Eerola, E.; Kero, P.; Salminen, S.; Isolauri, E. Distinct patterns of neonatal gut microflora in infants in whom atopy was and was not developing. J. Allergy Clin. Immunol. 2001, 107, 129–134. [Google Scholar] [CrossRef]
  73. Bunyavanich, S.; Shen, N.; Grishin, A.; Wood, R.; Burks, W.; Dawson, P.; Jones, S.M.; Leung, D.Y.M.; Sampson, H.; Sicherer, S.; et al. Early-life gut microbiome composition and milk allergy resolution. J. Allergy Clin. Immunol. 2016, 138, 1122–1130. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  74. Rachid, R.A.; Gerber, G.; Li, N.; Umetsu, D.T.; Bry, L.; Chatila, T.A. Food allergy in infancy is associated with dysbiosis of the intestinal microbiota. J. Allergy Clin. Immunol. 2016, 137, 235. [Google Scholar] [CrossRef]
  75. Savage, J.H.; Lee-Sarwar, K.A.; Sordillo, J.; Bunyavanich, S.; Zhou, Y.; O’Connor, G.; Sandel, M.; Bacharier, L.B.; Zeiger, R.; Sodergren, E.; et al. A prospective microbiome-wide association study of food sensitization and food allergy in early childhood. Allergy 2018, 73, 145–152. [Google Scholar] [CrossRef]
  76. Azad, M.B.; Konya, T.; Guttman, D.S.; Field, C.J.; Sears, M.R.; HayGlass, K.T.; Mandhane, P.J.; Turvey, S.E.; Subbarao, P.; Becker, A.B.; et al. Infant gut microbiota and food sensitization: Associations in the frst year of life. Clin. Exp. Allergy 2015, 45, 632–643. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  77. Hua, X.; Goedert, J.J.; Pu, A.; Yu, G.; Shi, J. Allergy associations with the adult fecal microbiota: Analysis of the American Gut Project. EBioMedicine 2016, 3, 172–179. [Google Scholar] [CrossRef]
  78. Inoue, R.; Sawai, T.; Sawai, C.; Nakatani, M.; Romero-Perez, G.A.; Ozeki, M.; Nonomura, K.; Tsukahara, T. A preliminary study of gut dysbiosis in children with food allergy. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2017, 81, 2396–2399. [Google Scholar] [CrossRef]
  79. Ling, Z.; Li, Z.; Liu, X.; Cheng, Y.; Luo, Y.; Tong, X.; Yuan, L.; Wang, Y.; Sun, J.; Li, L.; et al. Altered fecal microbiota composition associated with food allergy in infants. Appl. Environ. Microbiol. 2014, 80, 2546–2554. [Google Scholar] [CrossRef]
  80. Chen, C.-C.; Chen, K.-J.; Kong, M.-S.; Chang, H.-J.; Huang, J.-L. Alterations in the gut microbiotas of children with food sensitization in early life. Pediatr. Allergy Immunol. 2016, 27, 254–262. [Google Scholar] [CrossRef]
  81. Fazlollahi, M.; Chun, Y.; Grishin, A.; Wood, R.A.; Burks, A.W.; Dawson, P.; Jones, S.M.; Leung, D.Y.M.; Sampson, H.A.; Sicherer, S.H.; et al. Early-life gut microbiome and egg allergy. Allergy 2018, 73, 1515–1524. [Google Scholar] [CrossRef]
  82. Diaz, M.; Guadamuro, L.; Espinosa-Martos, I.; Mancabelli, L.; Jimenez, S.; Molinos-Norniella, C.; Perez-Solis, D.; Milani, C.; Rodriguez, J.M.; Ventura, M.; et al. Microbiota and derived parameters in fecal samples of infants with non-IgE cow’s milk protein allergy under a restricted diet. Nutrients 2018, 10, 1481. [Google Scholar] [CrossRef]
  83. Berni Canani, R.; De Filippis, F.; Nocerino, R.; Paparo, L.; Di Scala, C.; Cosenza, L.; Della Gatta, G.; Calignano, A.; De Caro, C.; Laiola, M.; et al. Gut microbiota composition and butyrate production in children afected by non-IgE-mediated cow’s milk allergy. Sci. Rep. 2018, 8, 12500. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  84. Kourosh, A.; Luna, R.A.; Balderas, M.; Nance, C.; Anagnostou, A.; Devaraj, S.; Davis, C.M. Fecal microbiome signatures are diferent in food-allergic children compared to siblings and healthy children. Pediatr. Allergy Immunol. 2018, 29, 545–554. [Google Scholar] [CrossRef]
  85. Lanis, J.M.; Alexeev, E.E.; Curtis, V.F.; Kitzenberg, D.A.; Kao, D.J.; Battista, K.D.; Gerich, M.E.; Glover, L.E.; Kominsky, D.J.; Colgan, S.P. Tryptophan metabolite activation of the aryl hydrocarbon receptor regulates IL-10 receptor expression on intestinal epithelia. Mucosal. Immunol. 2017, 10, 1133–1144. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  86. Tan, J.; McKenzie, C.; Vuillermin, P.J.; Goverse, G.; Vinuesa, C.G.; Mebius, R.E.; Macia, L.; Mackay, C.R. Dietary fiber and bacterial SCFA enhance oral tolerance and protect against food allergy through diverse cellular pathways. Cell Rep. 2016, 15, 2809–2824. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  87. Jiménez-Saiz, R.; Anipindi, V.C.; Galipeau, H.; Ellenbogen, Y.; Chaudhary, R.; Koenig, J.F.; Gordon, M.E.; Walker, T.D.; Mandur, T.S.; Abed, S.; et al. Microbial Regulation of Enteric Eosinophils and Its Impact on Tissue Remodeling and Th2 Immunity. Front Immunol. 2020, 11, 155. [Google Scholar] [CrossRef]
  88. Berni Canani, R.; Sangwan, N.; Stefka, A.T.; Nocerino, R.; Paparo, L.; Aitoro, R.; Calignano, A.; Khan, A.A.; Gilbert, J.A.; Nagler, C.R. Lactobacillus rhamnosus GG-supplemented formula expands butyrate-producing bacterial strains in food allergic infants. ISME J. 2016, 10, 742–750. [Google Scholar] [CrossRef]
  89. Tang, M.L.; Ponsonby, A.L.; Orsini, F.; Tey, D.; Robinson, M.; Su, E.L.; Licciardi, P.; Burks, W.; Donath, S. Administration of a probiotic with peanut oral immunotherapy: A randomized trial. J. Allergy Clin. Immunol. 2015, 135, 737–744. [Google Scholar] [CrossRef]
  90. Cuello-Garcia, C.A.; Brozek, J.L.; Fiocchi, A.; Pawankar, R.; Yepes-Nuñez, J.J.; Terracciano, L.; Gandhi, S.; Agarwal, A.; Zhang, Y.; Schünemann, H.J. Probiotics for the prevention of allergy: A systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. J. Allergy Clin. Immunol. 2015, 136, 952–961. [Google Scholar] [CrossRef]
  91. André, F.; Veysseyre-Balter, C.; Rousset, H.; Descos, L.; André, C. Exogenous oestrogen as an alternative to food allergy in the aetiology of angioneurotic oedema. Toxicology 2003, 185, 155–160. [Google Scholar] [CrossRef]
  92. Kara, M.; Beser, O.F.; Konukoglu, D.; Cokugras, H.; Erkan, T.; Kutlu, T.; Cokugras, F.C. The utility of TNF-α, IL-6 and IL-10 in the diagnosis and/or follow-up food allergy. Allergol. Immunopathol. 2020, 48, 48–55. [Google Scholar] [CrossRef]
  93. Nedelkopoulou, N.; Taparkou, A.; Agakidis, C.; Mavroudi, A.; Xinias, I.; Farmaki, E. IL-10 receptor expression on lymphocytes and monocytes in children with food allergy. Pediatr. Allergy Immunol. 2021, 32, 1108–1111. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  94. De Martinis, M.; Ginaldi, L.; Sirufo, M.M.; Pioggia, G.; Calapai, G.; Gangemi, S.; Mannucci, C. Alarmins in Osteoporosis, RAGE, IL-1, and IL-33 Pathways: A Literature Review. Medicina 2020, 56, 138. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  95. Sirufo, M.M.; Suppa, M.; Ginaldi, L.; De Martinis, M. Does Allergy Break Bones? Osteoporosis and Its Connection to Allergy. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 712. [Google Scholar] [CrossRef]
  96. De Martinis, M.; Sirufo, M.M.; Suppa, M.; Ginaldi, L. IL-33/IL-31 Axis in Osteoporosis. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 1239. [Google Scholar] [CrossRef]
  97. Ginaldi, L.; De Martinis, M.; Saitta, S.; Sirufo, M.M.; Mannucci, C.; Casciaro, M.; Ciccarelli, F.; Gangemi, S. Interleukin-33 serum levels in postmenopausal women with osteoporosis. Sci. Rep. 2019, 9, 3786. [Google Scholar] [CrossRef]
  98. Narita, S.; Goldblum, R.M.; Watson, C.S.; Brooks, E.G.; Estes, D.M.; Curran, E.M.; Midoro-Horiuti, T. Environmental estrogens induce mast cell degranulation and enhance IgE-mediated release of allergic mediators. Environ. Health Perspect. 2007, 115, 48–52. [Google Scholar] [CrossRef]
  99. Baker, J.M.; Al-Nakkash, L.; Herbst-Kralovetz, M.M. Estrogen–gut microbiome axis: Physiological and clinical implications. Maturitas 2017, 103, 45–53. [Google Scholar] [CrossRef]
  100. De Martinis, M.; Sirufo, M.M.; Nocelli, C.; Fontanella, L.; Ginaldi, L. Hyperhomocysteinemia is Associated with Inflammation, Bone Resorption, Vitamin B12 and Folate Deficiency and MTHFR C677T Polymorphism in Postmenopausal Women with Decreased Bone Mineral Density. Int. J. Environ. Res. Public Health 2020, 17, 4260. [Google Scholar] [CrossRef]
  101. Hussain, M.; Bonilla-Rosso, G.; Kwong Chung, C.K.C.; Bäriswyl, L.; Rodriguez, M.P.; Kim, B.S.; Engel, P.; Noti, M. High dietary fat intake induces a microbiota signature that promotes food allergy. J. Allergy Clin. Immunol. 2019, 144, 157–170.e8. [Google Scholar] [CrossRef]
  102. Suzuki, S.; Kubota, N.; Kakiyama, S.; Miyazaki, K.; Sato, K.; Harima-Mizusawa, N. Effect of Lactobacillus plantarum YIT 0132 on Japanese cedar pollinosis and regulatory T cells in adults. Allergy 2020, 75, 453–456. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  103. Lowe, K.E.; Mansfield, K.E.; Delmestri, A.; Smeeth, L.; Roberts, A.; Abuabara, K.; Prieto-Alhambra, D.; Langan, S.M. Atopic eczema and fracture risk in adults: A population-based cohort study. J. Allergy Clin. Immunol. 2019, 145, 563–571. [Google Scholar] [CrossRef]
  104. Garg, N.; Silverberg, J.I. Association between eczema and increased fracture and bone or joint injury in adults a us population-based study. JAMA Dermatol. 2015, 151, 33–41. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  105. Chen, Y.W.; Ramsook, A.H.; Coxson, H.O.; Bon, J.; Reid, W.D. Prevalence and Risk Factors for Osteoporosis in Individuals with COPD: A Systematic Review and Meta-analysis. Chest 2019, 156, 1092–1110. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  106. Ciccarelli, F.; De Martinis, M.; Ginaldi, L. Glucocorticoids in Patients with Rheumatic Diseases: Friends or Enemies of Bone? Curr. Med. Chem. 2015, 22, 596–603. [Google Scholar] [CrossRef]
  107. Al Anouti, F.; Taha, Z.; Shamim, S.; Khalaf, K.; Al Kaabi, L.; Alsafar, H. An insight into the paradigms of osteoporosis: From genetics to biomechanics. Bone Rep. 2019, 11, 100216. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  108. Pucci, S.; Incorvaia, C. Allergy as an organ and a systemic disease. Clin. Exp. Immunol. 2008, 153, 1–2. [Google Scholar] [CrossRef]
  109. Barrick, B.J.; Jalan, S.; Tollefson, M.M.; Milbrandt, T.A.; Larson, A.N.; Rank, M.A.; Lohse, C.M.; Davis, D.M.R. Associations of self-reported allergic diseases and musculoskeletal problems in children: A US population-based study. Ann. Allergy Asthma Immunol. 2017, 119, 170–176. [Google Scholar] [CrossRef]
  110. Puth, M.T.; Klaschik, M.; Schmid, M.; Weckbecker, K.; Münster, E. Prevalence and comorbidity of osteoporosis- a cross-sectional analysis on 10,660 adults aged 50 years and older in Germany. BMC Musculoskelet. Disord. 2018, 19, 144. [Google Scholar] [CrossRef]
  111. Adami, G.; Gatti, D.; Rossini, M.; Giollo, A.; Bertoldo, E.; Viapiana, O.; Olivi, P.; Fassio, A. Factors associated with referral for osteoporosis care in men: A real-life study of a nationwide dataset. Arch. Osteoporos. 2021, 16, 56. [Google Scholar] [CrossRef]
  112. De Martinis, M.; Ginaldi, L.; Sirufo, M.M.; Bassino, E.M.; De Pietro, F.; Pioggia, G.; Gangemi, S. IL-33/Vitamin D Crosstalk in Psoriasis-Associated Osteoporosis. Front. Immunol. 2021, 11, 604055. [Google Scholar] [CrossRef]
  113. Sardecka-Milewska, I.; Łoś-Rycharska, E.; Gawryjołek, J.; Toporowska-Kowalska, E.; Krogulska, A. Role of FOXP3 Expression and Serum Vitamin D and C Concentrations When Predicting Acquisition of Tolerance in Infants With Cow’s Milk Allergy. J. Investig. Allergol. Clin. Immunol. 2020, 30, 182–190. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  114. Koplin, J.J.; Suaini, N.H.; Vuillermin, P.; Ellis, J.A.; Panjari, M.; Ponsonby, A.L.; Peters, R.L.; Matheson, M.C.; Martino, D.; Dang, T.; et al. Polymorphisms affecting vitamin D-binding protein modify the relationship between serum vitamin D (25[OH]D3) and food allergy. J. Allergy Clin. Immunol. 2016, 137, 500–506.e4. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  115. Vuillermin, P.J.; Ponsonby, A.L.; Kemp, A.S.; Allen, K.J. Potential links between the emerging risk factors for food allergy and vitamin D status. Clin. Exp. Allergy 2013, 43, 599–607. [Google Scholar] [CrossRef]
  116. Sirufo, M.M.; Ginaldi, L.; De Martinis, M. Gut microbiota-microRNA interactions in osteoarthritis. Gene 2021, 803, 145887. [Google Scholar] [CrossRef]
  117. Sirufo, M.M.; Ginaldi, L.; De Martinis, M. Microbiota-miRNA interactions: Opportunities in ankylosing spondylitis. Autoimmun. Rev. 2021, 20, 102905. [Google Scholar] [CrossRef]
  118. Sirufo, M.; Ginaldi, L.; De Martinis, M. Noncoding RNAs, Osteoarthritis, and the Microbiome: New Therapeutic Targets? Arthritis Rheumatol. 2021, 73, 2146, Comment on the Article by Wei et al. [Google Scholar] [CrossRef]
  119. Lu, T.X.; Rothenberg, M.E. MicroRNA. J. Allergy Clin. Immunol. 2018, 141, 1202–1207. [Google Scholar] [CrossRef]
  120. Sirufo, M.M.; Ginaldi, L.; De Martinis, M. MicroRNAs, bone and microbiota. Bone 2021, 144, 115824. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  121. De Martinis, M.; Ginaldi, L.; Allegra, A.; Sirufo, M.M.; Pioggia, G.; Tonacci, A.; Gangemi, S. The Osteoporosis/Microbiota Linkage: The Role of miRNA. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 8887. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  122. Davoodvandi, A.; Marzban, H.; Goleij, P.; Sahebkar, A.; Morshedi, K.; Rezaei, S.; Mahjoubin-Tehran, M.; Tarrahimofrad, H.; Hamblin, M.R.; Mirzaei, H. Effects of therapeutic probiotics on modulation of microRNAs. Cell Commun. Signal. 2021, 19, 4. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

Будьте здоровы!

 

ССЫЛКИ К РАЗДЕЛУ О ПРЕПАРАТАХ ПРОБИОТИКАХ

  1. ПРОБИОТИКИ
  2. ПРОБИОТИКИ И ПРЕБИОТИКИ
  3. СИНБИОТИКИ
  4. ДОМАШНИЕ ЗАКВАСКИ
  5. КОНЦЕНТРАТ БИФИДОБАКТЕРИЙ ЖИДКИЙ
  6. ПРОПИОНИКС
  7. ЙОДПРОПИОНИКС
  8. СЕЛЕНПРОПИОНИКС
  9. БИФИКАРДИО
  10. ПРОБИОТИКИ С ПНЖК
  11. МИКРОЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ
  12. БИФИДОБАКТЕРИИ
  13. ПРОПИОНОВОКИСЛЫЕ БАКТЕРИИ
  14. МИКРОБИОМ ЧЕЛОВЕКА
  15. МИКРОФЛОРА ЖКТ
  16. ДИСБИОЗ КИШЕЧНИКА
  17. МИКРОБИОМ и ВЗК
  18. МИКРОБИОМ И РАК
  19. МИКРОБИОМ, СЕРДЦЕ И СОСУДЫ
  20. МИКРОБИОМ И ПЕЧЕНЬ
  21. МИКРОБИОМ И ПОЧКИ
  22. МИКРОБИОМ И ЛЕГКИЕ
  23. МИКРОБИОМ И ПОДЖЕЛУДОЧНАЯ ЖЕЛЕЗА
  24. МИКРОБИОМ И ЩИТОВИДНАЯ ЖЕЛЕЗА
  25. МИКРОБИОМ И КОЖНЫЕ БОЛЕЗНИ
  26. МИКРОБИОМ И КОСТИ
  27. МИКРОБИОМ И ОЖИРЕНИЕ
  28. МИКРОБИОМ И САХАРНЫЙ ДИАБЕТ
  29. МИКРОБИОМ И ФУНКЦИИ МОЗГА
  30. АНТИОКСИДАНТНЫЕ СВОЙСТВА
  31. АНТИОКСИДАНТНЫЕ ФЕРМЕНТЫ
  32. АНТИМУТАГЕННАЯ АКТИВНОСТЬ
  33. МИКРОБИОМ и ИММУНИТЕТ
  34. МИКРОБИОМ И АУТОИММУННЫЕ БОЛЕЗНИ
  35. ПРОБИОТИКИ и ГРУДНЫЕ ДЕТИ
  36. ПРОБИОТИКИ, БЕРЕМЕННОСТЬ, РОДЫ
  37. ВИТАМИННЫЙ СИНТЕЗ
  38. АМИНОКИСЛОТНЫЙ СИНТЕЗ
  39. АНТИМИКРОБНЫЕ СВОЙСТВА
  40. КОРОТКОЦЕПОЧЕЧНЫЕ ЖИРНЫЕ КИСЛОТЫ
  41. СИНТЕЗ БАКТЕРИОЦИНОВ
  42. АЛИМЕНТАРНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ
  43. МИКРОБИОМ И ПРЕЦИЗИОННОЕ ПИТАНИЕ
  44. ФУНКЦИОНАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
  45. ПРОБИОТИКИ ДЛЯ СПОРТСМЕНОВ
  46. ПРОИЗВОДСТВО ПРОБИОТИКОВ
  47. ЗАКВАСКИ ДЛЯ ПИЩЕВОЙ ПРОМЫШЛЕННОСТИ
  48. НОВОСТИ

Комментарии


Комментариев пока нет

Пожалуйста, авторизуйтесь, чтобы оставить комментарий.
Я согласен(на) на обработку моих персональных данных. Подробнее
Пожалуйста, авторизуйтесь, чтобы оставить комментарий.

Авторизация
Введите Ваш логин или e-mail:

Пароль :
запомнить

Этот сайт использует файлы cookie и метаданные. Продолжая просматривать его, вы соглашаетесь на использование нами файлов cookie и метаданных в соответствии с Политикой конфиденциальности.
Продолжить