Главная \ Новости и обзор литературы

Влияние диеты на микробиом кишечника и последствия для здоровья человека

« Назад

30.04.2021 15:57

Влияние диеты на микробиом кишечника и последствия для здоровья человека

Влияние диеты на микробиом кишечника и последствия для здоровья человека

Rasnik K. Singh, et al.
Influence of diet on the gut microbiome and implications for human health
J Transl Med. 2017; 15: 73.

Недавние исследования показали, что микробиом кишечника играет важную роль в модуляции риска нескольких хронических заболеваний, включая воспалительные заболевания кишечника, ожирение, диабет 2 типа, сердечно-сосудистые заболевания и рак. В то же время теперь понятно, что диета играет важную роль в формировании микробиома, и эксперименты показывают, что диетические изменения могут вызвать значительные временные микробные изменения в течение 24 часов. Учитывая эту связь, изменение микробного состава с помощью диеты может иметь значительную терапевтическую пользу. В этом обзоре систематически оцениваются текущие данные о влиянии нескольких общих диетических компонентов на кишечную микробиоту. Мы показываем, что потребление определенных видов пищи вызывает предсказуемые сдвиги в существующих родах бактерий-хозяев. Кроме того, идентичность этих бактерий влияет на иммунные и метаболические параметры хозяина, что имеет большое значение для здоровья человека. Знакомство с этими ассоциациями будет очень полезно как для врача, так и для пациента.

Микробиом кишечника

Микробиом кишечника человека включает 1014 резидентных микроорганизмов, включая бактерии, вирусы, грибы и простейшие, которые являются комменсальными кишечному тракту человека [1]. Среди них бактерии представляют собой наиболее хорошо изученную группу, и им будет уделено основное внимание в этом обзоре. В целом преобладающими бактериальными группами в микробиоме являются грамположительные Firmicutes и грамотрицательные Bacteroidetes [2, 3]. Недавно было показано, что микробиоту можно эффективно разделить на разные энтеротипы, каждый из которых обогащен определенными родами бактерий, но все они, по-видимому, обладают высокой функциональной однородностью [4]. Это единообразие существует независимо от нескольких свойств хозяина, таких как возраст, пол, индекс массы тела и национальность [5].

Большинство микроорганизмов обитают в более дистальных частях пищеварительного тракта, где их биомасса превышает 1011 клеток на грамм содержания [6]. Микробы в дистальном отделе кишечника способствуют здоровью хозяина за счет биосинтеза витаминов и незаменимых аминокислот, а также образования важных побочных продуктов метаболизма из пищевых компонентов, оставшихся непереваренными в тонком кишечнике [7]. Побочные продукты короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs), такие как бутират, пропионат и ацетат, действуют как основной источник энергии для эпителиальных клеток кишечника и, следовательно, могут укреплять слизистый барьер [8]. Кроме того, исследования, проведенные на мышах без микробов, показывают, что микробиота непосредственно способствует местному кишечному иммунитету через их воздействие на экспрессию toll-подобных рецепторов (TLRs) [9], антигенпрезентирующие клетки, дифференцированные Т-клетки и лимфоидные фолликулы [10, 11], а также путем воздействия на системный иммунитет через увеличение селезеночных CD4+ Т-клеток и системную экспрессию антител [12].

Эти зарегистрированные преимущества и многое другое привели к растущему интересу к способности изменять микробиоту кишечника. Резкое изменение рациона — например, на строго животный или растительный - изменяет микробный состав всего за 24 часа после начала, с возвратом к исходному уровню в течение 48 часов после прекращения диеты [13]. Кроме того, микробиом кишечника животных, которых кормили диетой с высоким содержанием жиров или сахара, более склонен к нарушению циркадного ритма [14]. Исследования также показывают, что чрезмерный системный стресс и воспаление - например, вызванное тяжелым ожоговым повреждением - также могут вызывать характерные острые изменения микробиоты кишечника в течение всего одного дня после травмы [15].

Микробиом при болезни

Исследования, изучающие состав и роль кишечного микробиома в различных болезненных состояниях, выявили ассоциации с воспалительными заболеваниями кишечника (ВЗК), воспалительными кожными заболеваниями, такими как псориаз и атопический дерматит, аутоиммунный артрит, диабет 2 типа, ожирение и атеросклероз. Например, пациенты с ВЗК, как правило, имеют меньшее бактериальное разнообразие, а также меньшее количество Bacteroides и Firmicutes, что вместе может способствовать снижению концентрации бутирата микробного происхождения. Считается, что бутират и другие SCFAs оказывают прямое противовоспалительное действие на кишечник [16]. Кроме того, каждый из различных показателей активности болезни Крона характеризовался специфическими бактериями, прикрепленными к слизистой оболочке кишечника, на которые, в свою очередь, значительно влияет анти-TNF терапия [17]. Относительное количество различных бактерий может опосредовать воспаление кишечника и активность болезни Крона посредством воздействия на локальные популяции регуляторных Т-клеток [17, 18]. Более того, анализ репрезентативности показал, что ферменты, обогащенные микробиомами при ВЗК, чаще участвуют в мембранном транспорте, что может служить подтверждением «гипотезы дырявого кишечника», способствующей болезненному состоянию [19, 20]. Интересно, что дифференцировка аутоиммунного Th17 от наивных Т-клеток, по-видимому, зависит от сегментированных нитчатых бактерий. Исследования показали, что клетки Th17 отсутствуют в собственной пластинке тонкого кишечника безмикробных животных, которая является основным местом их дифференцировки. Более того, введение сегментированных нитчатых бактерий достаточно для запуска аутоиммунного артрита у этих животных за счет стимулирования развития клеток Th17 в собственной пластинке и селезенке [20, 21]. Микробиота кишечника пациентов с сахарным диабетом 2 типа функционально охарактеризована маркерами, связанными с диабетом, показывающими повышенный мембранный транспорт сахаров и аминокислот с разветвленной цепью, метаболизм ксенобиотиков и восстановление сульфатов наряду со снижением бактериального хемотаксиса, синтеза бутирата и метаболизма кофакторов и витаминов [22]. Ожирение характеризуется измененным соотношением кишечных бактерий Bacteroides / Firmicutes с большей относительной численностью Firmicutes. Кроме того, исследования, включающие трансплантацию микробиоты от тучных мышей к худым, показали, что фенотип ожирения передается и может поддерживаться микробиотой, которая обладает повышенной способностью собирать энергию из рациона хозяина [23]. Риск атеросклероза также был связан с микробиотой кишечника, в частности, из-за усиленного метаболизма холина и фосфатидилхолина, который продуцирует проатерогенное соединение, триметиламин-N-оксид (ТМАО) [24]. Недавнее исследование также показало, что кишечные бактерии могут продуцировать значительное количество амилоида и липополисахаридов, которые играют ключевую роль в патогенезе болезни Альцгеймера [25]. Эти наблюдения иллюстрируют важную роль микроорганизмов в здоровье человека и предполагают, что манипулирование ими может влиять на активность болезни. Хотя микробиом здорового человека относительно стабилен, на микробную динамику кишечника, безусловно, может влиять образ жизни хозяина и его диета [26].

В этом обзоре мы всесторонне исследуем способность рациона хозяина модулировать кишечные бактерии, надеясь, что эти знания помогут нам понять, как диетический выбор влияет на здоровье человека через изменение экосистемы желудочно-кишечного тракта (рис. 1, таблица 1).

Влияние диеты на микробиом кишечника и здоровье человека

Рис. 1. Влияние диеты на микробиом кишечника и здоровье человека

ССЗ – сердечно-сосудистые заболевания; CД2 - сахарный диабет 2 типа

Табл.1. Обзор отдельных родов и видов кишечных бактерий, обычно подверженных воздействию диеты

Бактерия

Основные характеристики

Сопутствующие физиологические изменения

Ассоциированные болезненные состояния

Ref.

Bifidobacterium spp.
Грамположительный облигатный анаэроб разветвленный; немотильный
Выработка SCFA; улучшение слизистого барьера кишечника; снижение уровня LPS в кишечнике
Снижение обилия при ожирении
[166, 
167]
Lactobacillus spp.
Грамположительный факультативный анаэроб палочковидной формы
Продукция SCFA; противовоспалительная и противораковая активность
Ослабление ВЗК
[168, 
169]
Bacteroides spp.
Грамотрицательные облигатные анаэробы палочковидной формы; переменная подвижность
Активация CD4 + Т-клеток
Повышенное обилие при ВЗК
[170–
173]
Alistipes spp.
Грамотрицательный облигатный анаэроб палочковидной формы; желчеустойчивый и пигмент-продуцирующийа
Сообщается в тканях от острого аппендицита, периректальных абсцессов и абсцессов головного мозга.
[174]
Bilophila spp.
Грамотрицательный облигатный анаэроб уреаза-позитивный, желчеустойчивый, каталаза-позитивный
Стимулирование провоспалительного иммунитета TH1
B. wadsworthia наблюдается при колите, перфорированном и гангренозном аппендиците, абсцессах печени и мягких тканей, холецистите, FG, эмпиеме, остеомиелите и HS
[175, 
176]
Clostridium spp.
Грамположительные облигатные анаэробы палочковидной формы; спорообразующие
Стимулирование генерации ТН17 клеток
Некоторые из них являются патогенными, вызывая столбняк, ботулизм, газовую гангрену или псевдомембранозный колит
[177, 
178]
Roseburia spp.
Грамположительный облигатный анаэроб изогнутый стержневидный; подвижный
Производство SCFA
Снижение обилия при ВЗК
[179]
Eubacterium spp.
Грамположительные облигатные анаэробы палочковидной формы
Производство SCFA; образует полезные фенольные кислоты
Снижение обилия при ВЗК
[180, 
181]
Enterococcus spp.
Грамположительные факультативные анаэробные кокки
Некоторые spp. являются патогенными, вызывающими ИМП, эндокардит или бактериемию
[182]
Faecalibacterium prausnitzii
Грамположительный облигатный анаэроб палочковидной формы; немотильный
Продукция SCFA; противовоспалительные эффекты
Снижение обилия при ВЗК и ожирении
[183, 
184]
Akkermansia muciniphila
Грамотрицательный облигатный анаэроб овальной формы; немотильный
Противовоспалительное действие
Снижение изобилия при ВЗК, ожирении и псориатическом артрите
[53, 
133, 
185]
Escherichia coli
Грамотрицательный факультативный анаэроб палочковидной формы
TLR-активация
Повышенная распространенность ВЗК при гастроэнтерите, ИМП и менингите
[186–
188]
Helicobacter pylori
Грамотрицательный микроаэрофильный спиралевидный; подвижный
Гастрит; язва; злокачественные новообразования MALT
[189, 
190]
Streptococcus spp.
Грамположительные факультативные анаэробные кокки
Некоторые spp. являются патогенными, вызывающими менингит, пневмонию и эндокардит
[191]

spp. - виды, SCFA – короткоцепочечные жирные кислоты, LPS - липополисахарид, ВЗК – воспалительные заболевания кишечника, ТН - T-хэлпер, FG - гангрена Фурнье, HS гнойный гидраденит, ИМП - инфекция мочевыводящих путей, TLR - toll-подобный рецептор, MALT - лимфоидная ткань, ассоциированная со слизистой оболочкой.

aA. putredinis не производит пигментов и чувствителен к желчи

Методы

В сентябре 2015 года мы провели систематический обзор литературы, выполнив поиск в электронной базе данных MEDLINE через PubMed. Поисковые запросы включали комбинации терминов «микробиота», «слизистая оболочка кишечника / микробиология», «желудочно-кишечный тракт / микробиология», «желудочно-кишечные заболевания / микробиология», «диета», «еда», «полисахариды», «углеводы», « белки »,« мясо »,« жир», «лактоза», «олигофруктоза», «пребиотики», «пробиотики», «полифенолы», «крахмал», «соя», «сахароза», «фруктоза», «диета, вегетарианский», «диетический, западный», «злаки», «пищевые волокна» и «пищевые добавки». Статьи рецензировались независимо двумя исследователями, R.K.S. и K.M.L, и это было решено W.L. Мы ограничили наш поиск статьями, доступными на английском языке, исследованиями на людях и статьями, опубликованными между 1970 и 2015 годами. Мы исключили исследования, в которых прямо не рассматривалось влияние диетического вмешательства на микробный состав. Ручной поиск по спискам литературы к статьям также был выполнен для выявления дополнительных исследований. В результате для включения в этот обзор было отобрано 188 статей. Исследования, описывающие взаимосвязь между конкретными диетическими компонентами и составом кишечной микробиоты, варьировались от числа участников n = 3 до n = 344, при этом большинство исследований было сгруппировано вокруг числа субъектов n = 20-70. Проекты исследований были в основном рандомизированными контролируемыми исследованиями, перекрестными исследованиями, исследованиями случай-контроль и исследованиями in vitro. В дополнение к исследованиям на людях было также включено несколько исследований на животных, чтобы продемонстрировать влияние питания на микробиом в контролируемых экспериментальных условиях.

Диета и микробиота 

Белок 

Воздействие пищевого белка на микробиоту кишечника было впервые описано в 1977 году. Исследование на основе культуры продемонстрировало более низкое количество Bifidobacterium adolescentis и повышенное количество Bacteroides и Clostridia у субъектов, потребляющих диету с высоким содержанием говядины, по сравнению с субъектами, потребляющими диету без мяса [27]. С развитием секвенирования 16S рРНК, несколько исследований смогли всесторонне изучить влияние пищевого белка на микробный состав кишечника (исследования перечислены в таблице 2). В ходе этих исследований участникам давали различные формы белка, такие как тяжелый белок животного происхождения из мяса, яиц и сыров; сывороточный протеин; или чисто вегетарианские источники, такие как гороховый белок. В большинстве исследований отмечается, что потребление белка положительно коррелирует с общим микробным разнообразием [13, 28–30]. Например, потребление экстракта сывороточного протеина и горохового протеина, как сообщалось, увеличивает комменсальные кишечные Bifidobacterium и Lactobacillus, тогда как сыворотка дополнительно снижает патогенные Bacteroides fragilis и Clostridium perfringens [31–33]. Белок гороха также увеличивает уровни SCFAs в кишечнике, которые считаются противовоспалительными и важными для поддержания слизистого барьера [34]. Напротив, было отмечено увеличение количества устойчивых к желчи анаэробов, таких как Bacteroides, Alistipes и Bilophila, с потреблением белка животного происхождения (рис. 2) [13, 29, 30]. Это наблюдение может быть дополнительно подтверждено независимым исследованием, в котором исследователи сравнили микробиоту итальянских детей с микробиотой детей из сельской африканской деревни. Итальянские дети, которые ели больше животного белка, были обогащены бактериями Bacteroides и Alistipes в своей микробиоте [35]. Примечательно, что одно исследование, сравнивающее калорийно эквивалентный рацион с высоким содержанием животного белка и рационом с высоким содержанием углеводов / клетчатки на растительной основе, показало, что вес субъектов на растительной диете оставался стабильным, но на основе животного белка значительно снизился к 3 дню диеты (q < 0,05). Хотя потребление с высоким содержанием белка/низким содержанием углеводов может способствовать большей относительной потере веса, такая диета может нанести ущерб здоровью. Одно исследование показало, что у субъектов, придерживающихся диеты с высоким содержанием белка / низким содержанием углеводов, снижается уровень Roseburia и Eubacterium rectale в микробиоте кишечника и снижается доля бутирата в кале [36]. В своем исследовании De Filippo et al. [35] аналогичным образом отметили меньшее количество SCFAs в кале у итальянцев, которые придерживались богатой белком диеты. В качестве интересного клинического коррелята несколько исследований продемонстрировали, что пациенты с ВЗК обладают меньшим количеством фекальных Roseburia и других бактерий, продуцирующих бутират, чем здоровые люди. С другой стороны, у здоровых людей в кишечнике в 10 раз больше E. rectale [37–39]. Эти бактериальные изменения в кишечнике могут быть ответственны за обнаружение в крупном проспективном исследовании (n = 67 581), что высокое потребление общего белка, особенно животного белка, связано со значительно повышенным риском ВЗК [40]. Кроме того, несколько микробных родов, стимулируемых потреблением красного мяса, также были связаны с повышенным уровнем триметиламин-N-оксида (TMAO), проатерогенного соединения, которое увеличивает риск сердечно-сосудистых заболеваний [41]. 

Влияние диетического белка на кишечную микробиоту и состояние здоровья

Рис. 2. Влияние диетического белка на кишечную микробиоту и состояние здоровья. SCFA - Короткоцепочечные жирные кислоты, TMAO – триметиламин-N-оксид, Treg - регуляторные Т-клетки, ССЗ  - сердечно-сосудистые заболевания; ВЗК - оспалительное заболевание кишечника.

Таблица 2. Влияние белка на микробиоту кишечника

Микробное разнообразие
Bifido-bacteria
Lacto-bacilli
Bacteroides
Alistipes
Bilophila
Clostridia
Roseburia
Eubacterium Rectale
Ref.
ЖБ
13,
29-35,
38-40
ЭСБ
32,
33
ЭГБ
31

ЖБ – животный белок, ЭСБ – экстракт сывороточного белка, ЭГБ – экстракт горохового белка

Толщина стрелки соответствует относительному количеству исследований, подтверждающих эту взаимосвязь

Исследования на мышах показали, что высокое потребление белка увеличивает уровни инсулиноподобного фактора роста 1 (IGF-1), которые, в свою очередь, связаны с повышенным риском рака, диабета и общей смертности. В одном исследовании белки растительного происхождения связаны с более низкой смертностью, чем белки животного происхождения [42]. Соответственно, длительная практика таких диетических привычек может увеличить риск заболеваний толстой кишки и других заболеваний. Важно отметить, что диеты, основанные на животных белках, часто содержат большое количество жиров в дополнение к белку. Диетический жир также может влиять на микробный состав; поэтому потребуются дальнейшие исследования, чтобы выяснить, в каком качестве каждая отдельная макромолекула влияет на бактериальные сообщества и как они действуют согласованно. 

Жиры 

Считается, что потребление продуктов с высоким содержанием насыщенных жиров и трансжиров увеличивает риск сердечно-сосудистых заболеваний за счет повышения уровня общего холестерина и холестерина ЛПНП в крови [43, 44]. С другой стороны, полезные для здоровья жиры, такие как моно- и полиненасыщенные жиры, имеют решающее значение для снижения риска хронических заболеваний. Типичная западная диета отличается высоким содержанием насыщенных и трансжиров и низким содержанием моно- и полиненасыщенных жиров, что предрасполагает постоянных потребителей ко многим проблемам со здоровьем [45–47]. Несколько исследований на людях показали, что диета с высоким содержанием жиров увеличивает общую анаэробную микрофлору и количество Bacteroides [26, 29, 48, 49] (исследования перечислены в таблице 3). Чтобы специально исследовать влияние различных видов пищевых жиров на микробиоту кишечника человека, в работе Fava et al. испытуемые потребляли диеты с различным содержанием жира. Авторы отметили, что потребление диеты с низким содержанием жиров привело к увеличению содержания Bifidobacterium в кале с одновременным снижением уровня глюкозы натощак и общего холестерина по сравнению с исходным уровнем. С другой стороны, диета с высоким содержанием насыщенных жиров увеличивала относительную долю Faecalibacterium prausnitzii. Наконец, у испытуемых с высоким потреблением мононенасыщенных жиров не наблюдалось сдвигов в относительном обилии каких-либо родов бактерий, но наблюдалось общее снижение общей бактериальной нагрузки и общего холестерина в плазме и холестерина ЛПНП [49]. В соответствии с этими выводами, потребление лосося с высоким содержанием моно- и полиненасыщенных жиров также не изменило состав фекальной микробиоты у 123 испытуемых [50]. Исследования на крысах показали, что потребление диеты с высоким содержанием жиров приводит к значительно меньшему количеству Lactobacillus intestinalis и непропорционально большему количеству видов, продуцирующих пропионат и ацетат, включая Clostridiales, Bacteroides и Enterobacteriales. Кроме того, обилие Lactobacillus intestinalis отрицательно коррелирует с массой жира крыс и массой тела [51]. Было также показано, что микробные изменения контролируют воспаление, вызванное метаболической эндотоксемией, у мышей, потребляющих диету с высоким содержанием жиров [52]. Исследования на мышах также сравнивали дифференциальное влияние различных липидов на микрофлору кишечника. Сравнение липидов, полученных из свиного сала, и липидов, полученных из рыбьего жира, показало, что у мышей, получавших свиное сало, были увеличены бактерии Bacteroides и Bilophila, в то время как у мышей, получавших рыбий жир, были увеличены актинобактерии (Bifidobacterium и Adlercreutzia), молочнокислые бактерии (Lactobacillus и Streptococcus) и Verrucomicrobia (Akkermansia muciniphila). Кроме того, у мышей, получавших жир, наблюдалась повышенная системная TLR-активация, воспаление белой жировой ткани и нарушение чувствительности к инсулину по сравнению с мышами, потребляющими рыбий жир. Авторы продемонстрировали, что эти результаты, по крайней мере, частично связаны с различиями в микробиоте кишечника между двумя группами; Трансплантация микробиоты из одной группы в другую, которой до этого вводили антибиотик, не только обогатила кишечник реципиента трансплантата доминантными родами от видов-доноров, но также воспроизвела воспалительные и метаболические фенотипы донора. Эти результаты указывают на то, что микробиота кишечника может способствовать метаболическому воспалению посредством передачи сигналов TLR при введении диеты, богатой насыщенными липидами (рис. 3) [53].

Влияние пищевых жиров на микробиоту кишечника и метаболизм хозяина

Рис. 3. Влияние пищевых жиров на микробиоту кишечника и метаболизм хозяина. TLR - toll-подобный рецептор, WAT - белая жировая ткань, ЛПНП - липопротеин низкой плотности

Табл. 3.  Влияние жиров на микробиоту кишечника

Lactic acid bacteriaa
Bifido-bacteria
Clostridiales
Bacteroides
Bilophila
Faecalibacterium prausnitzii
Akkermansia muciniphila
Ref.
С высоким содержанием жира
30, 
49, 
51, 
52
С низким содержанием жира
49
С высоким содержанием насыщенных жиров
26, 
49
С высоким содержанием ненасыщенных жиров
45,
49, 
50

aМолочнокислые бактерии включают лактобактерии (Lactobacillus) и стрептококки (Streptococcus

Углеводы 

Легкоусвояемые углеводы (крахмал, сахар)

Углеводы, возможно, являются наиболее хорошо изученным диетическим компонентом из-за их способности изменять микробиом кишечника (исследования перечислены в таблице 4). Углеводы бывают двух видов: легкоусвояемые и неперевариваемые. Усвояемые углеводы ферментативно разлагаются в тонком кишечнике и включают крахмалы и сахара, такие как глюкоза, фруктоза, сахароза и лактоза. При деградации эти соединения высвобождают глюкозу в кровоток и стимулируют реакцию на инсулин [54]. У людей, получавших высокие уровни глюкозы, фруктозы и сахарозы в виде финиковых плодов [55], было увеличено относительное обилие бифидобактерий при снижении бактериоидов [56]. В отдельном исследовании добавление лактозы в рацион воспроизводило те же самые бактериальные сдвиги, а также уменьшало количество видов клостридий. Примечательно, что многие виды Clostridium cluster XIVa были связаны с синдромом раздраженного кишечника [57, 58]. Кроме того, было замечено, что добавление лактозы увеличивает концентрацию полезных SCFAs в кале [58]. Эти результаты являются довольно неожиданными, учитывая, что лактозу обычно считают потенциальным раздражителем желудочно-кишечного тракта (например, непереносимость лактозы). Дальнейшие исследования, подтверждающие эти наблюдения, могут помочь прояснить эффекты лактозы.

Табл. 4. Влияние натурального и искусственного сахара на микробиоту кишечника

Bifidobacteria
Bacteroides
Clostridia
Lactobacilli
References
Глюкоза
[55, 56]
Фруктоза
[55, 56]
Сахароза
[55, 56]
Лактоза
[58]
Искусственные подсластители
[59]

Искусственные подсластители сахарин, сукралоза и аспартам представляют собой еще одно диетическое противоречие. Изначально искусственные подсластители продавались как безопасный для здоровья, не калорийный продукт, который можно было использовать вместо натурального сахара. Недавние данные Suez et al. показали, что потребление всех типов искусственных подсластителей на самом деле с большей вероятностью вызывает непереносимость глюкозы, чем потребление чистой глюкозы и сахарозы. Интересно, что считается, что искусственные подсластители опосредуют этот эффект за счет изменения микробиоты кишечника. Например, у мышей, получавших сахарин, был отмечен дисбактериоз кишечника с повышенным относительным содержанием Bacteroides и пониженным содержанием Lactobacillus reuteri [59]. Эти микробные сдвиги прямо противоположны изменениям, вызванным потреблением натуральных сахаров (глюкозы, фруктозы и сахарозы), как упоминалось выше. Судя по имеющимся данным, вопреки распространенному мнению, искусственные подсластители могут быть вреднее для здоровья, чем натуральные сахара.

Неперевариваемые углеводы (клетчатка)

В отличие от перевариваемых углеводов, неперевариваемые углеводы, такие как клетчатка и резистентный крахмал, не подвергаются ферментативному разложению в тонкой кишке. Вскоре, они попадают в толстую кишку, где подвергаются ферментации резидентными микроорганизмами. Соответственно, пищевые волокна являются хорошим источником «углеводов, доступных для микробиоты» (MACs), которые могут использоваться микробами для обеспечения хозяина энергией и источником углерода [25, 60, 61]. В процессе они могут изменять кишечную среду. Это свойство волокон требует их дополнительного обозначения как пребиотиков, которые по определению являются неперевариваемыми пищевыми компонентами, которые приносят пользу здоровью хозяина за счет избирательной стимуляции роста и / или активности определенных микроорганизмов [62]. Источники пребиотиков включают соевые бобы, инулины, нерафинированную пшеницу и ячмень, сырой овес и неперевариваемые олигосахариды, такие как фруктаны, полидекстроза, фруктоолигосахариды (FOS), галактоолигосахариды (GOS), ксилолигосахариды (XOS) и арабиноолигосахариды (AOS) [63]. Было показано, что диета с низким содержанием этих веществ снижает общую численность бактерий [64]. С другой стороны, высокое потребление этих углеводов у 49 субъектов с ожирением привело к увеличению богатства генов микробиоты [30]. Что касается их воздействия на определенные роды бактерий, многие исследования показывают, что диета, богатая неперевариваемыми углеводами, наиболее последовательно увеличивает количество кишечных бифидобактерий и молочнокислых бактерий (исследования, перечислены в таблице 5). Многочисленные исследования, перечисленные в таблице 5, соответствующие каждому типу пребиотиков, перечисленных выше, подтверждают эти выводы. Например, диета с неперевариваемыми углеводами, богатая цельнозерновыми и пшеничными отрубями, связана с увеличением количества кишечных бифидобактерий и лактобацилл [65, 66]. Другие неперевариваемые углеводы, такие как резистентный крахмал и цельнозерновой ячмень, по-видимому, также увеличивают численность Ruminococcus, E. rectale и Roseburia [3, 67, 68]. Кроме того, было отмечено, что пребиотики на основе FOS, полидекстрозы и AOS снижают количество видов клостридий (Clostridium) [69-72] и энтерококков (Enterococcus) [73-76]. Перекрестное исследование 344 пациентов с прогрессирующими колоректальными аденомами показало, что Roseburia и Eubacterium были значительно менее распространены, в то время как Enterococcus и Streptococcus были более распространены у этих субъектов по сравнению со здоровыми людьми из контрольной группы. Уменьшение количества пищевых волокон и стабильно более низкое производство SCFAs также наблюдались в группе аденомы [77].

Табл. 5. Влияние неперевариваемых углеводов на микробиоту кишечника

Обилие бактерий
Генное богатство
Lacto-bacilli
Bifido-bacteria
Clostridia
Entero-coccus
Roseburia
Eubacteria
Rumino-coccus
Ref
Волокно/
пребиотики
30, 
64–
66, 
69–
76
Резист.
крахмал
3, 
30, 
67–
69, 
72–
74

В дополнение к их влиянию на состав микробиоты и, вероятно, частично опосредованному этими эффектами, пребиотики также вызывают заметные сдвиги в метаболических и иммунных маркерах. Например, несколько групп наблюдали снижение провоспалительного цитокина IL-6, инсулинорезистентности и пикового уровня глюкозы после приема пищи, связанного с потреблением неперевариваемых углеводов, присутствующих в цельнозерновых продуктах [67, 78, 79]. Одна группа дополнительно наблюдала снижение общей массы тела и концентрации триглицеридов в сыворотке, общего холестерина, холестерина ЛПНП и гемоглобина A1c [79]. West et al. [80] отметили повышение уровня в плазме противовоспалительного цитокина IL-10 при потреблении бутирилированного кукурузного крахмала с высоким содержанием амилозы. Считается, что благотворное влияние пребиотиков на иммунную и метаболическую функцию кишечника связано с увеличением выработки SCFAs и укреплением ассоциированной с желудочно-кишечным трактом лимфоидной ткани (GALT) в результате ферментации клетчатки [81].

Пробиотики

Ферментированные продукты, содержащие молочнокислые бактерии, такие как кисломолочные продукты и йогурт, представляют собой источник съедобных микроорганизмов, которые могут положительно регулировать здоровье кишечника и даже лечить или предотвращать воспалительные заболевания кишечника [82]. Считается, что они достигают этого за счет своего воздействия на существующий микробиом кишечника (исследования перечислены в таблице 6) в дополнение к возможной индукции противовоспалительных цитокинов, таких как IL-10 [83]. На основании этих свойств продукты, обогащенные этими модулирующими микроорганизмами, называют пробиотиками. Несколько групп сообщили об увеличении общей бактериальной нагрузки после регулярного употребления ферментированного молока или йогурта [84–87]. Заметное увеличение количества полезных кишечных бифидобактерий и / или лактобацилл также постоянно наблюдалось при применении нескольких различных типов пробиотиков [85–97]. Рандомизированное плацебо-контролируемое испытание 60 здоровых взрослых с избыточным весом, получавших пробиотики, содержащие три штамма бифидобактерий, четыре штамма лактобактерий и один штамм стрептококков, сообщило о значительном увеличении концентрации общих аэробов, анаэробов, лактобацилл, бифидобактерий и стрептококков по сравнению с плацебо. У этих субъектов также было меньше общих колиформ и Escherichia coli, а также снижено содержание триглицеридов, общего холестерина, холестерина ЛПНП, холестерина ЛПОНП и высокочувствительного С-реактивного белка (вчСРБ). Чувствительность к холестерину ЛПВП и инсулину улучшилась после приема пробиотиков. Интересно, что у субъектов с исходным низким уровнем ЛПВП, повышенной инсулинорезистентностью и повышенным вчСРБ было отмечено значительно меньшее количество лактобацилл и бифидобактерий с большим количеством Escherichia coli и Bacteroides [98]. Было также показано, что йогурт, содержащий пробиотики, значительно снижает количество энтеропатогенной кишечной палочки и Helicobacter pylori [94, 99].

Таблица 6. Влияние пробиотиков на микробиоту кишечника

Обилие бактерий
Bifido-bacteria
Lacto-bacilli
Streptococcus
Всего аэробы / анаэробы
Общие колиформы
H. pylori
E. coli
Ref
Пробиотики
84-98

Другие зарегистрированные преимущества для здоровья от употребления ферментированных молочных продуктов включают облегчение симптомов непереносимости желудочно-кишечного тракта [86, 100–102], ускорение кишечного транзита [96], увеличение общего сывороточного IgA для усиления гуморального иммунного ответа [90, 93, 94, 103], ингибирование адгезии патогенов к слизистой оболочке кишечника [104] и уменьшение вздутия живота и асцита у пациентов с хроническими заболеваниями печени [99]. Одно исследование, в котором анализировался стул пациентов с СРК с преобладанием диареи, выявило снижение численности Lactobacillus [105]. Интересно, что лактобациллы и бифидобактерии действительно успешно использовались для профилактики диареи путешественников [106].

Полифенолы

Диетические полифенолы, которые включают катехины, флавонолы, флавоны, антоцианы, проантоцианидины и фенольные кислоты, активно изучаются на предмет их антиоксидантных свойств (исследования перечислены в таблице 7). Обычные продукты с высоким содержанием полифенолов включают фрукты, семена, овощи, чай, какао-продукты и вино [107]. Обычно обогащенные бактериальные роды среди исследований, анализирующих эти источники пищи, включают бифидобактерии и лактобактерии [56, 108-114]. Сообщалось также, что относительное обилие бактероидов увеличивается у лиц, потребляющих полифенолы красного вина [110, 115, 116]. Бифидобактерии являются широко используемым штаммом пробиотиков с зарегистрированными преимуществами для здоровья, такими как иммуномодуляция, профилактика рака и лечение воспалительных заболеваний кишечника [63]. С точки зрения дальнейшей пользы для здоровья потребление полифенолов, полученных из какао, было связано со значительным повышением уровня ЛПВП в плазме и значительным снижением концентрации триацилглицерина и С-реактивного белка в плазме [112, 117]. Кроме того, исследование антибактериальной активности фруктовых полифенолов показало высокую чувствительность к этим соединениям у энтеропатогенов Staphylococcus aureus и Salmonella typhimurium [118]. Более того, уменьшение количества патогенных видов Clostridium (C. perfringens и C. histolyticum) было отмечено после употребления полифенолов фруктов, семян, вина и чая [108, 112, 113, 119–122].

Таблица 7. Влияние полифенолов на микробиоту кишечника

Bifido-bacteria

Lacto-bacilli

Bacteroides

Clostridia

Salmonella typhimurium

Staphylococcus aureus

Ref

Полифенолы

56,108–116,119–122

Выберите диеты

Несколько популярных диет, в том числе западная, безглютеновая, всеядная, вегетарианская, веганская и средиземноморская, были изучены на предмет их способности модулировать кишечную микробиоту (рис. 4, исследования, перечисленные в таблице 8). В нескольких исследованиях было показано, что западная диета (с высоким содержанием животного белка и жира, с низким содержанием клетчатки) привела к заметному снижению общего количества бактерий и полезных видов Bifidobacterium и Eubacterium [26, 29, 48]. Потребление западной диеты также было связано с производством стимулирующих рак нитрозаминов [123, 124].

Влияние популярных диет на микробиоту кишечника и кардиометаболические заболевания

Рис. 4. Влияние популярных диет на микробиоту кишечника и кардиометаболические заболевания. ССЗ - сердечно-сосудистые заболевания, СД2 - сахарный диабет 2 типа.

Табл. 8. Влияние специальных диет на микробиоту кишечника

Диета
Пищевые компоненты
Всего бактерий
Bifido-bacteria
Lacto-bacilli
Prevotella
Eu-bacteria
Rose-buria
Bacteroides
Entero-bacteria
Ref
Западная
Высокое содержание животного жира / белка
26,
29, 
48
Средизем-номорская
Высокое содержание клетчатки /
Антиоксидантов / красное мясо с низким содержанием НЖК
41, 
129, 
192
Без-глютеновая
Без глютена
125, 
126, 
193–
195

НЖК - Ненасыщенные жирные кислоты

В исследовании Sanz et al. 10 здоровых субъектов придерживались безглютеновой диеты в течение 30 дней. Популяции «здоровых бактерий» уменьшились (Bifidobacterium и Lactobacillus), в то время как популяции потенциально нездоровых бактерий увеличивались параллельно с сокращением потребления полисахаридов после начала диеты. В частности, было обнаружено увеличение количества E. coli и общего количества Enterobacteriaceae, которые могут включать и другие условно-патогенные микроорганизмы [125]. Bonder et al. [126] аналогичным образом исследовали влияние краткосрочной безглютеновой диеты, отметив уменьшение количества Ruminococcus bromii и Roseburia faecis с увеличением количества Victivallaceae и Clostridiaceae.

Веганские и вегетарианские диеты обогащены ферментируемыми растительными продуктами. Одно исследование сравнивало веганскую и вегетарианскую диеты с неограниченной контрольной диетой и обнаружило, что как веганы, так и вегетарианцы имели значительно меньшее количество видов Bifidobacterium и Bacteroides [127] (p <0,001). Интересно, что другое исследование обнаружило очень скромные различия в микробах кишечника веганов и всеядных субъектов [128]. Расхождение между этими двумя исследованиями может быть связано с разными методологиями профилирования микробиома (на основе посева или секвенирования), разными диетами контрольной группы и / или генетикой хозяина. Будущие исследования с тщательным экспериментальным дизайном потребуются, чтобы лучше понять дифференциальное влияние веганской и вегетарианской диеты на микробиом кишечника.

По всему спектру средиземноморская диета высоко ценится как здоровая сбалансированная диета. Она отличается полезным профилем жирных кислот, которая богата как мононенасыщенными, так и полиненасыщенными жирными кислотами, высоким уровнем полифенолов и других антиоксидантов, высоким потреблением клетчатки и других углеводов с низким гликемическим индексом, а также относительно большим потреблением растительного белка, чем животного. В частности, оливковое масло, различные фрукты, овощи, злаки, бобовые и орехи; умеренное потребление рыбы, птицы и красного вина; и более низкое потребление молочных продуктов, красного мяса, обработанного мяса и сладостей характеризует традиционную средиземноморскую диету [129]. De Filippis et al. исследовали потенциальные преимущества средиземноморской диеты, сравнивая обычных всеядных, вегетарианцев и веганов. Они заметили, что большинство веганов и вегетарианцев, но только 30% всеядных, строго придерживались средиземноморской диеты. Они обнаружили значительную связь между степенью приверженности средиземноморской диете и повышенным уровнем фекальных SCFAs, бактерий Prevotella и других Firmicutes. В то же время низкое соблюдение средиземноморской диеты было связано с повышенным уровнем триметиламиноксида в моче, что связано с повышенным риском сердечно-сосудистых заболеваний [41]. Несколько других исследований показали, что продукты, входящие в состав типичной средиземноморской диеты, также улучшают ожирение, липидный профиль и воспаление. Эти изменения могут быть опосредованы увеличением содержания Lactobacillus, Bifidobacterium и Prevotella в результате диеты и снижением Clostridium [49, 110, 114, 130–132]. 

Обсуждение

Возможность быстро идентифицировать и количественно определять роды кишечных бактерий помогла нам понять влияние диеты на микробный состав хозяина. Исследования, которые включают потребление определенного пищевого компонента, демонстрируют, как определенные бактерии склонны реагировать на проблему, связанную с питательными веществами. Белок, жиры, легкоусвояемые и неперевариваемые углеводы, пробиотики и полифенолы вызывают сдвиги в микробиоме, оказывая вторичное влияние на иммунологические и метаболические маркеры хозяина. Например, потребление животного белка положительно коррелирует с общим микробным разнообразием, увеличивает численность устойчивых к желчи организмов, таких как Bacteroides, Alistipes и Bilophila, и снижает представленность группы Roseburia / Eubacterium rectale. Диета с высоким содержанием насыщенных жиров, по-видимому, увеличивает количество анаэробной микрофлоры и относительное количество Bacteroides и Bilophila. Исследования на людях не показали, что диета с высоким содержанием ненасыщенных жиров значительно изменяет бактериальный профиль кишечника; однако исследования на мышах сообщили об увеличении количества актинобактерий (Bifidobacterium и Adlercreutzia), молочнокислых бактерий (Lactobacillus и Streptococcus) и веррукомикробии (Akkermansia muciniphila). В литературе обычно сообщается, что как усвояемые, так и неперевариваемые углеводы обогащают Bifidobacterium и подавляют Clostridia, в то время как только неперевариваемые углеводы дополнительно обогащают Lactobacillus, Ruminococcus, Eubacterium rectale и Roseburia. Наконец, как пробиотики, так и полифенолы усиливают действие Bifidobacterium и молочнокислых бактерий, одновременно уменьшая количество энтеропатогенных видов Clostridia.

Поддержание здорового микробиома кишечника имеет решающее значение для здоровья человека

Все больше данных свидетельствует о том, что микробиом кишечника оказывает огромное влияние на наше здоровье. В последнее десятилетие было показано, что кишечные микроорганизмы играют роль в широком спектре заболеваний человека, включая ожирение, псориаз, аутизм и расстройства настроения [133–136]. Тесная взаимосвязь между диетой, микробиомом кишечника и здоровьем предполагает, что мы можем улучшить свое здоровье, изменив свой рацион. Одним из способов воздействия микробиоты на здоровье хозяина является изменение иммунитета хозяина. Исследования на стерильных животных показали, что микробиом кишечника необходим для набора и дифференциации иммунных клеток [137]. Дальнейшие исследования выявили более специфические роли некоторых видов бактерий в опосредовании иммунитета хозяина и иммунологических заболеваний. В частности, было обнаружено, что сегментированные нитчатые бактерии способствуют развитию аутоиммунного артрита за счет усиленного ответа Th17 [20, 138]. С другой стороны, молочнокислые бактерии и бифидобактерии, как известно, секретируют факторы, которые ослабляют воспаление, подавляя экспрессию зависимых от NF-κB генов, секрецию IL-8 и уровни хемокинов, привлекающих макрофаги [139]. Также было показано, что молочнокислые бактерии и бифидобактерии непосредственно подавляют воспалительные реакции, опосредованные Т-эффекторными клетками, одновременно повышая экспрессию противовоспалительных Т-регуляторных клеток у мышей [140]. Точный механизм того, как эта кишечная флора модулирует иммунные реакции, до сих пор не совсем понятен; однако несколько исследований показывают, что SCFAs микробного происхождения могут вносить свой вклад через рецептор, связанный с G-белком, и эпигенетические механизмы [141, 142]. Также было показано, что кишечные SCFAs напрямую увеличивают количество Т-регуляторных клеток в кишечнике и защищают от аллергического воспаления дыхательных путей [17, 143–145]. Кроме того, они могут ингибировать фактор транскрипции NF-κB, что приводит к снижению секреции некоторых провоспалительных цитокинов [130]. Флора кишечника также может модулировать иммунитет хозяина посредством эпигенетических модификаций. Например, бутират микробного происхождения ингибирует гистондеацетилазы 6 и 9, что приводит к усилению ацетилирования в промоторе гена FOXP3 и более высокой пролиферации регуляторных Т-клеток [142]. Снижение метилирования в промоторах провоспалительных генов TLR2 и FFAR3 коррелирует со снижением численности Faecalibacterium prausnitzii у пациентов с диабетом 2 типа [146, 147]. Очевидно, что микробиом кишечника оказывает разнообразное воздействие на иммунитет хозяина, и сбалансированная микрофлора кишечника имеет решающее значение для здоровой иммунной системы (таблица 9).

Таблица 9. Влияние диетических компонентов на иммунные параметры

SCFA
TLR
WAT
Met Endo
LPS
CRP
IL-6
IL-10
IgA
References
Пребиотики
[67, 78–81, 120]
Пробиотики
[83, 88, 97–99, 103]
Полифенолы
[115, 117, 122]
Ненасыщенные жиры
[50, 120]
Насыщенный жир
[37, 52, 53, 58]
Животный белок
[39–41]
Гороховый протеин
[31]

SCFA – короткоцепочечные жирные кислоты,TLR - активация толл-подобных рецепторов, WAT - воспаление белой жировой ткани, MetEndo - метаболическая эндотоксемия, LPS - уровни липополисахаридов, CRP - С-реактивный белок, IL-6 - интерлейкин-6, IL-10 - интерлейкин-10, IgA - иммуноглобулин А

Помимо иммунитета, было показано, что кишечные микроорганизмы также влияют на метаболическое здоровье хозяина. Было показано, что люди с метаболическими нарушениями, такими как ожирение и диабет, имеют дисбактериоз кишечника по сравнению со здоровыми людьми [148, 149]. Дальнейшая характеристика связи между микробиомом кишечника и ожирением выявила несколько групп бактерий, которые могут конкретно способствовать развитию заболевания. В частности, люди с ожирением имеют высокое исходное соотношение Firmicutes и Bacteroidetes. У этих испытуемых было отмечено, что снижение потребления калорий снижает соотношение Firmicutes к Bacteroidetes [148]. Интересно, что хозяева с кишечным микробиомом, в котором доминируют фирмикуты, изменили метилирование в промоторах генов, связанных с сердечно-сосудистыми заболеваниями и ожирением [150]. Кроме того, было показано, что Lactobacillus spp. облегчает метаболические осложнения, связанные с ожирением [151, 152]. Благотворное влияние лактобацилл можно объяснить взаимодействием с бактериями, способствующими ожирению, в кишечнике и прямой модуляцией иммунитета хозяина и барьерной функции кишечника [153]. Интересно, что бактерии, разрушающие слизь, A. muciniphila также были связаны со здоровым метаболическим профилем. Тучные люди с более высоким исходным относительным обилием A. muciniphila, как правило, имеют большее улучшение метаболических параметров, связанных с ожирением (толерантность к инсулину, триглицериды плазмы и распределение жира в организме) после диетического вмешательства [154]. Интересно, что мыши без микробов более устойчивы к ожирению, вызванному диетой, возможно, из-за усиленного метаболизма жирных кислот в отсутствие определенной микрофлоры [155]. Вместе эти результаты демонстрируют важную роль микробиоты кишечника в поддержании метаболической целостности хозяина (таблица 10).

Таблица 10. Влияние диетических компонентов на метаболические параметры

Total chol
LDL-chol
HDL-chol
Plasma TG
Insulin sensitivity
IGF-1 production
References
Пребиотики
[73, 83, 84]
Пробиотики
[104]
Полифенолы
[110, 117, 122]
Ненасыщенные жиры
[41]
Насыщенный жир
[51–53]
Животный белок
[42]
Искусственные подсластители
[59]

Chol - холестерин, LDL -  липопротеин низкой плотности, HDL - липопротеин высокой плотности, TG - триглицериды, IGF-1 - инсулиноподобный фактор роста-1

Заключение и дальнейшие направления

В заключение, обзор литературы показывает, что диета может изменять микробиом кишечника, что, в свою очередь, оказывает глубокое влияние на общее состояние здоровья. Это воздействие может быть полезным или пагубным, в зависимости от относительной идентичности и численности составляющих бактериальных популяций. Например, было показано, что диета с высоким содержанием жиров отрицательно снижает количество A. muciniphila и Lactobacillus, которые связаны со здоровым метаболическим состоянием [53]. Это наблюдение является хорошим примером того, как диетическое вмешательство может потенциально использоваться для лечения сложных заболеваний, таких как ожирение и диабет. Кроме того, успехи в исследованиях микробиома открыли новые терапевтические возможности для лечения заболеваний, которые традиционно было трудно лечить. Например, трансплантат фекальной микробиоты успешно используется для лечения нескольких различных состояний, включая язвенный колит, колит, связанный с Clostridium difficile, синдром раздраженного кишечника и даже ожирение [156–160]. Возможно, что дерматологические состояния, в том числе псориаз и атопический дерматит, также могут выиграть от реинжиниринга микробиоты кишечника. Последние достижения в исследованиях микробиома предлагают новые захватывающие инструменты, которые могут улучшить здоровье человека. Большинство исследований, рассмотренных в этой рукописи, профилировали микробиом с помощью секвенирования ампликона 16S рРНК, которое использует гипервариабельные области бактериального гена 16S рРНК для идентификации бактерий, присутствующих в биологических образцах. Секвенирование 16S рРНК - это наиболее часто используемый медицинскими исследователями метод изучения микробного состава из-за его низкой стоимости и относительно простого рабочего процесса для подготовки проб и биоинформатических анализов. Однако секвенирование ампликона 16S рРНК в первую очередь предоставляет информацию о микробной идентичности, а не о функции. Чтобы изучить функции микробиома, многие исследователи обратились к метагеномному подходу, при котором секвенируется весь бактериальный геном. Несмотря на более высокую стоимость и более сложные требования к биоинформатике, метагеномика дробовика предоставляет информацию как о микробной идентичности, так и о составе генов. Знание того, какие гены кодируются бактериями, присутствующими в образце, позволяет исследователям лучше понять их роль в здоровье человека. Благодаря снижению затрат на секвенирование следующего поколения, улучшенным протоколам подготовки образцов и большему количеству биоинформатических инструментов, доступных для метагеномного анализа, этот метод станет мощным инструментом для изучения функциональности микробиома. Проведение метаанализов для корреляции микробиома с геномами, транскриптомами и иммунофенотипами хозяина представляет собой еще одно захватывающее направление для исследования взаимодействий человека и бактерий.

Точная (персонализированная) медицина - еще один привлекательный новый подход к лечению многих заболеваний с сильными генетическими ассоциациями. Важно отметить, что генотип хозяина также играет роль в формировании микробиома, и что это взаимодействие хозяина-микроба имеет решающее значение для поддержания здоровья человека [161]. Следовательно, лучшее понимание взаимодействия между генами, фенотипами и микробиомом обеспечит важное понимание полезности точной медицины.

Наблюдение за тем, что диета может модулировать взаимодействия хозяина и микробов, предвещает многообещающий будущий терапевтический подход. Уже было обнаружено, что микробиом кишечника влияет на реакцию на иммунотерапию рака [162, 163]. Действительно, персонализированное питание - это новая концепция, которая использует алгоритм машинного обучения для прогнозирования метаболических реакций на прием пищи [164, 165]. Этот инструмент имеет широкое значение для индивидуального ухода за пациентами посредством изменения диеты. В то время как эта и другие технологии находятся в процессе доработки и проверки, дальнейшие исследования с использованием крупных долгосрочных клинических испытаний для оценки большего разнообразия пищевых компонентов будут полезны для выработки конкретных диетических рекомендаций для пациентов.

О важности оси "диета-микробиом-хозяин" см. по ссылкам:

Литература

  1. Gill SR, Pop M, DeBoy RT, Eckburg PB, Turnbaugh PJ, Samuel BS, et al. Metagenomic Analysis of the human distal gut microbiome. Science. 2006;312:1355–9. http://www.sciencemag.org/cgi/doi/10.1126/science.1124234. [PMC free article] [PubMed]
  2. Flint HJ, Duncan SH, Scott KP, Louis P. Interactions and competition within the microbial community of the human colon: links between diet and health. Environ Microbiol. 2007;9:1101–1111. doi: 10.1111/j.1462-2920.2007.01281.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  3. Walker AW, Ince J, Duncan SH, Webster LM, Holtrop G, Ze X, et al. Dominant and diet-responsive groups of bacteria within the human colonic microbiota. ISME J. 2011;5:220–230. doi: 10.1038/ismej.2010.118. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  4. Arumugam M, Raes J, Pelletier E, Le Paslier D, Yamada T, Mende DR, et al. Enterotypes of the human gut microbiome. Nature. 2011;473:174–80. http://www.nature.com/doifinder/10.1038/nature09944. [PMC free article] [PubMed]
  5. Kurokawa K, Itoh T, Kuwahara T, Oshima K, Toh H, Toyoda A, et al. Comparative metagenomics revealed commonly enriched gene sets in human gut microbiomes. DNA Res. 2007;14:169–181. doi: 10.1093/dnares/dsm018. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  6. Walter J, Ley R. The human gut microbiome: ecology and recent evolutionary changes. Annu Rev Microbiol. 2011;65:411–429. doi: 10.1146/annurev-micro-090110-102830. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  7. Bäckhed F, Ley RE, Sonnenburg JL, Peterson DA, Gordon JI. Host-bacterial mutualism in the human intestine. Science. 2005;307:1915–1920. doi: 10.1126/science.1104816. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  8. Topping DL, Clifton PM. Short-chain fatty acids and human colonic function: roles of resistant starch and nonstarch polysaccharides. Physiol Rev. 2001;81:1031–1064. [PubMed] [Google Scholar]
  9. Lundin A, Bok CM, Aronsson L, Björkholm B, Gustafsson JA, Pott S, et al. Gut flora, toll-like receptors and nuclear receptors: a tripartite communication that tunes innate immunity in large intestine. Cell Microbiol. 2008;10:1093–1103. doi: 10.1111/j.1462-5822.2007.01108.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  10. Lee YK, Mazmanian SK. Has the microbiota played a critical role in the evolution of the adaptive immune system? Science. 2010;330:1768–73. http://www.sciencemag.org/cgi/doi/10.1126/science.1195568. [PMC free article] [PubMed]
  11. Belkaid Y, Hand TW. Role of the microbiota in immunity and inflammation. Cell. 2014;157:121–41. http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0092867414003456. [PMC free article] [PubMed]
  12. Noverr MC, Huffnagle GB. Does the microbiota regulate immune responses outside the gut? Trends Microbiol. 2004;12:562–568. doi: 10.1016/j.tim.2004.10.008. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  13. David LA, Maurice CF, Carmody RN, Gootenberg DB, Button JE, Wolfe BE, et al. Diet rapidly and reproducibly alters the human gut microbiome. Nature. 2014;505:559–563. doi: 10.1038/nature12820. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  14. Voigt RM, Forsyth CB, Green SJ, Mutlu E, Engen P, Vitaterna MH, et al. Circadian disorganization alters intestinal microbiota. PLoS ONE. 2014;9:e97500. doi: 10.1371/journal.pone.0097500. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  15. Earley ZM, Akhtar S, Green SJ, Naqib A, Khan O, Cannon AR, et al. Burn Injury alters the intestinal microbiome and increases gut permeability and bacterial translocation. PLoS ONE. 2015;10:e0129996. http://dx.plos.org/10.1371/journal.pone.0129996. [PMC free article] [PubMed]
  16. Lucas López R, Grande Burgos MJ, Gálvez A, Pérez Pulido R. The human gastrointestinal tract and oral microbiota in inflammatory bowel disease: a state of the science review. APMIS. 2017. http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/apm.12609/abstract. [PubMed]
  17. Schäffler H, Herlemann DP, Alberts C, Kaschitzki A, Bodammer P, Bannert K, et al. Mucosa-attached bacterial community in Crohn’s Disease coheres with the clinical disease activity index. Environ Microbiol Rep. 2016;8:614–621. doi: 10.1111/1758-2229.12411. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  18. Smith PM, Howitt MR, Panikov N, Michaud M, Gallini CA, Bohlooly-Y M, et al. The microbial metabolites, short-chain fatty acids, regulate colonic treg cell homeostasis. Science. 2013;341:569–573. doi: 10.1126/science.1241165. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  19. Greenblum S, Turnbaugh PJ, Borenstein E. Metagenomic systems biology of the human gut microbiome reveals topological shifts associated with obesity and inflammatory bowel disease. Proc Natl Acad Sci. 2012;109:594–9. http://www.pnas.org/cgi/doi/10.1073/pnas.1116053109. [PMC free article] [PubMed]
  20. Schicho R, Marsche G, Storr M. Cardiovascular complications in inflammatory bowel disease. Curr Drug Targets. 2015;16:181–188. doi: 10.2174/1389450116666150202161500. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  21. Wu HJ, Ivanov II, Darce J, Hattori K, Shima T, Umesaki Y, et al. Gut-residing segmented filamentous bacteria drive autoimmune arthritis via T helper 17 cells. Immunity. 2010;32:815–827. doi: 10.1016/j.immuni.2010.06.001. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  22. Qin J, Li Y, Cai Z, Li S, Zhu J, Zhang F, et al. A metagenome-wide association study of gut microbiota in type 2 diabetes. Nature. 2012;490:55–60. doi: 10.1038/nature11450. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  23. Turnbaugh PJ, Ley RE, Mahowald MA, Magrini V, Mardis ER, Gordon JI. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 2006;444:1027–1031. doi: 10.1038/nature05414. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  24. Koeth RA, Wang Z, Levison BS, Buffa JA, Org E, Sheehy BT, et al. Intestinal microbiota metabolism of L-carnitine, a nutrient in red meat, promotes atherosclerosis. Nat Med. 2013;19:576–585. doi: 10.1038/nm.3145. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  25. Pistollato F, et al. Role of gut microbiota and nutrients in amyloid formation and pathogenesis of Alzheimer disease. Nutr Rev. 2016;74:624–634. doi: 10.1093/nutrit/nuw023. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  26. Wu GD, Chen J, Hoffmann C, Bittinger K, Chen YY, Keilbaugh SA, et al. Linking long-term dietary patterns with gut microbial enterotypes. Science. 2011;334:105–108. doi: 10.1126/science.1208344. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  27. Hentges DJ, Maier BR, Burton GC, Flynn MA, Tsutakawa RK. Effect of a high-beef diet on the fecal bacterial flora of humans. Cancer Res. 1977;37:568–571. [PubMed] [Google Scholar]
  28. Clarke SF, Murphy EF, O’Sullivan O, Lucey AJ, Humphreys M, Hogan A, et al. Exercise and associated dietary extremes impact on gut microbial diversity. Gut. 2014;63:1913–1920. doi: 10.1136/gutjnl-2013-306541. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  29. Reddy BS, Weisburger JH, Wynder EL. Effects of high risk and low risk diets for colon carcinogenesis on fecal microflora and steroids in man. J Nutr. 1975;105:878–884. [PubMed] [Google Scholar]
  30. Cotillard A, Kennedy SP, Kong LC, Prifti E, Pons N, Le Chatelier E, et al. Dietary intervention impact on gut microbial gene richness. Nature. 2013;500:585–588. doi: 10.1038/nature12480. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  31. Świątecka D, Dominika Ś, Narbad A, Arjan N, Ridgway KP, Karyn RP, et al. The study on the impact of glycated pea proteins on human intestinal bacteria. Int J Food Microbiol. 2011;145:267–272. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2011.01.002. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  32. Meddah AT, Yazourh A, Desmet I, Risbourg B, Verstraete W, Romond MB. The regulatory effects of whey retentate from bifidobacteria fermented milk on the microbiota of the simulator of the human intestinal microbial ecosystem (SHIME) J Appl Microbiol. 2001;91:1110–1117. doi: 10.1046/j.1365-2672.2001.01482.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  33. Romond MB, Ais A, Guillemot F, Bounouader R, Cortot A, Romond C. Cell-free whey from milk fermented with Bifidobacterium breve C50 used to modify the colonic microflora of healthy subjects. J Dairy Sci. 1998;81:1229–1235. doi: 10.3168/jds.S0022-0302(98)75683-8. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  34. Kim CH, Park J, Kim M. Gut microbiota-derived short-chain fatty acids, T cells, and inflammation. Immune Netw. 2014;14:277. http://synapse.koreamed.org/DOIx.php?id=10.4110/in.2014.14.6.277. [PMC free article] [PubMed]
  35. De Filippo C, Cavalieri D, Di Paola M, Ramazzotti M, Poullet JB, Massart S, et al. Impact of diet in shaping gut microbiota revealed by a comparative study in children from Europe and rural Africa. Proc Natl Acad Sci USA. 2010;107:14691–14696. doi: 10.1073/pnas.1005963107. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  36. Russell WR, Gratz SW, Duncan SH, Holtrop G, Ince J, Scobbie L, et al. High-protein, reduced-carbohydrate weight-loss diets promote metabolite profiles likely to be detrimental to colonic health. Am J Clin Nutr. 2011;93:1062–1072. doi: 10.3945/ajcn.110.002188. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  37. Kang S, Denman SE, Morrison M, Yu Z, Dore J, Leclerc M, et al. Dysbiosis of fecal microbiota in Crohn’s disease patients as revealed by a custom phylogenetic microarray. Inflamm Bowel Dis. 2010;16:2034–42. http://content.wkhealth.com/linkback/openurl?sid=WKPTLP:landingpage&an=00054725-201012000-00009. [PubMed]
  38. Eeckhaut V, Machiels K, Perrier C, Romero C, Maes S, Flahou B, et al. Butyricicoccus pullicaecorum in inflammatory bowel disease. Gut. 2013;62:1745–52. http://gut.bmj.com/cgi/doi/10.1136/gutjnl-2012-303611. [PubMed]
  39. Machiels K, Joossens M, Sabino J, De Preter V, Arijs I, Eeckhaut V, et al. A decrease of the butyrate-producing species Roseburia hominis and Faecalibacterium prausnitzii defines dysbiosis in patients with ulcerative colitis. Gut. 2014;63:1275–83. http://gut.bmj.com/cgi/doi/10.1136/gutjnl-2013-304833. [PubMed]
  40. Jantchou P, Morois S, Clavel-Chapelon F, Boutron-Ruault M-C, Carbonnel F. Animal protein intake and risk of inflammatory bowel disease: The E3N prospective study. Am J Gastroenterol. 2010;105:2195–2201. doi: 10.1038/ajg.2010.192. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  41. DeFilippis F, Pellegrini N, Vannini L, Jeffery IB, La Storia A, Laghi L, et al. High-level adherence to a Mediterranean diet beneficially impacts the gut microbiota and associated metabolome. Gut. 2015:gutjnl-2015. http://gut.bmj.com/lookup/doi/10.1136/gutjnl-2015-309957. [PubMed]
  42. Levine ME, Suarez JA, Brandhorst S, Balasubramanian P, Cheng CW, Madia F, et al. Low protein intake is associated with a major reduction in IGF-1, cancer, and overall mortality in the 65 and younger but not older population. Cell Metab. 2014;19:407–417. doi: 10.1016/j.cmet.2014.02.006. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  43. Spady DK, Woollett LA, Dietschy JM. Regulation of plasma LDL-cholesterol levels by dietary cholesterol and fatty acids. Annu Rev Nutr. 1993;13:355–381. doi: 10.1146/annurev.nu.13.070193.002035. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  44. Stamler J, Daviglus ML, Garside DB, Dyer AR, Greenland P, Neaton JD. Relationship of baseline serum cholesterol levels in 3 large cohorts of younger men to long-term coronary, cardiovascular, and all-cause mortality and to longevity. JAMA. 2000;284:311–318. doi: 10.1001/jama.284.3.311. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  45. Kris-Etherton PM. Fish consumption, fish oil, omega-3 fatty acids, and cardiovascular disease. Circulation. 2002;106:2747–57. http://circ.ahajournals.org/cgi/doi/10.1161/01.CIR.0000038493.65177.94. [PubMed]
  46. Simopoulos AP. Omega-3 fatty acids in inflammation and autoimmune diseases. J Am Coll Nutr. 2002;21:495–505. doi: 10.1080/07315724.2002.10719248. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  47. Dietary fats: total fat and fatty acids in: dietary reference intakes for energy, carbohydrate, fiber, fat, fatty acids, cholesterol, protein, and amino acids (macronutrients). Washington, DC: National Academies Press; 2002. p. 335–432. [PubMed]
  48. Drasar BS, Crowther JS, Goddard P, Hawksworth G, Hill MJ, Peach S, et al. The relation between diet and the gut microflora in man. Proc Nutr Soc. 2007;32:49–52. http://www.journals.cambridge.org/abstract_S0029665173000170. [PubMed]
  49. Fava F, Gitau R, Griffin BA, Gibson GR, Tuohy KM, Lovegrove JA. The type and quantity of dietary fat and carbohydrate alter faecal microbiome and short-chain fatty acid excretion in a metabolic syndrome “at-risk” population. Int J Obes (Lond). 2013;37:216–223. doi: 10.1038/ijo.2012.33. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  50. Urwin HJ, Miles EA, Noakes PS, Kremmyda LS, Vlachava M, Diaper ND, et al. Effect of salmon consumption during pregnancy on maternal and infant faecal microbiota, secretory IgA and calprotectin. Br J Nutr. 2014;111:773–784. doi: 10.1017/S0007114513003097. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  51. Lecomte V, Kaakoush NO, Maloney CA, Raipuria M, Huinao KD, Mitchell HM, et al. Changes in gut microbiota in rats fed a high fat diet correlate with obesity-associated metabolic parameters. PLoS ONE. 2015;10:e0126931. http://dx.plos.org/10.1371/journal.pone.0126931. [PMC free article] [PubMed]
  52. Cani PD, Bibiloni R, Knauf C, Waget A, Neyrinck AM, Delzenne NM, et al. Changes in gut microbiota control metabolic endotoxemia-induced inflammation in high-fat diet-induced obesity and diabetes in mice. Diabetes. 2008;57:1470–1481. doi: 10.2337/db07-1403. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  53. Caesar R, Tremaroli V, Kovatcheva-Datchary P, Cani PD, Bäckhed F. Crosstalk between gut microbiota and dietary lipids aggravates WAT inflammation through TLR signaling. Cell Metab. 2015;22:658–68. http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S1550413115003897. [PMC free article] [PubMed]
  54. Saltiel AR. Insulin signaling in the control of glucose and lipid homeostasis. Handb Exp Pharmacol. 2016. [PubMed]
  55. Parvin S. Nutritional analysis of date fruits (Phoenix dactylifera L.) in perspective of Bangladesh. Am J Life Sci. 2015;3:274. http://www.sciencepublishinggroup.com/journal/paperinfo.aspx?journalid=118&doi=10.11648/j.ajls.20150304.14.
  56. Eid N, Enani S, Walton G, Corona G, Costabile A, Gibson G, et al. The impact of date palm fruits and their component polyphenols, on gut microbial ecology, bacterial metabolites and colon cancer cell proliferation. J Nutr Sci. 2014;3:e46. http://www.journals.cambridge.org/abstract_S2048679014000160. [PMC free article] [PubMed]
  57. Jeffery I, O’Toole P. Diet-microbiota interactions and their implications for healthy living. Nutrients. 2013;5:234–52. http://www.mdpi.com/2072-6643/5/1/234/. [PMC free article] [PubMed]
  58. Francavilla R, Calasso M, Calace L, Siragusa S, Ndagijimana M, Vernocchi P, et al. Effect of lactose on gut microbiota and metabolome of infants with cow’s milk allergy. Pediatr Allergy Immunol. 2012;23:420–427. doi: 10.1111/j.1399-3038.2012.01286.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  59. Suez J, Korem T, Zeevi D, Zilberman-Schapira G, Thaiss CA, Maza O, et al. Artificial sweeteners induce glucose intolerance by altering the gut microbiota. Nature. 2014;514:181–186. [PubMed] [Google Scholar]
  60. Lozupone CA, Stombaugh JI, Gordon JI, Jansson JK, Knight R. Diversity, stability and resilience of the human gut microbiota. Nature. 2012;489:220–30. http://www.nature.com/doifinder/10.1038/nature11550. [PMC free article] [PubMed]
  61. Sonnenburg ED, Sonnenburg JL. Starving our microbial self: the deleterious consequences of a diet deficient in microbiota-accessible carbohydrates. Cell Metab. 2014;20:779–86. http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S1550413114003118. [PMC free article] [PubMed]
  62. de Vrese M, Schrezenmeir J. Probiotics, prebiotics, and synbiotics. Adv Biochem Eng Biotechnol. 2008;111:1–66. [PubMed] [Google Scholar]
  63. Pandey KR, Naik SR, Vakil BV. Probiotics, prebiotics and synbiotics-a review. J Food Sci Technol. 2015;52:7577–7587. doi: 10.1007/s13197-015-1921-1. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  64. Halmos EP, Christophersen CT, Bird AR, Shepherd SJ, Gibson PR, Muir JG. Diets that differ in their FODMAP content alter the colonic luminal microenvironment. Gut. 2015;64:93–100. doi: 10.1136/gutjnl-2014-307264. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  65. Costabile A, Klinder A, Fava F, Napolitano A, Fogliano V, Leonard C, et al. Whole-grain wheat breakfast cereal has a prebiotic effect on the human gut microbiota: a double-blind, placebo-controlled, crossover study. Br J Nutr. 2008;99:110–120. doi: 10.1017/S0007114507793923. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  66. Carvalho-Wells AL, Helmolz K, Nodet C, Molzer C, Leonard C, McKevith B, et al. Determination of the in vivo prebiotic potential of a maize-based whole grain breakfast cereal: a human feeding study. Br J Nutr. 2010;104:1353–1356. doi: 10.1017/S0007114510002084. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  67. Keim NL, Martin RJ. Dietary whole grain–microbiota interactions: insights into mechanisms for human health. Adv Nutr. 2014;5:556–557. doi: 10.3945/an.114.006536. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  68. Leitch ECM, Walker AW, Duncan SH, Holtrop G, Flint HJ. Selective colonization of insoluble substrates by human faecal bacteria. Environ Microbiol. 2007;9:667–679. doi: 10.1111/j.1462-2920.2006.01186.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  69. Liu Z, Lin X, Huang G, Zhang W, Rao P, Ni L. Prebiotic effects of almonds and almond skins on intestinal microbiota in healthy adult humans. Anaerobe. 2014;26:1–6. doi: 10.1016/j.anaerobe.2013.11.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  70. Gori A, Rizzardini G, Van’t Land B, Amor KB, van Schaik J, Torti C, et al. Specific prebiotics modulate gut microbiota and immune activation in HAART-naive HIV-infected adults: results of the “COPA” pilot randomized trial. Mucosal Immunol. 2011;4:554–563. doi: 10.1038/mi.2011.15. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  71. Costabile A, Fava F, Röytiö H, Forssten SD, Olli K, Klievink J, et al. Impact of polydextrose on the faecal microbiota: a double-blind, crossover, placebo-controlled feeding study in healthy human subjects. Br J Nutr. 2012;108:471–481. doi: 10.1017/S0007114511005782. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  72. Kedia G, Vázquez JA, Charalampopoulos D, Pandiella SS. In vitro fermentation of oat bran obtained by debranning with a mixed culture of human fecal bacteria. Curr Microbiol. 2009;58:338–342. doi: 10.1007/s00284-008-9335-1. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  73. Yu ZT, Liu B, Mukherjee P, Newburg DS. Trametes versicolor extract modifies human fecal microbiota composition in vitro. Plant Foods Hum Nutr. 2013;68:107–112. doi: 10.1007/s11130-013-0342-4. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  74. Flickinger EA, Hatch TF, Wofford RC, Grieshop CM, Murray SM, Fahey GC. In vitro fermentation properties of selected fructooligosaccharide-containing vegetables and in vivo colonic microbial populations are affected by the diets of healthy human infants. J Nutr. 2002;132:2188–2194. [PubMed] [Google Scholar]
  75. Kapiki A, Costalos C, Oikonomidou C, Triantafyllidou A, Loukatou E, Pertrohilou V. The effect of a fructo-oligosaccharide supplemented formula on gut flora of preterm infants. Early Hum Dev. 2007;83:335–339. doi: 10.1016/j.earlhumdev.2006.07.003. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  76. François IEJA, Lescroart O, Veraverbeke WS, Marzorati M, Possemiers S, Hamer H, et al. Effects of wheat bran extract containing arabinoxylan oligosaccharides on gastrointestinal parameters in healthy preadolescent children. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 2014;58:647–653. doi: 10.1097/MPG.0000000000000285. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  77. Chen HM, Yu YN, Wang JL, Lin YW, Kong X, Yang CQ, et al. Decreased dietary fiber intake and structural alteration of gut microbiota in patients with advanced colorectal adenoma. Am J Clin Nutr. 2013;97:1044–1052. doi: 10.3945/ajcn.112.046607. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  78. Martínez I, Lattimer JM, Hubach KL, Case JA, Yang J, Weber CG, et al. Gut microbiome composition is linked to whole grain-induced immunological improvements. ISME J. 2013;7:269–280. doi: 10.1038/ismej.2012.104. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  79. Kim MS, Hwang SS, Park EJ, Bae JW. Strict vegetarian diet improves the risk factors associated with metabolic diseases by modulating gut microbiota and reducing intestinal inflammation. Environ Microbiol Rep. 2013;5:765–775. doi: 10.1111/1758-2229.12090. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  80. West NP, Christophersen CT, Pyne DB, Cripps AW, Conlon MA, Topping DL, et al. Butyrylated starch increases colonic butyrate concentration but has limited effects on immunity in healthy physically active individuals. Exerc Immunol Rev. 2013;19:102–119. [PubMed] [Google Scholar]
  81. Schley PD, Field CJ. The immune-enhancing effects of dietary fibres and prebiotics. Br J Nutr. 2002;87(Suppl 2):S221–S230. doi: 10.1079/BJN/2002541. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  82. Shen J, Zuo ZX, Mao AP. Effect of probiotics on inducing remission and maintaining therapy in ulcerative colitis, Crohnʼs disease, and pouchitis. Inflamm Bowel Dis. 2014;20:21–35. http://content.wkhealth.com/linkback/openurl?sid=WKPTLP:landingpage&an=00054725-201401000-00004. [PubMed]
  83. Foligné B, Parayre S, Cheddani R, Famelart MH, Madec MN, Plé C, et al. Immunomodulation properties of multi-species fermented milks. Food Microbiol. 2016;53:60–69. doi: 10.1016/j.fm.2015.04.002. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  84. Matsumoto K, Takada T, Shimizu K, Moriyama K, Kawakami K, Hirano K, et al. Effects of a probiotic fermented milk beverage containing Lactobacillus casei strain Shirota on defecation frequency, intestinal microbiota, and the intestinal environment of healthy individuals with soft stools. J Biosci Bioeng. 2010;110:547–552. doi: 10.1016/j.jbiosc.2010.05.016. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  85. He T, Priebe MG, Zhong Y, Huang C, Harmsen HJM, Raangs GC, et al. Effects of yogurt and bifidobacteria supplementation on the colonic microbiota in lactose-intolerant subjects. J Appl Microbiol. 2008;104:595–604. [PubMed] [Google Scholar]
  86. Zhong Y, Huang CY, He T, Harmsen HMJ. Effect of probiotics and yogurt on colonic microflora in subjects with lactose intolerance. Wei Sheng Yan Jiu. 2006;35:587–591. [PubMed] [Google Scholar]
  87. Goossens DAM, Jonkers DMAE, Russel MGVM, Stobberingh EE, Stockbrügger RW. The effect of a probiotic drink with Lactobacillus plantarum 299v on the bacterial composition in faeces and mucosal biopsies of rectum and ascending colon. Aliment Pharmacol Ther. 2006;23:255–263. doi: 10.1111/j.1365-2036.2006.02749.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  88. Wang S, Zhu H, Lu C, Kang Z, Luo Y, Feng L, et al. Fermented milk supplemented with probiotics and prebiotics can effectively alter the intestinal microbiota and immunity of host animals. J. Dairy Sci. 2012;95:4813–4822. doi: 10.3168/jds.2012-5426. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  89. Sairanen U, Piirainen L, Gråsten S, Tompuri T, Mättö J, Saarela M, et al. The effect of probiotic fermented milk and inulin on the functions and microecology of the intestine. J Dairy Res. 2007;74:367–373. doi: 10.1017/S0022029907002713. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  90. TormoCarnicer R, Infante Piña D, Roselló Mayans E, Bartolomé Comas R. Intake of fermented milk containing Lactobacillus casei DN-114 001 and its effect on gut flora. An Pediatr (Barc) 2006;65:448–453. doi: 10.1157/13094251. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  91. Spanhaak S, Havenaar R, Schaafsma G. The effect of consumption of milk fermented by Lactobacillus casei strain Shirota on the intestinal microflora and immune parameters in humans. Eur J Clin Nutr. 1998;52:899–907. doi: 10.1038/sj.ejcn.1600663. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  92. Bouhnik Y, Flourie B, Andrieux C, Bisetti N, Briet F, Rambaud JC. Effects of Bifidobacterium sp. fermented milk ingested with or without inulin on colonic bifidobacteria and enzymatic activities in healthy humans. Eur J Clin Nutr. 1996;50:269–273. [PubMed] [Google Scholar]
  93. Link-Amster H, Rochat F, Saudan KY, Mignot O, Aeschlimann JM. Modulation of a specific humoral immune response and changes in intestinal flora mediated through fermented milk intake. FEMS Immunol Med Microbiol. 1994;10:55–63. doi: 10.1111/j.1574-695X.1994.tb00011.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  94. Yang YJ, Sheu BS. Probiotics-containing yogurts suppress Helicobacter pylori load and modify immune response and intestinal microbiota in the Helicobacter pylori-infected children. Helicobacter. 2012;17:297–304. doi: 10.1111/j.1523-5378.2012.00941.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  95. García-Albiach R, PozuelodeFelipe MJ, José M, deFelipe P, Angulo S, Morosini MI, et al. Molecular analysis of yogurt containing Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus and Streptococcus thermophilus in human intestinal microbiota. Am J Clin Nutr. 2008;87:91–96. [PubMed] [Google Scholar]
  96. Bartram HP, Scheppach W, Gerlach S, Ruckdeschel G, Kelber E, Kasper H. Does yogurt enriched with Bifidobacterium longum affect colonic microbiology and fecal metabolites in healthy subjects? Am J Clin Nutr. 1994;59:428–432. [PubMed] [Google Scholar]
  97. Inoguchi S, Ohashi Y, Narai-Kanayama A, Aso K, Nakagaki T, Fujisawa T. Effects of non-fermented and fermented soybean milk intake on faecal microbiota and faecal metabolites in humans. Int J Food Sci Nutr. 2012;63:402–410. doi: 10.3109/09637486.2011.630992. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  98. Rajkumar H, Mahmood N, Kumar M, Varikuti SR, Challa HR, Myakala SP. Effect of probiotic (VSL#3) and omega-3 on lipid profile, insulin sensitivity, inflammatory markers, and gut colonization in overweight adults: a randomized, controlled trial. Med Inflamm. 2014;2014:348959. doi: 10.1155/2014/348959. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  99. Liu JE, Zhang Y, Zhang J, Dong PL, Chen M, Duan ZP. Probiotic yogurt effects on intestinal flora of patients with chronic liver disease. Nurs Res. 2010;59:426–432. doi: 10.1097/NNR.0b013e3181fa4dc6. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  100. 100.Yoon H, Park YS, Lee DH, Seo J-G, Shin CM, Kim N. Effect of administering a multi-species probiotic mixture on the changes in fecal microbiota and symptoms of irritable bowel syndrome: a randomized, double-blind, placebo-controlled trial. J Clin Biochem Nutr. 2015;57:129–134. doi: 10.3164/jcbn.15-14. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  101. 101.del Campo R, Garriga M, PérezAragón A, Guallarte P, Lamas A, Máiz L, et al. Improvement of digestive health and reduction in proteobacterial populations in the gut microbiota of cystic fibrosis patients using a Lactobacillus reuteri probiotic preparation: a double blind prospective study. J Cyst Fibros. 2014;13:716–722. doi: 10.1016/j.jcf.2014.02.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  102. 102.Kwak DS, Jun DW, Seo JG, Chung WS, Park SE, Lee KN, et al. Short-term probiotic therapy alleviates small intestinal bacterial overgrowth, but does not improve intestinal permeability in chronic liver disease. Eur J Gastroenterol Hepatol. 2014;26:1353–1359. [PubMed] [Google Scholar]
  103. 103.Akatsu H, Iwabuchi N, Xiao J-Z, Matsuyama Z, Kurihara R, Okuda K, et al. Clinical effects of probiotic Bifidobacterium longum BB536 on immune function and intestinal microbiota in elderly patients receiving enteral tube feeding. JPEN J Parenter Enteral Nutr. 2013;37:631–640. doi: 10.1177/0148607112467819. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  104. 104.Collado MC, Surono IS, Meriluoto J, Salminen S. Potential probiotic characteristics of Lactobacillus and Enterococcus strains isolated from traditional dadih fermented milk against pathogen intestinal colonization. J Food Prot. 2007;70:700–705. doi: 10.4315/0362-028X-70.3.700. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  105. 105.Malinen E, Rinttilä T, Kajander K, Mättö J, Kassinen A, Krogius L, et al. Analysis of the fecal microbiota of irritable bowel syndrome patients and healthy controls with real-time PCR. Am J Gastroenterol. 2005;100:373–382. doi: 10.1111/j.1572-0241.2005.40312.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  106. 106.McFarland LV. Meta-analysis of probiotics for the prevention of traveler’s diarrhea. Travel Med Infect Dis. 2007;5:97–105. doi: 10.1016/j.tmaid.2005.10.003. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  107. 107.Pérez-Jiménez J, Neveu V, Vos F, Scalbert A. Identification of the 100 richest dietary sources of polyphenols: an application of the phenol-explorer database. Eur J Clin Nutr. 2010;64:S112–S120. doi: 10.1038/ejcn.2010.221. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  108. 108.Cuervo A, Valdés L, Salazar N, de los Reyes-Gavilán CG, Ruas-Madiedo P, Gueimonde M, et al. Pilot study of diet and microbiota: interactive associations of fibers and polyphenols with human intestinal bacteria. J Agric Food Chem. 2014;62:5330–5336. doi: 10.1021/jf501546a. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  109. 109.Vendrame S, Guglielmetti S, Riso P, Arioli S, Klimis-Zacas D, Porrini M. Six-week consumption of a wild blueberry powder drink increases bifidobacteria in the human gut. J Agric Food Chem. 2011;59:12815–12820. doi: 10.1021/jf2028686. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  110. 110.Queipo-Ortuno MI, Boto-Ordonez M, Murri M, Gomez-Zumaquero JM, Clemente-Postigo M, Estruch R, et al. Influence of red wine polyphenols and ethanol on the gut microbiota ecology and biochemical biomarkers. Am J Clin Nutr. 2012;95:1323–1334. doi: 10.3945/ajcn.111.027847. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  111. 111.Jin JS, Touyama M, Hisada T, Benno Y. Effects of green tea consumption on human fecal microbiota with special reference to Bifidobacterium species. Microbiol Immunol. 2012;56:729–739. doi: 10.1111/j.1348-0421.2012.00502.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  112. 112.Tzounis X, Rodriguez-Mateos A, Vulevic J, Gibson GR, Kwik-Uribe C, Spencer JPE. Prebiotic evaluation of cocoa-derived flavanols in healthy humans by using a randomized, controlled, double-blind, crossover intervention study. Am J Clin Nutr. 2011;93:62–72. doi: 10.3945/ajcn.110.000075. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  113. 113.Cueva C, Sánchez-Patán F, Monagas M, Walton GE, Gibson GR, Martín-Álvarez PJ, et al. In vitro fermentation of grape seed flavan-3-ol fractions by human faecal microbiota: changes in microbial groups and phenolic metabolites. FEMS Microbiol Ecol. 2013;83:792–805. doi: 10.1111/1574-6941.12037. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  114. 114.Bialonska D, Ramnani P, Kasimsetty SG, Muntha KR, Gibson GR, Ferreira D. The influence of pomegranate by-product and punicalagins on selected groups of human intestinal microbiota. Int J Food Microbiol. 2010;140:175–182. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2010.03.038. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  115. 115.Cuervo A, Hevia A, López P, Suárez A, Diaz C, Sánchez B, et al. Phenolic compounds from red wine and coffee are associated with specific intestinal microorganisms in allergic subjects. Food Funct. 2015. [PubMed]
  116. 116.Barroso E, VandeWiele T, Jiménez-Girón A, Muñoz-González I, Martín-Alvarez PJ, Moreno-Arribas MV, et al. Lactobacillus plantarum IFPL935 impacts colonic metabolism in a simulator of the human gut microbiota during feeding with red wine polyphenols. Appl Microbiol Biotechnol. 2014;98:6805–6815. doi: 10.1007/s00253-014-5744-1. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  117. 117.Martin FPJ, Montoliu I, Nagy K, Moco S, Collino S, Guy P, et al. Specific dietary preferences are linked to differing gut microbial metabolic activity in response to dark chocolate intake. J Proteom Res. 2012;11:6252–6263. doi: 10.1021/pr300915z. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  118. 118.Parkar SG, Stevenson DE, Skinner MA. The potential influence of fruit polyphenols on colonic microflora and human gut health. Int J Food Microbiol. 2008;124:295–298. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2008.03.017. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  119. 119.Lee HC, Jenner AM, Low CS, Lee YK. Effect of tea phenolics and their aromatic fecal bacterial metabolites on intestinal microbiota. Res Microbiol. 2006;157:876–884. doi: 10.1016/j.resmic.2006.07.004. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  120. 120.Druart C, Dewulf EM, Cani PD, Neyrinck AM, Thissen JP, Delzenne NM. Gut microbial metabolites of polyunsaturated fatty acids correlate with specific fecal bacteria and serum markers of metabolic syndrome in obese women. Lipids. 2014;49:397–402. doi: 10.1007/s11745-014-3881-z. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  121. 121.Sánchez-Patán F, Cueva C, Monagas M, Walton GE, Gibson MGR, Quintanilla-López JE, et al. In vitro fermentation of a red wine extract by human gut microbiota: changes in microbial groups and formation of phenolic metabolites. J Agric Food Chem. 2012;60:2136–2147. doi: 10.1021/jf2040115. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  122. 122.Tzounis X, Vulevic J, Kuhnle GGC, George T, Leonczak J, Gibson GR, et al. Flavanol monomer-induced changes to the human faecal microflora. Br J Nutr. 2008;99:782–792. doi: 10.1017/S0007114507853384. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  123. 123.Mitsuoka T. The effect of nutrition on intestinal flora. Nahrung. 1984;28:619–625. doi: 10.1002/food.19840280616. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  124. 124.Park JE, Seo JE, Lee JY, Kwon H. Distribution of seven N-nitrosamines in food. Toxicol Res. 2015;31:279–288. doi: 10.5487/TR.2015.31.3.279. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  125. 125.Sanz Y. Effects of a gluten-free diet on gut microbiota and immune function in healthy adult humans. Gut Microbes. 1:135–7. [PMC free article] [PubMed]
  126. 126.Bonder MJ, Tigchelaar EF, Cai X, Trynka G, Cenit MC, Hrdlickova B, et al. The influence of a short-term gluten-free diet on the human gut microbiome. Genome Med. 2016;8:45. Available from: http://genomemedicine.biomedcentral.com/articles/10.1186/s13073-016-0295-y. [PMC free article] [PubMed]
  127. 127.Wu GD, Compher C, Chen EZ, Smith SA, Shah RD, Bittinger K, et al. Comparative metabolomics in vegans and omnivores reveal constraints on diet-dependent gut microbiota metabolite production. Gut. 2014. [PMC free article] [PubMed]
  128. 128.Zimmer J, Lange B, Frick J-S, Sauer H, Zimmermann K, Schwiertz A, et al. A vegan or vegetarian diet substantially alters the human colonic faecal microbiota. Eur J Clin Nutr. 2012;66:53–60. doi: 10.1038/ejcn.2011.141. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  129. 129.Lopez-Legarrea P, Fuller NR, Zulet MA, Martinez JA, Caterson ID. The influence of Mediterranean, carbohydrate and high protein diets on gut microbiota composition in the treatment of obesity and associated inflammatory state. Asia Pac J Clin Nutr. 2014;23:360–368. [PubMed] [Google Scholar]
  130. 130.Furet JP, Kong LC, Tap J, Poitou C, Basdevant A, Bouillot JL, et al. Differential adaptation of human gut microbiota to bariatric surgery-induced weight loss: links with metabolic and low-grade inflammation markers. Diabetes. 2010;59:3049–3057. doi: 10.2337/db10-0253. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  131. 131.Clemente-Postigo M, Queipo-Ortuno MI, Murri M, Boto-Ordonez M, Perez-Martinez P, Andres-Lacueva C, et al. Endotoxin increase after fat overload is related to postprandial hypertriglyceridemia in morbidly obese patients. J Lipid Res. 2012;53:973–978. doi: 10.1194/jlr.P020909. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  132. 132.Koloverou E, Panagiotakos DB, Pitsavos C, Chrysohoou C, Georgousopoulou EN, Grekas A, et al. Adherence to Mediterranean diet and 10-year incidence (2002–2012) of diabetes: correlations with inflammatory and oxidative stress biomarkers in the ATTICA cohort study. Diabetes Metab Res Rev. 2016;32:73–81. doi: 10.1002/dmrr.2672. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  133. 133.Scher JU, Ubeda C, Artacho A, Attur M, Isaac S, Reddy SM, et al. Decreased bacterial diversity characterizes the altered gut microbiota in patients with psoriatic arthritis, resembling dysbiosis in inflammatory bowel disease. Arthritis Rheumatol. 2015;67:128–139. doi: 10.1002/art.38892. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  134. 134.Ridaura VK, Faith JJ, Rey FE, Cheng J, Duncan AE, Kau AL, et al. Gut Microbiota from twins discordant for obesity modulate metabolism in mice. Science. 2013;341:1241214. Available from: http://www.sciencemag.org/cgi/doi/10.1126/science.1241214. [PMC free article] [PubMed]
  135. 135.Hsiao EY, McBride SW, Hsien S, Sharon G, Hyde ER, McCue T, et al. Microbiota modulate behavioral and physiological abnormalities associated with neurodevelopmental disorders. Cell. 2013;155:1451–1463. doi: 10.1016/j.cell.2013.11.024. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  136. 136.Mangiola F, Ianiro G, Franceschi F, Fagiuoli S, Gasbarrini G, Gasbarrini A. Gut microbiota in autism and mood disorders. World J Gastroenterol. 2016;22:361–368. doi: 10.3748/wjg.v22.i1.361. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  137. 137.Haverson K, Rehakova Z, Sinkora J, Sver L, Bailey M. Immune development in jejunal mucosa after colonization with selected commensal gut bacteria: a study in germ-free pigs. Vet Immunol Immunopathol. 2007;119:243–253. doi: 10.1016/j.vetimm.2007.05.022. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  138. 138.Ivanov II, Atarashi K, Manel N, Brodie EL, Shima T, Karaoz U, et al. Induction of intestinal Th17 cells by segmented filamentous bacteria. Cell. 2009;139:485–498. doi: 10.1016/j.cell.2009.09.033. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  139. 139.Delcenserie V, Martel D, Lamoureux M, Amiot J, Boutin Y, Roy D. Immunomodulatory effects of probiotics in the intestinal tract. Curr Issues Mol Biol. 2008;10:37–54. [PubMed] [Google Scholar]
  140. 140.Kwon HK, Lee CG, So JS, Chae CS, Hwang JS, Sahoo A, et al. Generation of regulatory dendritic cells and CD4 + Foxp3 + T cells by probiotics administration suppresses immune disorders. Proc Natl Acad Sci USA. 2010;107:2159–2164. doi: 10.1073/pnas.0904055107. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  141. 141.Andrade MER, Araújo RS, de Barros PAV, Soares ADN, Abrantes FA, Generoso S, de Vasconcelos Generoso S, et al. The role of immunomodulators on intestinal barrier homeostasis in experimental models. Clin Nutr. 2015;34:1080–1087. doi: 10.1016/j.clnu.2015.01.012. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  142. 142.Tilg H, Moschen AR. Food, immunity, and the microbiome. Gastroenterology. 2015;148:1107–1119. doi: 10.1053/j.gastro.2014.12.036. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  143. 143.Arpaia N, Campbell C, Fan X, Dikiy S, van der Veeken J, DeRoos P, et al. Metabolites produced by commensal bacteria promote peripheral regulatory T-cell generation. Nature. 2013;504:451–455. doi: 10.1038/nature12726. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  144. 144.Furusawa Y, Obata Y, Fukuda S, Endo TA, Nakato G, Takahashi D, et al. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature. 2013;504:446–450. doi: 10.1038/nature12721. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  145. 145.Trompette A, Gollwitzer ES, Yadava K, Sichelstiel AK, Sprenger N, Ngom-Bru C, et al. Gut microbiota metabolism of dietary fiber influences allergic airway disease and hematopoiesis. Nat Med. 2014;20:159–166. doi: 10.1038/nm.3444. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  146. 146.Remely M, et al. Effects of short chain fatty acid producing bacteria on epigenetic regulation of FFAR3 in type 2 diabetes and obesity. Gene. 2014;537:85–92. doi: 10.1016/j.gene.2013.11.081. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  147. 147.Remely M, et al. Microbiota and epigenetic regulation of inflammatory mediators in type 2 diabetes and obesity. Benef Microbes. 2014;5:33–43. doi: 10.3920/BM2013.006. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  148. 148.Ley RE, Turnbaugh PJ, Klein S, Gordon JI. Microbial ecology: human gut microbes associated with obesity. Nature. 2006;444:1022–1023. doi: 10.1038/4441022a. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  149. 149.Karlsson F, Tremaroli V, Nielsen J, Bäckhed F. Assessing the human gut microbiota in metabolic diseases. Diabetes. 2013;62:3341–3349. doi: 10.2337/db13-0844. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  150. 150.Kumar H, et al. Gut microbiota as an epigenetic regulator: pilot study based on whole-genome methylation analysis. MBio. 2014;5:e02113–14. http://mbio.asm.org/content/5/6/e02113-14.short. [PMC free article] [PubMed]
  151. 151.Aller R, De Luis DA, Izaola O, Conde R, Gonzalez Sagrado M, Primo D, et al. Effect of a probiotic on liver aminotransferases in nonalcoholic fatty liver disease patients: a double blind randomized clinical trial. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 2011;15:1090–1095. [PubMed] [Google Scholar]
  152. 152.Nardone G, Compare D, Liguori E, Di Mauro V, Rocco A, Barone M, et al. Protective effects of Lactobacillus paracasei F19 in a rat model of oxidative and metabolic hepatic injury. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2010;299:G669–G676. doi: 10.1152/ajpgi.00188.2010. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  153. 153.Compare D, Coccoli P, Rocco A, Nardone OM, De Maria S, Cartenì M, et al. Gut–liver axis: The impact of gut microbiota on non alcoholic fatty liver disease. Nutr Metab Cardiovasc Dis. 2012;22:471–476. doi: 10.1016/j.numecd.2012.02.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  154. 154.Dao MC, Everard A, Aron-Wisnewsky J, Sokolovska N, Prifti E, Verger EO, et al. Akkermansia muciniphila and improved metabolic health during a dietary intervention in obesity: relationship with gut microbiome richness and ecology. Gut. 2015. [PubMed]
  155. 155.Bäckhed F, Manchester JK, Semenkovich CF, Gordon JI. Mechanisms underlying the resistance to diet-induced obesity in germ-free mice. Proc Natl Acad Sci USA. 2007;104:979–984. doi: 10.1073/pnas.0605374104. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  156. 156.Tian Z, Liu J, Liao M, Li W, Zou J, Han X, et al. Beneficial effects of fecal microbiota transplantation on ulcerative colitis in mice. Dig Dis Sci. 2016. [PubMed]
  157. 157.Padua D, Pothoulakis C. Novel approaches to treating Clostridium difficile-associated colitis. Expert Rev Gastroenterol Hepatol. 2016;10:193–204. [PMC free article] [PubMed]
  158. 158.Lee CH, Steiner T, Petrof EO, Smieja M, Roscoe D, Nematallah A, et al. Frozen vs fresh fecal microbiota transplantation and clinical resolution of diarrhea in patients with recurrent Clostridium difficile infection: a randomized clinical trial. JAMA. 2016;315:142–149. doi: 10.1001/jama.2015.18098. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  159. 159.Konturek PC, Haziri D, Brzozowski T, Hess T, Heyman S, Kwiecien S, et al. Emerging role of fecal microbiota therapy in the treatment of gastrointestinal and extra-gastrointestinal diseases. J Physiol Pharmacol. 2015;66:483–491. [PubMed] [Google Scholar]
  160. 160.Vrieze A, Van Nood E, Holleman F, Salojärvi J, Kootte RS, Bartelsman JFWM, et al. Transfer of intestinal microbiota from lean donors increases insulin sensitivity in individuals with metabolic syndrome. Gastroenterology. 2012;143:913. doi: 10.1053/j.gastro.2012.06.031. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  161. 161.Goodrich JK, et al. Human genetics shape the gut microbiome. Cell. 2014;159:789–799. doi: 10.1016/j.cell.2014.09.053. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  162. 162.West NR, Powrie F. Immunotherapy not working? check your microbiota. Cancer Cell. 2015;28:687–689. doi: 10.1016/j.ccell.2015.11.010. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  163. 163.Vétizou M, Pitt JM, Daillère R, Lepage P, Waldschmitt N, Flament C, et al. Anticancer immunotherapy by CTLA-4 blockade relies on the gut microbiota. Science. 2015;350:1079–1084. doi: 10.1126/science.aad1329. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  164. 164.von Schwartzenberg Jumpertz. R, Turnbaugh PJ. Siri, What should i eat? Cell. 2015;163:1051–1052. doi: 10.1016/j.cell.2015.11.012. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  165. 165.Siddharth J, Holway N, Parkinson SJ. A western diet ecological module identified from the “humanized” mouse microbiota predicts diet in adults and formula feeding in children. PLoS ONE. 2013;8:e83689. http://dx.plos.org/10.1371/journal.pone.0083689. [PMC free article] [PubMed]
  166. 166.Pinzone MR, Celesia BM, DiRosa M, Cacopardo B, Nunnari G. Microbial translocation in chronic liver diseases. Int J Microbiol. 2012;2012:694629. doi: 10.1155/2012/694629. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  167. 167.Schwiertz A, Taras D, Schäfer K, Beijer S, Bos NA, Donus C, et al. Microbiota and SCFA in lean and overweight healthy subjects. Obesity. 2010;18:190–195. doi: 10.1038/oby.2009.167. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  168. 168.Chen X, Fruehauf J, Goldsmith JD, Xu H, Katchar KK, Koon H-W, et al. Saccharomyces boulardii inhibits EGF receptor signaling and intestinal tumor growth in Apc(min) mice. Gastroenterology. 2009;137:914–923. doi: 10.1053/j.gastro.2009.05.050. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  169. 169.Venturi A, Gionchetti P, Rizzello F, Johansson R, Zucconi E, Brigidi P, et al. Impact on the composition of the faecal flora by a new probiotic preparation: preliminary data on maintenance treatment of patients with ulcerative colitis. Aliment Pharmacol Ther. 1999;13:1103–1108. doi: 10.1046/j.1365-2036.1999.00560.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  170. 170.Raisch J, Dalmasso G, Bonnet R, Barnich N, Bonnet M, Bringer M-A. How some commensal bacteria would exacerbate colorectal carcinogenesis? Méd Sci. 2016;32:175–182. [PubMed] [Google Scholar]
  171. 171.Lucke K. Prevalence of Bacteroides and Prevotella spp. in ulcerative colitis. J Med Microbiol. 2006;55:617–24. http://jmm.microbiologyresearch.org/content/journal/jmm/10.1099/jmm.0.46198-0. [PubMed]
  172. 172.Wexler HM. Bacteroides: the Good, the Bad, and the Nitty-Gritty. Clin Microbiol Rev. 2007;20:593–621. http://cmr.asm.org/cgi/doi/10.1128/CMR.00008-07. [PMC free article] [PubMed]
  173. 173.Prindiville T. Bacteroides fragilis enterotoxin gene sequences in patients with inflammatory bowel disease. Emerg. Infect Dis. 2000;6:171–4. http://www.cdc.gov/ncidod/eid/vol6no2/prindiville.htm. [PMC free article] [PubMed]
  174. 174.Rautio M, Eerola E, Väisänen-Tunkelrott M-L, Molitoris D, Lawson P, Collins MD, et al. Reclassification of Bacteroides putredinis (Weinberg et al., 1937) in a new genus alistipes gen. nov., as Alistipes putredinis comb. nov., and description of Alistipes finegoldii sp. nov., from human sources. Syst Appl Microbiol. 2003;26:182–188. doi: 10.1078/072320203322346029. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  175. 175.Baron EJ. Bilophila wadsworthia: a unique gram-negative anaerobic rod. Anaerobe. 1997;3:83–86. doi: 10.1006/anae.1997.0075. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  176. 176.Kamada N, Seo SU, Chen GY, Núñez G. Role of the gut microbiota in immunity and inflammatory disease. Nat Rev Immunol. 2013;13:321–35. http://www.nature.com/doifinder/10.1038/nri3430. [PubMed]
  177. 177.Baron S. Clostridium. Baron’s Med. microbiol. 4. Galveston: University of Texas Medical Branch; 1996. [Google Scholar]
  178. 178.Gaboriau-Routhiau V, Rakotobe S, Lécuyer E, Mulder I, Lan A, Bridonneau C, et al. The key role of segmented filamentous bacteria in the coordinated maturation of gut helper T cell responses. Immunity. 2009;31:677–689. doi: 10.1016/j.immuni.2009.08.020. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  179. 179.Eloe-Fadrosh EA, Brady A, Crabtree J, Drabek EF, Ma B, Mahurkar A, et al. Functional dynamics of the gut microbiome in elderly people during probiotic consumption. MBio. 2015;6:e00231. doi: 10.1128/mBio.00231-15. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  180. 180.Barcenilla A, Pryde SE, Martin JC, Duncan SH, Stewart CS, Henderson C, et al. Phylogenetic relationships of butyrate-producing bacteria from the human gut. Appl Environ Microbiol. 2000;66:1654–1661. doi: 10.1128/AEM.66.4.1654-1661.2000. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  181. 181.Schneider H, Simmering R, Hartmann L, Pforte H, Blaut M. Degradation of quercetin-3-glucoside in gnotobiotic rats associated with human intestinal bacteria. J Appl Microbiol. 2000;89:1027–1037. doi: 10.1046/j.1365-2672.2000.01209.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  182. 182.Fisher K, Phillips C. The ecology, epidemiology and virulence of Enterococcus. Microbiology. 2009;155:1749–1757. doi: 10.1099/mic.0.026385-0. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  183. 183.Miquel S, Martín R, Rossi O, Bermúdez-Humarán L, Chatel J, Sokol H, et al. Faecalibacterium prausnitzii and human intestinal health. Curr Opin Microbiol. 2013;16:255–261. doi: 10.1016/j.mib.2013.06.003. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  184. 184.Walters WA, Xu Z, Knight R. Meta-analyses of human gut microbes associated with obesity and IBD. FEBS Lett. 2014;588:4223–4233. doi: 10.1016/j.febslet.2014.09.039. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  185. 185.van Passel MWJ, Kant R, Zoetendal EG, Plugge CM, Derrien M, Malfatti SA, et al. The genome of Akkermansia muciniphila, a dedicated intestinal mucin degrader, and its use in exploring intestinal metagenomes. PLoS ONE. 2011;6:e16876. doi: 10.1371/journal.pone.0016876. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  186. 186.Rallabhandi P, Awomoyi A, Thomas KE, Phalipon A, Fujimoto Y, Fukase K, et al. Differential activation of human TLR4 by Escherichia coli and Shigella flexneri 2a lipopolysaccharide: combined effects of lipid A acylation state and TLR4 polymorphisms on signaling. J Immunol. 2008;180:1139–1147. doi: 10.4049/jimmunol.180.2.1139. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  187. 187.Todar K. Pathogenic E coli. Online textbook of bacteriology. Wisconsin: University of Wisconsin-Madison Deparment of Bacteriology; 2007. pp. 11–30. [Google Scholar]
  188. 188.Darfeuille-Michaud A, Boudeau J, Bulois P, Neut C, Glasser A-L, Barnich N, et al. High prevalence of adherent-invasive Escherichia coli associated with ileal mucosa in Crohn’s disease. Gastroenterology. 2004;127:412–421. doi: 10.1053/j.gastro.2004.04.061. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  189. 189.Kusters JG, van Vliet AHM, Kuipers EJ. Pathogenesis of Helicobacter pylori infection. Clin Microbiol Rev. 2006;19:449–490. doi: 10.1128/CMR.00054-05. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  190. 190.Chang AH, Parsonnet J. Role of bacteria in oncogenesis. Clin Microbiol Rev. 2010;23:837–857. doi: 10.1128/CMR.00012-10. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  191. 191.Patterson M. Streptococcus. In: Baron S, editor. Baron’s Med Microbiol. 4th ed. Galveston: University of Texas Medical Branch.
  192. 192.Del Chierico F, Vernocchi P, Dallapiccola B, Putignani L. Mediterranean diet and health: food effects on gut microbiota and disease control. Int J Mol Sci. 2014;15:11678–99. [PMC free article] [PubMed]
  193. 193.De Palma G, Nadal I, Collado MC, Sanz Y. Effects of a gluten-free diet on gut microbiota and immune function in healthy adult human subjects. Br J Nutr. 2009;102:1154. doi: 10.1017/S0007114509371767. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  194. 194.Lorenzo Pisarello MJ, Vintiñi EO, González SN, Pagani F, Medina MS. Decrease in lactobacilli in the intestinal microbiota of celiac children with a gluten-free diet, and selection of potentially probiotic strains. Can J Microbiol. 2015;61:32–37. doi: 10.1139/cjm-2014-0472. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  195. 195.Wacklin P, Laurikka P, Lindfors K, Collin P, Salmi T, Lähdeaho ML, et al. Altered duodenal microbiota composition in celiac disease patients suffering from persistent symptoms on a long-term gluten-free diet. Am J Gastroenterol. 2014;109:1933–1941. doi: 10.1038/ajg.2014.355. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

Комментарии


Комментариев пока нет

Пожалуйста, авторизуйтесь, чтобы оставить комментарий.
Я согласен(на) на обработку моих персональных данных. Подробнее
Пожалуйста, авторизуйтесь, чтобы оставить комментарий.

Авторизация
Введите Ваш логин или e-mail:

Пароль :
запомнить