Главная \ Новости и обзор литературы

Слизистый слой кишечника, микробиом и воспалительные заболевания кишечника

« Назад

30.09.2021 15:32

Слизистый слой кишечника, микробиом и ВЗК

Слизистый слой кишечника и микробиом

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Микробиота кишечника и факторы питания как модуляторы слоя слизи при воспалительном заболевании кишечника

Samuel Fernández-Tomé, et al.
Gut Microbiota and Dietary Factors as Modulators of the Mucus Layer in Inflammatory Bowel Disease
nt. J. Mol. Sci. 2021, 22(19), 10224

Резюме

Желудочно-кишечный тракт оптимизирован для эффективного поглощения питательных веществ и обеспечивает надежный барьер против различных соединений окружающей среды. Различные регуляторные механизмы совместно взаимодействуют для поддержания гомеостаза кишечника, но изменения в этих механизмах приводят к дисфункциональному желудочно-кишечному барьеру и связаны с несколькими воспалительными состояниями, обычно обнаруживаемыми при хронических патологиях, таких как воспалительное заболевание кишечника (ВЗК). Слизь желудочно-кишечного тракта, в основном состоящая из гликопротеинов муцина, покрывает эпителий и играет важную роль в пищеварительной и барьерной функциях. Однако регулирование муцинов очень динамично и до сих пор плохо изучено. В этом обзоре представлены некоторые аспекты, касающиеся роли слизи в здоровье кишечника и ее изменений при ВЗК. Кроме того, рассматривается влияние кишечной микробиоты и пищевых соединений как факторов окружающей среды, модулирующих слизистый слой. На сегодняшний день исследования доказали влияние трехстороннего взаимодействия между микробиомом, диетой и слоем слизи на кишечный барьер, иммунную систему хозяина и ВЗК. В этом обзоре подчеркивается необходимость устранения текущих ограничений по этой теме, особенно в отношении дизайна надежных испытаний на людях, и подчеркивается потенциальная заинтересованность в улучшении нашего понимания регуляции кишечного слизистого барьера при ВЗК.

1. Введение

Воспалительное заболевание кишечника (ВЗК) - это глобальное заболевание, связанное с западными и недавно вестернизированными странами [1]. Возникновение этого заболевания произошло параллельно с промышленной революцией 1800-х годов [2]. Поскольку эта патология является хроническим заболеванием, диагностированным в раннем возрасте, распространенность этой патологии высока и со временем увеличивается. В 2017 г. распространенность ВЗК составляла 84 на 100 000 населения [3], и, по оценкам, она будет продолжать расти в следующем поколении, затрагивая десятки миллионов людей во всем мире [4]. Следовательно, стоимость этого заболевания для систем здравоохранения значительна и будет неуклонно расти в будущем [4,5].

Происхождение и причины ВЗК остаются неизвестными. Это иммуноопосредованное воспалительное заболевание, и его основными причинными факторами могут быть генетические, иммунные и экологические, такие как микробиом кишечника и диета. Исследования широкой ассоциации генома выявили около 200 локусов генов при ВЗК, из которых более 50% также связаны с другими воспалительными и аутоиммунными заболеваниями [6]. Воздействие условий окружающей среды влияет на состав микробиома, и последующий дисбиоз (изменения здоровой микробиоты) в желудочно-кишечном тракте может вызвать воспалительные реакции [7,8].

ВЗК - это общий термин, охватывающий язвенный колит (ЯК) и болезнь Крона (БК). ЯК ограничивается толстой кишкой и представляет собой поверхностное воспаление слизистой оболочки, которое может привести к изъязвлениям и кровотечению. БК может поражать любую часть пищеварительного тракта и вызывать трансмуральное воспаление и такие осложнения, как фистулы или абсцессы [9]; кроме того, ВЗК ассоциируется с другими внекишечными патологиями, такими как артрит и кожные заболевания, которые ухудшают качество жизни этих пациентов. Оба подтипа ВЗК представляют собой периоды воспаления и покоя [10]. Что касается терапевтических подходов к ВЗК, за последние годы было разработано несколько лекарств, включая биопрепараты, которые нацелены на различные молекулы, участвующие в патогенезе ВЗК [11,12]. Однако реакция на лечение сильно различается [13,14], и, поскольку лекарства от этого заболевания нет, терапевтическая цель состоит в том, чтобы поддерживать ремиссию пациентов. Соответственно, для улучшения лечения этих пациентов необходимо более глубокое понимание болезни.

В этом обзоре мы сосредоточимся на кишечном барьере при ВЗК с особым акцентом на роли слизистого слоя в здоровье кишечника и его изменениях при этом заболевании. Кроме того, суммировано влияние микробиоты кишечника и пищевых соединений как факторов модуляции слизи и их сложное взаимодействие со слизистым барьером при ВЗК. Данные были получены из статей, опубликованных на английском языке в журналах, индексируемых в PubMed и Web of Science, с момента создания до августа 2021 года и получены с использованием поисковых запросов, таких как: (I) кишечный барьер и гомеоста кишечника; (II) слизистый слой, муцины и ВЗК; (III) модуляция иммунной системы и воспаления слизистых оболочек; (IV) кишечная микробиота, пробиотики и ВЗК; (V) диетические соединения, пищевые биологически активные вещества и ВЗК.

2. Кишечный барьер

Кишечный барьер

Барьер слизистой оболочки кишечника обеспечивает адекватное сдерживание микроорганизмов и молекул, сохраняя способность поглощать питательные вещества [15]. Слизистая оболочка кишечника покрыта монослоем кишечных эпителиальных клеток (IECs), разделяющих внешнюю среду и субэпителий [16]. Изменения в этом слизистом барьере могут привести к ВЗК, что подчеркивает его важную роль в поддержании здоровой среды кишечника [17]. Ключевым регулятором, уравновешивающим эти отношения, является слой слизи кишечного тракта, состоящий из секретируемого геля слизи, который покрывает поверхность эпителия и подлежащую иммунную систему слизистой оболочки. Следовательно, слизистая оболочка кишечника защищена двумя типами барьеров: химическим и физическим. Химические барьеры участвуют в сегрегации IECs и микробиоты кишечника [18]. IECs происходят из стволовых клеток в кишечных криптах, которые реплицируются и мигрируют к ворсинкам, чтобы восполнить активный оборот эпителия [15]. Функционально секреторные IECs, такие как бокаловидные клетки и клетки Панета, специализируются на поддержании функции эпителиального барьера [19]. Клетки Панета участвуют в производстве химических барьеров, таких как антимикробные пептиды, в тонком кишечнике [20], в то время как бокаловидные клетки секретируют муцины. Муцины и антимикробные пептиды важны как для физических, так и для биохимических барьеров. Различные функции IECs приводят к созданию динамического барьера, который защищает хозяина от инфекций и воспалительных стимулов [19]. IECs действуют как сенсоры для микробных элементов и могут интегрировать сигналы от комменсальных бактерий в антимикробные и иммунные регуляторные реакции [21]. Эти функции становятся возможными благодаря экспрессии рецепторов распознавания образов, которые действуют как сенсоры микробной среды и являются ключевыми регулирующими элементами в иммунных ответах слизистых оболочек [19].

Гомеостаз слизистой оболочки является жизненно важным признаком иммунной системы кишечника [22]. Одним из критических факторов развития ВЗК является неспособность поддерживать адекватный баланс между ответом на патогены и толерантностью к комменсальным микроорганизмам и полезным антигенам просвета [23,24]. В условиях дисфункции кишечного барьера, как это происходит при ВЗК, гомеостатическое равновесие теряется [25,26]. ВЗК связано с повышенной проницаемостью кишечника и связанным с этим дисбалансом иммунного ответа, что приводит к увеличению набора циркулирующих клеток и секреции провоспалительных медиаторов [15,27]. Следовательно, такие факторы, как иммунная система, генетика и факторы окружающей среды, влияют на барьерную функцию желудочно-кишечного тракта и, таким образом, участвуют в «интегроме ВЗК» [28].

2.1. Слой слизи

Тонкая кишка имеет единственный слой слизи, который облегчает прохождение питательных веществ, в то время как толстая кишка покрыта более толстым барьером. Однако в толстой кишке слизистый слой действует как физический барьер, поддерживающий симбиоз бактерий с хозяином и предотвращающий бактериальную инфильтрацию в эпителий [16,18]. Таким образом, эпителий толстой кишки покрыт двумя слоями слизи: внешним рыхлым слоем и внутренней плотной слизью, прикрепленной к эпителию [29,30]. Основными компонентами слизистого барьера желудочно-кишечного тракта являются О-связанные гликопротеины, называемые муцинами. Они представляют собой плотно упакованные олигосахариды, которые связываются со своими концевыми участками сиаловой кислоты и сульфатными остатками, защищающими муцины от протеаз и гликозидаз [31]. Муцины продуцируются бокаловидными клетками кишечного эпителия [32]. Экзоцитоз слизи бокаловидных клеток зависит от нескольких клеточных процессов, которые модулируют секрецию муцина, включая эндоцитоз и аутофагию [32].

У людей 18 муцинов слизи подразделяются на два типа: трансмембранные и секретируемые муцины. Центральные домены муцина состоят из остатков пролина, треонина и серина (PTS), работающих как сайты присоединения для O-связанных гликанов посредством ковалентного связывания N-ацетилгалактозамина с остатками серина или треонина [16]. Секретируемый муцин MUC2 является основным гликопротеином кишечной слизи. MUC2 имеет N-концевой домен, два PTS-домена и C-концевой домен. N-концевой домен MUC2 содержит 3 полных домена фактора фон Виллебранда (D1-3) и C-концевую область домена D4. Остатки цистеина в N- и C-концевых доменах способствуют образованию меж- и внутримолекулярных дисульфидных связей, ответственных за полимеризацию муцина [33].

Полипептид MUC2 синтезируется и димеризуется в эндоплазматическом ретикулуме (ER) кишечных клеток. Затем остатки треонина и серина гликозилируются в цис-Гольджи, и образование тримеров происходит в транс-Гольджи до того, как MUC2 упаковывается в секреторные гранулы (см.: Cis / Trans Golgi). MUC2 состоит из гетерогенных гликановых цепей [16], которые позволяют тримерам MUC2 образовывать полимеры, создающие сети слизи на поверхности клетки [31,34]. Полимеры MUC2 подвергаются быстрой экспансии на поверхности кишечного эпителия для поддержания слизистого барьера во время гомеостаза; это расширение зависит от ионного состава и наличия воды. Полимеры могут увеличиваться в объеме до 1000 раз, образуя каркас слизистого геля [35].

С другой стороны, кишечные трансмембранные муцины (MUC1, MUC3, MUC4 и MUC13) интеркалируются на апикальной поверхности кишечного эпителия, образуя слой гликокаликса [32]. В отличие от стерильного внутреннего слоя слизи, внешний слой слизи богат кишечными бактериями [29]. Эти бактерии используют пищевые волокна в качестве источника энергии; однако при диете без клетчатки они потребляют полисахариды MUC2, что приводит к более тонкому внутреннему слою слизи и дисбиозу [36], а также к проникновению бактерий в собственную пластинку, что способствует развитию ВЗК [18].

2.2. Слой слизи при воспалительных заболеваниях

Стабильность слизистого слоя имеет решающее значение для гомеостаза кишечника, в котором MUC2 секретируется с базовой скоростью. На эту секрецию могут влиять такие медиаторы, как цитокины, микробные продукты, аутофагические белки, активные формы кислорода и компоненты инфламмасомы [37,38]. Комменсальные и патогенные бактерии могут регулировать выработку муцина [28]. В тонком кишечнике непрерывная базальная секреция слизи создает поток в просвет, который вместе с антибактериальными агентами удерживает микроорганизмы вдали от поверхности эпителия. Антибактериальные агенты секретируются клетками Панета и энтероцитами дна крипт. С другой стороны, в толстой кишке внутренний слой слизи является первой линией защиты от бактерий [39].

Слой слизи является естественной и селективной средой обитания для кишечной микробиоты [40], которая, в свою очередь, влияет на состав слизи и может способствовать секреции слизи и увеличению толщины слоя слизи [41]. Следовательно, микробиота кишечника влияет на функцию слоя слизи, возможно, через определенные бактерии, которые формируют гликановый профиль слизи, хотя молекулярные детали остаются не полностью идентифицированными [42].

Существует большое количество энтеропатогенов, у которых развились механизмы проникновения через слизистый барьер. Большинство из них продуцируют сериновые протеазы, которые расщепляют гликопротеины, такие как муцины [43]. Более того, цитокины участвуют в воспалительной реакции и регулируют многие клеточные и молекулярные процессы, включая выработку слизи. В связи с этим TNF-α и IL-1β, которые участвуют в воспалительных заболеваниях, стимулируют гелеобразующие муцины [43]. Цитокины Th2 участвуют в экспрессии гена муцина, регулируя MUC2 и MUC5AC путем связывания с рецептором IL-4. Стресс эндоплазматического ретикулума в бокаловидных клетках продуцирует незрелые муцины, которые вызывают воспаление [44,45], тогда как было обнаружено, что IL-10 ингибирует стресс эндоплазматического ретикулума и способствует выработке кишечной слизи [43,46].

Мыши с нокаутом MUC2 демонстрируют колонизацию эпителия кишечника кишечными патогенами [47, 48]. Эти результаты показывают, что основная функция слизи - защита кишечника от микробов. Связывание с олигосахаридными цепями муцина, вероятно, способствует иммобилизации бактерий и предотвращает повреждение ими кишечного эпителия. MUC2 также играет иммунную роль; бокаловидные клетки тонкого кишечника обеспечивают пассаж растворимых люминальных антигенов путем трансцитоза. Эти низкомолекулярные антигены доставляются к лежащим в основе CD103+ дендритным клеткам и могут способствовать выработке IgA и росту регуляторных Т-клеток, тем самым управляя гомеостазом и толерантностью кишечника [49]. Комменсальная микробиота, связанная со слизью, предотвращает колонизацию патогенами. В связи с этим, когда антибиотики нарушают микробиоту кишечника, открываются ниши, способствующие развитию болезни. Микробиота кишечника также расщепляет короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs), включая ацетат, пропионат и бутират [50]. Поскольку бутират регулирует продукцию MUC2, микробиота также участвует в гомеостазе защитного слоя слизи [51].

Состав муцина изменяется при ВЗК, и структурные изменения муцина играют важную роль в возникновении ВЗК [52,53]. Фактически, изменения слизистого барьера и муцинов наблюдаются в начале ВЗК; патология бокаловидных клеток является отличительной чертой ЯК и БК [43]. Недавно было обнаружено, что уменьшение слизистого слоя при ЯК связано с уменьшением количества и секреторной функции бокаловидных клеток из-за воспалительной среды и из-за изменений секреции муцина, которые сохраняются в отсутствие воспалительных клеток [54].

Слой слизи при ЯК тоньше, чем в здоровой толстой кишке, при этом также может наблюдаться истощение бокаловидных клеток и измененное гликозилирование MUC2; кроме того, MUC2 недосульфатирован, что ослабляет защитную функцию муцина [55,56,57]. Несмотря на эти результаты, паттерн экспрессии MUC2 при ЯК не ясен. Напротив, MUC5AC постоянно увеличивается во время воспаления при ЯК [58,59], а его пониженная экспрессия связана с эндоскопическим улучшением у этих пациентов [60]. У мышей Muc5ac−/− (дефицитных по Muc5ac - ред.) с DSS-колитом наблюдается усиление бактериально-эпителиального контакта и рекрутирование нейтрофилов в толстую кишку, поэтому потеря Muc5ac может усугубить повреждение и воспаление при экспериментальном колите у мышей [61]. Это исследование также показало значительное увеличение экспрессии MUC5AC / Muc5ac во время воспаления толстой кишки в биоптатах от пациентов с ЯК и мышей c DSS-колитом [61].

Напротив, толщина слизи нормальная или больше нормы при БК, возможно, из-за гиперплазии бокаловидных клеток или повышенной экспрессии MUC2, хотя и со снижением длины олигосахаридной цепи на 50% [62]. Следовательно, в основе сложной патологии ВЗК лежат несколько изменений слизистого барьера.

3. Микробиота кишечника и слой слизи при ВЗК

Микробиом играет ключевую роль в развитии иммунных реакций слизистой оболочки, устойчивости к патогенам и метаболизме питательных веществ. Этот факт частично обусловлен взаимодействием микробиоты с компонентами слоя слизи и IECs под ним после распада слизи. Таким образом, внешний проницаемый слой слизи является естественной средой обитания для многих комменсалов, поскольку они используют открытые гликанные муцины как для питательной поддержки, так и в качестве мест прикрепления бактериальных адгезинов [63]. Бактерии вырабатывают ферменты, связанные с перевариванием различных гликанов из слизи и клетчатки из рациона хозяина. Хотя переваривание слизи способствует ее физиологическому обороту и симбиотическому диалогу между хозяином и комменсалами, такими как Akkermansia muciniphila, чрезмерная деградация может быть связана с вредными последствиями из-за воздействия на эпителий люминальных патогенов [23,36].

На кишечный барьер, противомикробные и иммуномодулирующие функции влияют несколько представителей микробиоты кишечника, как недавно было доказано в исследованиях с клеточными моделями эпителиального и слизистого слоев [64,65]. Некоторые комменсалы, пробиотики, в частности штаммы лактобактерий и бифидобактерий, и смеси пробиотиков доказали модулирующее слизь действие не только на животных моделях ВЗК, но и на гнотобиотических животных, а также на животных моделях ожирения, недоедания и старения, вызванных диетой (таблица 1). В этом отношении Lactobacillus rhamnosus CNCM I-3690 индуцирует усиление кишечного барьера против химически индуцированного колита с эффектами, аналогичными тем, которые демонстрирует хорошо известный полезный человеческий комменсал Faecalibacterium prauznitzii A2-165 [66]. Бактерия F. prausnitzii является физиологическим датчиком здоровья кишечника и оказывает дополнительное действие с Bacteroides thetaiotaomicron в качестве потребителя ацетата и продуцента бутирата, чтобы сбалансировать слизистый барьер, изменяя дифференцировку бокаловидных клеток, экспрессию гена муцина и гликозилирование [67]. Согласно проекту «Микробиом человека», бактерия Bifidobacterium dentium, как и другие штаммы Bifidobacterium, является признанным членом кишечной микробиоты здорового младенца и взрослого человека [68], и ее положительное влияние на сохранение функции слизистого слоя было доказано на мышах-гнотобиотах [69].

Таблица 1. Резюме исследований, оценивающих на моделях животных влияние кишечных бактерий на слизистый слой.

Бактериальный
штамм
Животная модель
Экспериментальное введение
Период
Результаты и механизмы действия
Ref.
Lactobacillus
rhamnosus CNCM I-3690
and 
L. paracasei CNCM I-3689
DNBS-индуцированный колит у мышей C57BL/6J
Внутрижелудочное введение 1×109 КОЕ/мл
10 дней
Восстановление индуцированного увеличения проницаемости толстой кишки L. rhamnosus CNCM I-3690, но не L. paracasei CNCM I-3689.
Укрепление кишечного барьера путем модуляции экспрессии белков плотного соединения эпителия и снижения уровней цитокинов IL-4, IL-6 и IFN-γ в толстой кишке.
[66]
Lactobacillus
rhamnosus CNCM I-3690
DNBS-индуцированный колит у мышей C57BL/6J
Внутрижелудочное введение 5×109 КОЕ/мл
10 дней
Улучшение макроскопических показателей толстой кишки, уровней цитокинов толстой кишки, активности миелопероксидазы толстой и подвздошной кишки и проницаемости кишечника.
Увеличение содержания кислых и нейтральных мукополисахаридов в бокаловидных клетках и окрашивание MUC2 в слое слизи.
Индукция противовоспалительной реакции в селезенке и брыжеечных лимфатических узлах.
Регуляция генов, участвующих в здоровье кишечника и защитных функциях от проницаемости, анализируется с помощью анализа транскриптома толстой кишки.
[73]
Lactobacillus
reuteri R2LC
and 
Lactobacillus
reuteri 4659
DSS-индуцированный колит у мышей C57BL/6J
Пероральный зонд с 1×108 живыми бактериями
14 дней
Снижение клинических и гистологических показателей тяжести колита.
Снижение уровня провоспалительных маркеров миелопероксидазы, IL-1β, IL-6 и хемоаттрактанта кератиноцитов мыши.
Индукция толщины адгезивной слизи и экспрессии белков плотного соединения окклюдина и ZO-1 в криптах толстой кишки.
[74]
Bacillus
subtilis JNFE0126
DSS-индуцированный колит у мышей C57BL/6J
B. subtilis-ферментированный молочный зонд (6×108 КОЕ/мл)
21 дней
Профилактика и облегчение последствий воспаления кишечника как на активной, так и на восстановительной фазах.
Снижение индекса активности заболевания и патологических изменений в тонкой и толстой кишке.
Улучшение нейтрофильной инфильтрации и провоспалительных цитокинов слизистой оболочки.
Стимулирование пролиферации стволовых клеток кишечника (lgr5), эпителиальных клеток (CDx2) и слизистого барьера (муцин 2, Zo-1, Виллин).
Увеличение разнообразия микробиоты и восстановление баланса кишечника.
[75]
Escherichia coli
strain Nissle 1917
DSS-индуцированный колит у мышей BALB/c
Внутрижелудочное введение 1×109 КОЕ/мл
17 дней
Защита от индуцированного клинического и гистопатологического колита и сохранение проницаемости кишечника.
Уменьшение инфильтрации слизистой оболочки нейтрофилами и эозинофилами, активности миелопероксидазы и уровней IL-1β и CXCL1/KC.
Экспансия регуляторных Т-клеток в патчах Пейера
[76]
Bifidobacterium
longum NCC 2705
Ожирение, вызванное диетой в западном стиле, у мышей C57BL/6J
Добавление в питьевую воду 2×106 КОЕ/мл
4 недели
Изменение состава микробиоты кишечника с потерей таксонов бифидобактерий и снижением скорости роста и более высокой проницаемостью слизи толстой кишки при диете в западном стиле.
Профилактика дефектов роста слизи в группе с добавлением пробиотиков.
[77]
Bifidobacterium
dentium ATCC 27678
Мыши без микробов Swiss Webster
Пероральный прием с 2×108 КОЕ/мл
1–2 недели
Микробная колонизация слизистого слоя толстой кишки у гнотобиотических мышей.
Увеличение количества заполненных бокаловидных клеток кишечника и модуляция гликозилирования слизи.
Стимулирование созревания и функции клеток за счет увеличения экспрессии Muc2, семейства Krüppel-подобных факторов 4 (Klf4), резистин-подобной молекулы-β (Relm-β) и фактора трилистника 3 (Tff3) без соответствующих изменений в муцин-модулирующих цитокинах.
[69]
Lactobacillus
reuteri LR6
Белковая и энергетическая недостаточность у швейцарских мышей Swiss
Диета с ферментированным продуктом или бактериальной суспензией из расчета 1×109 КОЕ/день
1 неделя
Укрепление здоровья кишечника.
Расширение неповрежденной морфологии крипт толстой кишки и собственной пластинки, нормальных бокаловидных клеток, при одновременном уменьшении воспаления в толстой кишке и селезенке и отсутствии фиброза.
Стимуляция секреторных IgA+ клеток и количество фагоцитарных макрофагов и дендритных клеток, полученных из костного мозга.
[78]
Akkermansia
muciniphila 
MucT BAA-835
Ускоренное старение Ercc1-/Δ7
Пероральный прием с 2×108 КОЕ/200 мкл
10 недель
Увеличение толщины слизистой оболочки толстой кишки.
Снижение экспрессии генов толстой кишки и подвздошной кишки, связанных с воспалением, иммунными и метаболическими функциями.
Более низкое присутствие В−клеток в толстой кишке, снижение частоты активированных CD80+CD273-В-клеток в патчах Пейера и моноцитов Ly6Cint в селезенке и брыжеечных лимфатических узлах.
Экспансия зрелых и незрелых В-клеток в костном мозге и перитонеальных макрофагах.
[71]
Пробиотическая
смесь VSL#3
DSS-индуцированный колит у мышей Muc2−/−
Пероральный прием с 2,25×109 КОЕ/сут
2 недели
Улучшение нарушенного кишечного барьера без значительной защиты от прогрессирования колита.
Ослабление базальных уровней провоспалительных цитокинов и индуцированная продукция врожденных цитокинов и активных форм кислорода.
Усиление факторов роста регенерации тканей, антимикробных пептидов и обилия бактериальных комменсалов кишечника.
Увеличение производства SCFAs, в основном ацетата.
[79]
Пробиотическая
смесь VSL#3
DSS-индуцированный колит у мышей C57BL/6J
Пероральный зонд с 3×109 живыми бактериями
60 дней
Противовоспалительный эффект со снижением показателей индекса активности заболевания, индекса гистологической активности и активности миелопероксидазы.
Снижение уровней IgM, IgG и IgA в слизи толстой кишки и количества Т-фолликулярных хелперных клеток в брыжеечных лимфатических узлах.
[80]
Lactobacillus
johnsonii IDCC9203, 
Lactobacillus
plantarum IDCC3501 and 
Bifidobacterium animalis 
subsp. lactis 
IDCC4301 (ID-JPL934 пробиотическая смесь)
DSS-индуцированный колит у мышей BALB/c
Пероральный прием с пробиотической смесью (1×106 - 1×109 КОЕ/день)
8 дней
Дозозависимое уменьшение симптомов колита, включая потерю массы тела, диарею и кровавые фекалии, а также сокращение длины толстой кишки.
Аналогично действию сульфасалазина в дозе 500 мг на кг в день.
Подавление инфильтрации иммунных клеток в слизистую оболочку и подслизистую оболочку, повреждения крипт, экспрессии провоспалительных TNFa, IL-1β и IL-6.
Восстановление гистологии физиологических эпителиальных клеток и бокаловидных клеток.
[81]
Lactobacillus rhamnosus,
L. acidophilus
and
Bifidobacterium bifidumi
Ожирение у швейцарских мышей Swiss, вызванное диетой с высоким содержанием жиров
Пероральный зонд со смесью пробиотиков (6×108 КОЕ каждого штамма; конечная концентрация 1,8×109 КОЕ бактерий)
5 недель
Индукция изменений микробиоты кишечника, проницаемости кишечника, транслокации LPS и системного воспаления низкой степени выраженности, устраняемых пробиотической смесью.
Одобрение толерантности к глюкозе, гиперфагического поведения, гипоталамической резистентности к инсулину и лептину.
[82]

DNBS: динитробензолсульфоновая кислота; DSS: декстрансульфат натрия; КОЕ: колониеобразующие единицы; SCFAs: короткоцепочечные жирные кислоты; LPS: липополисахарид.

Присутствие A. muciniphila в слое слизи - еще один механизм контроля оборота слизи хозяина, который важен для барьерной функции кишечника. Несмотря на то, что A. muciniphila известна как бактерия, разлагающая муцин, у мышей с высоким содержанием жира, получавших эту бактерию, наблюдается повышенное количество бокаловидных клеток и секреция антимикробных пептидов и ацилглицеринов, участвующих в гомеостазе кишечника и глюкозы [70]. A. muciniphila также восстанавливает связанную со старением тонкость слизи толстой кишки и изменения воспалительных и иммунных медиаторов [71]. Помимо данных, полученных на мышиных моделях, численность этой бактерии обратно пропорциональна ожирению и диабету 2 типа у людей, тем самым предполагая физиологическую роль этого колонизатора слизи в регуляции хронических метаболических и воспалительных нарушений [70,72].

Помимо самих бактерий, некоторые микробные компоненты / метаболиты, такие как патоген-ассоциированные молекулярные структуры (PAMPs) и SCFAs, а также бактериальные метаболиты пищевых волокон, также могут действовать на слизистый барьер [39,83]. Например, это случай специфических внешних белков из A. muciniphila [72] или полисахарида A из Bacteroides fragilis [84], которые воспринимаются Toll-подобными рецепторами и в конечном итоге влияют на иммунитет хозяина. SCFAs, помимо своей роли в качестве источника энергии для эпителия и индукторов иммунной толерантности через Т-регуляторные клетки, способны стимулировать как выделение кишечных муцинов, так и экспрессию гена MUC2 [85]. Более того, было высказано предположение, что благотворное влияние лечения Escherichia coli Nissle 1917 на химически индуцированный колит (таблица 1) может быть перенесено на мышей, свободных от микробов, но в меньшей степени, посредством трансплантации фекальной микробиоты после колонизации слизистой оболочки и восстановления воспалительной реакции [76].

Нарушение барьерной функции в ответ на ВЗК или стрессоры слизистой оболочки, такие как нестероидные противовоспалительные препараты, было рассмотрено в связи с активностью микробных видов на проницаемость кишечника человека [86]. Различные пробиотики, в частности комбинация агентов, таких как пробиотическая смесь VSL#3, которая показала благотворное влияние на колит мышей (таблица 1), были оценены у людей в ходе плацебо-контролируемых испытаний. Поучит - одно из заболеваний кишечника, проявляющееся повышенной проницаемостью слизистой оболочки. Кокрановский систематический обзор показал, что специфическая рецептура VSL#3 превосходила плацебо в поддержании клинической ремиссии поучита через 9-12 месяцев наблюдения, но ни Lactobacillus GG, ни Bifidobacterium longum не привели к клиническим улучшениям через 12 недель и 6 месяцев соответственно [87]. Однако доказательства по этой теме, полученные в ходе рандомизированных клинических испытаний, все еще имеют некоторые методологические ограничения и не подтверждаются высококачественными клиническими исследованиями [88,89]; следовательно, необходимы дальнейшие исследования.

4. Диетические соединения и слизистый слой при ВЗК

При оценке сложных взаимоотношений между хозяином, микробиотой и слоем слизи необходимо учитывать диетические факторы. Режимы питания и определенные продукты питания или питательные вещества могут прямо или косвенно влиять на кишечный барьер, формируя виды микробов, которые, как известно, влияют на защиту слизистой оболочки и воспалительные процессы [90]. Следовательно, западная диета и воспаление слабой степени являются взаимосвязанными факторами, связанными с растущим числом иммуноопосредованных воспалительных заболеваний, таких как ВЗК [91].

Диета в основном состоит из макроэлементов, включая белки, липиды и углеводы, а также микроэлементов, таких как витамины и минералы. Некоторые диетические факторы могут увеличивать кишечную проницаемость и, следовательно, способствовать дисфункции барьера при ВЗК, в то время как другие могут усиливать кишечный барьер [86]. Влияние различных пищевых соединений на слизистый барьер оценивалось на животных моделях, как на моделях здоровья, так и на ВЗК-подобных моделях (результаты суммированы в таблице 2). Общие белки и специфические белковые гидролизаты и биоактивные пептиды как из животных, так и из растительных источников могут влиять на желудочно-кишечный барьер, защищая от экспериментального ВЗК, путем модуляции уровней слизи и компонентов IECs, про/противовоспалительных маркеров, антиоксидантных ферментов, иммунных медиаторов и сообществ микробиоты [92]. Однако, независимо от источников белка, сообщалось о нарушении работы кишечных крипт, количества бокаловидных клеток и экспрессии белка и гена Muc2 у мышей, которых кормили диетой с высоким содержанием жиров [93].

Табл. 2. Диетические соединения и слизистый слой при ВЗК

Пищевая группа / Соединения
Модель Животного
Экспериментальное вмешательство
Период
Результаты и механизмы действия
Ref.
Белки
Общее количество белков
Взрослые свиньи откорма
Три группы исследования (16%, нормальная концентрация диетического белка; 13%, низкая концентрация диетического белка; 10%, чрезвычайно низкая концентрация диетического белка)
50 дней
Снижение бактериального богатства подвздошной кишки, уровней кишечных SCFAs и биогенных аминов при снижении концентрации белка.
Ингибирование пролиферации стволовых клеток, снижение экспрессии биомаркеров клеток кишечника (LGR5 и Bmi1) и изменение сообщества кишечных бактерий и морфологии подвздошной кишки в группе 10% белка.
Улучшение бактериального сообщества подвздошной кишки и толстой кишки и усиление белков плотного соединения (окклюдин и клаудин) и барьерной функции подвздошной кишки в группе 13% белков.
[94]
Общее количество белков
Выращивание свиней
Три группы исследования (18%, нормальная концентрация диетического белка; 15%, низкая концентрация диетического белка; 12%, чрезвычайно низкая концентрация диетического белка)
30 дней
Снижение уровня большинства бактериальных метаболитов с уменьшением концентрации белка.
Снижение барьерной функции подвздошной кишки и белков плотного соединения (окклюдин, zo-3, клаудин-3 и клаудин-7) в группе белков 12%.
Дефицит в развитии кишечных ворсинок и крипт и повышенная проницаемость кишечного LPS в группах с низким содержанием белка.
Повышение богатства подвздошной кишки, бактериального разнообразия и экспрессии стволовых клеток кишечника (Lgr5) в группе 15% белка.
[95]
Куриные и соевые белки
Мыши C57BL/6
Диеты на основе куриного или соевого белка
4 недели
Увеличение толщины слоя слизи толстой кишки, количества бокаловидных клеток, экспрессии мРНК Muc2 и обилия A. muciniphila по сравнению с диетой на основе соевого белка.
[96]
Молочный казеин
Крысы
Гидролизат казеина молока
8 дней
Стимуляция терминального эндогенного потока азота в подвздошной кишке.
Повышенная регуляция экспрессии генов муцина Muc3 в тонкой кишке и Muc4 в толстой кишке.
[97]
Молочный казеин
Крысы Zucker
Гидролизат казеина молока
8 недель
Увеличение секреции О-связанных гликопротеинов в фекальном материале.
Повышенная регуляция экспрессии генов муцинов (Muc3 и Muc4) в подвздошной и толстой кишках.
[98]
Молочный β-казеин
Детеныши крыс
Молочный β-казеиновый пептид f(94-123)
9 дней
Увеличение количества бокаловидных клеток и крипт, содержащих клетки Панета, в тонком кишечнике.
Усиление регуляции экспрессии кишечных муцинов (Muc2 и Muc4) и антибактериальных факторов (дефензин-5 и лизоцим).
[99]
Молочный β-казеин
Индометацин-индуцированное повреждение тощей кишки у крыс
Молочный β-казеиновый пептид f(94-123)
8 дней
Профилактическое улучшение макроскопических и микроскопических повреждений кишечника.
Профилактическое уменьшение бокаловидных клеток, повышение активности миелопероксидазы и экспрессии TNF-α и активной каспазы-3.
[100]
Козья сыворотка
DNBS-индуцированный колит у CD1мышей
Белки козьей сыворотки, жирные кислоты и олигосахариды
16 дней
Снижение индекса активности и симптомов колита, а также инфильтрации лейкоцитов слизистой оболочки.
Снижение регуляции экспрессии провоспалительных IL-1β, IL-6, IL-17, TNF-α, iNOS, MMP-9 и ICAM-1.
Увеличение барьерной функции и усиление регуляции экспрессии Muc2, Muc3, окклюдина и zo-1.
[101]
Куриное яйцо
DSS-индуцированный колит у поросят
Лизоцим яичного белка
5 дней
Восстановление симптомов колита, воспаления слизистой оболочки, утолщения мышечной стенки, проницаемости желудка и экспрессии гена муцина.
Подавление кишечной экспрессии провоспалительных TNF-α, IL-6, IFN-γ, IL-8 и IL-17 и повышение регуляции толерогенных TGF-β и Foxp3.
[102]
Соевый белок
DSS-индуцированный колит у поросят
Ди- и трипептиды, полученные из соевого белка
5 дней
Снижение проницаемости кишечника, удлинения крипт и толщины мышц, экспрессии в толстой кишке провоспалительных медиаторов и активности миелопероксидазы.
Подавление уровней илеальной мРНК IFN-γ, TNF-α, IL-12B и IL-17A и повышение экспрессии FOXP3.
[103]
Гороховый протеин
DSS-индуцированный колит у мышей C57BL/6J
Белковые экстракты семян гороха
23 дня
Улучшение гистологических изменений, вызванных колитом.
Восстановление уровней белка толстой кишки, связанных с функцией эпителиального барьера и экспрессией мРНК провоспалительных цитокинов, индуцируемых ферментов, металлопротеиназ, молекул адгезии и toll-подобных рецепторов.
Кишечная модуляция численности бактерий в направлении здоровых условий.
[104]
Липиды
Диеты с высоким и низким содержанием жиров
Мыши C57BL/6J
Прием куриного, соевого или свиного белка либо с низким содержанием жира (12% ккал), либо с высоким содержанием жира (60% ккал).
12 недель
Нарушение глубины крипт, количества бокаловидных клеток и экспрессии белка и гена Muc2 в группе с высоким содержанием жиров, независимо от белковой диеты.
Повышенная регуляция экспрессии гена Muc2 белками мяса в группе диеты с низким содержанием жира.
Снижение кишечного барьера, белков zonula occludens-1 и E-кадгерина и увеличение экспрессии IL-1β в толстой кишке и сывороточного TNF-α и IL-6 мясными белками в группе с высоким содержанием жиров.
[93]
Диета с высоким содержанием жиров
Мыши C57BL/6
Диета с высоким содержанием жиров (56,7 ккал % жира), по сравнению с обычной диетой чау-чау (12,0 ккал % жира)
8 недель
Уменьшение массы кала, увеличение общего времени прохождения через желудочно-кишечный тракт и времени прохождения через толстую кишку и уменьшение количества слизи в толстой кишке в группе диеты с высоким содержанием жиров
[105]
Диета с высоким содержанием жиров
Спонтанный колит у мышей Winnie
Диета с высоким содержанием жиров (46% доступной энергии в виде жира), по сравнению с обычной диетой чау-чау (11% доступной энергии в виде жира)
9 недель
Увеличение показателей диареи, кровавых фекалий, более серьезные и распространенные повреждения толстой кишки с выраженными эрозиями слизистой оболочки и абсцессами крипт.
Индукция маркеров стресса эндоплазматического ретикулума (grp78 и xbp1) и окислительного стресса (Nos 2).
Понижающая регуляция дифференцировки бокаловидных клеток (Klf4) и окрашивание кишечного белка клаудина-1.
[106]
Льняное масло
LPS-индуцированное повреждение кишечника у поросят-отъемышей
Добавление в рацион льняного масла по сравнению с кукурузным маслом (5% вес:вес)
3 недели
Восстановление морфологии кишечника, активности лактазы тощей кишки, сигналов некроптоза и экспрессии белка клаудина-1.
Понижающая регуляция экспрессии мРНК кишечных toll-подобных рецепторов 4 (TLR4), фактора дифференцировки миелоидов 88 (MyD88), ядерного фактора kappa B (NF-kb), белков домена олигомеризации, связывающих нуклеотиды (NOD1, NOD2) и взаимодействующей с рецептором протеинкиназы 2 (RIPK2).
Повышенные уровни кишечной α-линоленовой кислоты, эйкозапентаеновой кислоты и общего количества омега-3 полиненасыщенных жирных кислот.
[107]
Волокно
Инулин
Ожирение, вызванное диетой в западном стиле, у мышей C57BL/6J
Добавка инулина, обогащенного 1% олигофруктозой, в питьевую воду
4 недели
Изменение состава микробиоты кишечника с потерей таксонов бифидобактерий и снижением скорости роста и более высокой проницаемостью слизи толстой кишки при диете в западном стиле.
Предотвращение проницаемости внутреннего слоя слизи в группе волокон инулина.
[77]
Инулин и целлюлоза
Ожирение, вызванное диетой в западном стиле, у мышей C57BL/6J
Добавление в рацион питания с высоким содержанием жиров (60 ккал% жира) 20 % клетчатки
4 недели
Защита от вызванного диетой воспаления низкой степени и метаболического синдрома за счет ферментируемого инулинового волокна, но не нерастворимого целлюлозного волокна.
Восстановление пролиферации эпителиальных клеток и атрофии толстой кишки, нагрузки микробиоты, продукции IL-22 и экспрессии антимикробных генов.
Подавление ожирения и улучшение гликемического контроля.
[108]
Пектин
TNBS- и DSS-индуцированный колит у мышей C57BL/6J
Диета, дополненная характерно высоким (5% апельсинового пектина) по сравнению с низким (5% цитрусового пектина) содержанием пектина в боковой цепи
10–14 дней
Улучшение клинических симптомов и повреждения толстой кишки.
Снижение уровней IL-1β и IL-6 в толстой кишке.
Повышение концентрации пропионовой кислоты в кале.
Защитные эффекты против воспаления кишечника даже у мышей, получавших антибиотики.
[109]
Доступные для микробиоты углеводы
Диета с высоким содержанием жиров и клетчатки у мышей C57BL/6J
Дополнение рациона с высоким содержанием жиров (31,5% жира по весу) и с дефицитом клетчатки (5% волокна по весу) с углеводами, доступными для микробиоты
15 недель
Улучшенная барьерная функция кишечника за счет увеличения толщины слизи толстой кишки и экспрессии белка плотного соединения.
Улучшение эндотоксемии, воспаления толстой кишки и системного воспаления и повышение богатства микробиоты и α-разнообразия.
Улучшение когнитивных нарушений через ось кишечная микробиота-мозг.
[110]

DNB: динитробензолсульфоновая кислота; DSS: декстрансульфат натрия; LPS; липополисахарид; TNBS: 2,4,6-тринитробензолсульфоновая кислота.

Диета с высоким содержанием жиров недавно была связана с нарушением слизистого слоя и стимуляцией эпителиального оксидативного стресса и апоптоза, а также с индукцией молекул, разрушающих барьер, и видов бактерий [111]. В соответствии с этим наблюдением, предыдущие исследования связывали западные диеты, характеризующиеся животным жиром и белками, сахаром и обработанной пищей, с более высоким содержанием Bacteroides и более низким уровнем Prevotella, в то время как средиземноморская диета, богатая фруктами, овощами, орехами и цельнозерновыми культурами, сместилась в сторону изобилия Prevotella и разлагающих клетчатку бактерий вместе с увеличением производства SCFAs [112,113]. Аналогичным образом, как показал недавний анализ связи между диетическими факторами и микробиомом здоровых добровольцев и пациентов с ВЗК, обработанные и животные продукты связаны с увеличением численности видов Firmicutes и Ruminococcus, но растительная пища и рыба положительно влияют на комменсалы, продуцирующие SCFAs и сдерживаание патобионтов, тем самым влияя на характерную микробную среду кишечного воспаления [114]. Кроме того, диета с высоким содержанием жиров также стимулирует колоректальный онкогенез у мышей за счет дисбиоза кишечника, дисрегуляции метаболитов и дисфункции кишечного барьера [115].

В дополнение к высокому содержанию жира, следует учитывать, что другие факторы западной диеты, такие как низкое содержание клетчатки, могут способствовать негативному воздействию на воспаление. Пищевые волокна обогащают среду кишечника и обеспечивают богатую нишу для роста полезных микроорганизмов [116]. Большинство бактерий предпочтительно выбирают неперевариваемые пищевые полисахариды в качестве источника энергии. Поэтому в диетах с дефицитом клетчатки, распространенных в западной популяции, кишечные бактерии в большей степени зависят от менее благоприятных субстратов, особенно пищевых и эндогенных белков и гликопротеинов слизи [42,108]. Гликаны муцина катаболизируются в результате последовательного действия различных микробных ферментов, таких как углеводно-активные ферменты [117]. Распад муцинов хозяина может негативно повлиять на гомеостаз слизи и повысить восприимчивость к патогенам [39,63]. Эта микробная активность может также привести к увеличению производства вредных метаболитов, полученных в результате ферментации аминокислот, что способствует разложению слизи и хроническим заболеваниям [36]. Скорее всего, предполагается, что диета, богатая клетчаткой, противодействует ферментации белка, тем самым уменьшая нежелательные эффекты мяса и жиров [116].

Профилактический эффект клетчатки может быть связан с увеличением продукции SCFAs [118], которые усиливают секрецию слизи и антимикробных пептидов, модулируют иммунную функцию и уровни кислорода и укрепляют эпителиальные плотные контакты [116,119]. Действительно, некоторые исследования на мышах показали, что добавление клетчатки к рациону с высоким содержанием жиров смягчает многие из неблагоприятных воздействий на слизистый барьер (основные результаты приведены в таблице 2) параллельно с модуляцией микробного состава и продукцией SCFAs. Модели на животных показали кишечные изменения из-за ожирения, вызванного диетой в западном стиле, и химического колита [77,108,109,110]. В частности, было показано, что низкое количество пребиотической клетчатки инулина (добавка 1% в питьевой воде) корректирует проницаемость внутреннего слоя слизи и дополняет благоприятное воздействие пробиотика B. longum на рост слизи [77]. Более того, растворимый инулин (добавка 20% клетчатки в диете с высоким содержанием жиров), но не нерастворимая целлюлоза, предотвращает вторжение микробиоты и дополнительно улучшает здоровье кишечника за счет устранения метаболических изменений, ожирения и контроля гликемии [108]. Напротив, соотношение между высоким содержанием простых сахаров и низким содержанием клетчатки в рационе предрасполагает к активности и численности микробиоты, разлагающей муцин, и, в долгосрочной перспективе, к дисфункции кишечного барьера и последующему воспалению [117]. Примечательно, что недавний систематический обзор с метаанализом показал, что потребление пищевых волокон ниже у взрослых с ВЗК по сравнению со здоровыми людьми [120].

Помимо макроэлементов, недавно была рассмотрена важная роль микронутриентов [121] и других пищевых соединений, таких как жирные кислоты [122] и фитохимические вещества [123] в регуляции воспаления слизистой оболочки и микробиома при ВЗК. С другой стороны, некоторые пищевые добавки, такие как эмульгаторы, мальтодекстрины и каррагинан, могут вызывать повышенную кишечную проницаемость, разжижение слизи и изменения в микробиоте кишечника, связанные с дисфункцией кишечного барьера и отрицательными эффектами на ВЗК [39,124].

Свидетельства исследований диетического вмешательства на эту тему все еще ограничены. В нескольких исследованиях на людях оценивали влияние некоторых пребиотиков и симбиотиков на улучшение кишечной проницаемости, хотя в большинстве из них были обнаружены лишь незначительные различия по сравнению с плацебо [86]. Воздействие клетчатки на слизистый барьер человека варьируется в зависимости от таких факторов, как исследуемая популяция, ЖКТ-локация и тип клетчатки [90]. Однако систематический обзор, проведенный Leech и соавторами, не выявил более низкое потребление клетчатки как фактор риска кишечной проницаемости [125]. Напротив, в рамках диеты западного типа потребление жиров и недостаточное потребление белка или избыток белка животного происхождения считаются независимыми факторами риска нарушения целостности кишечника [125]. Исследование диетических вмешательств показало, что различные источники белка животного и неживотного происхождения оказывают умеренное влияние на изобилие таксонов микробов, связанных со слизистой оболочкой, однако эти эффекты менее заметны по сравнению с влиянием уровня насыщенных жиров [126]. Точно так же диеты с высоким содержанием жиров отрицательно коррелируют с микробным разнообразием, богатством и численностью F. prausnitzii и A. muciniphila и связаны со снижением бактериальной нагрузки в образцах фекалий человека [127, 128].

5. Выводы

Барьеры слизистой оболочки представляют собой первый физический защитный механизм хозяина. Они не только удерживают микроорганизмы подальше от эпителия, предотвращая транслокацию микробов в ткани слизистой оболочки, что может вызвать обострение воспалительно-иммунных реакций, но также являются богатым источником питательных веществ для комменсалов. Слизь кишечного тракта, в основном состоящая из муцинов, играет жизненно важную роль в правильном функционировании пищеварительного тракта и, соответственно, в здоровье человека. Следовательно, изменения в составе, организации, секреции и деградации слизи или ее функциональности связаны с различными заболеваниями, включая ВЗК. Предложена многофакторная модель патогенеза ВЗК, в которой сходятся несколько изменений, которые включают нарушение кишечного барьера наряду с нарушением регуляции иммунной системы. До сих пор неясно, являются ли изменения слизи причиной или следствием заболевания. Более того, научный интерес к взаимодействиям хозяина и микробиома, проявляющимся в слое слизи кишечного тракта, за последние годы увеличился, что дает доказательства, которые резко улучшили наши знания о том, как микробиота регулирует здоровье хозяина. Следует отметить, что факторы окружающей среды в просвете кишечника, включая микробиоту кишечника и пищевые соединения, а также сложное трехстороннее взаимодействие между обоими элементами и слоем слизи, могут влиять на целостность кишечного барьера и регулировать здоровый желудочно-кишечный гомеостаз, в отличие от изменений ВЗК (рисунок 1).

Диета и микробиота кишечника регулируют кишечный барьер при здоровом кишечнике и воспалительных заболеваниях кишечника

Рисунок 1. Диета и микробиота кишечника регулируют кишечный барьер при здоровом кишечнике и воспалительных заболеваниях кишечника. Схематическое представление влияния диеты, которое может воздействовать непосредственно на компоненты кишечного барьера и косвенно через формирование состава, функции и источника энергии микробиоты. Некоторые диетические соединения, обычно встречающиеся в средиземноморской диете (зеленый), могут способствовать кишечному барьеру, в отличие от факторов диеты западного стиля (красный). Влияние взаимодействия хозяина и микробиоты в просвете кишечника и слое слизи, эпителии и иммунной системе слизистой оболочки имеет важное значение для сбалансирования кишечного барьера в отличие от изменений, лежащих в основе воспалительных заболеваний кишечника.

Действительно, в общих чертах исследования, обобщенные в настоящем обзоре, предполагают, что некоторые взаимодействия микробиоты и диеты играют роль в поддержании гомеостаза кишечника и функции слизи. Тем не менее, текущие исследования по этим темам имеют ряд ограничений, и некоторые вопросы остаются открытыми, особенно в отношении недостатков в дизайне надежных клинических испытаний и долгосрочных научно-обоснованных исследований для реализации результатов на практике. Учитывая многофакторную природу ВЗК и отсутствие эффективных методов лечения для лечения этого заболевания, следует дополнительно рассмотреть вопрос о регулировании кишечного слизистого барьера с целью оказания помощи в лечении ВЗК.

Дополнительная информация:

Литература

  1. Ng, S.C.; Shi, H.Y.; Hamidi, N.; Underwood, F.E.; Tang, W.; Benchimol, E.I.; Panaccione, R.; Ghosh, S.; Wu, J.C.Y.; Chan, F.K.L.; et al. Worldwide incidence and prevalence of inflammatory bowel disease in the 21st century: A systematic review of population-based studies. Lancet 2017, 390, 2769–2778. [Google Scholar] [CrossRef]
  2. Mulder, D.J.; Noble, A.J.; Justinich, C.J.; Duffin, J.M. A tale of two diseases: The history of inflammatory bowel disease. J. Crohns Colitis 2014, 8, 341–348. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  3. Alatab, S.; Sepanlou, S.G.; Ikuta, K.; Vahedi, H.; Bisignano, C.; Safiri, S.; Sadeghi, A.; Nixon, M.R.; Abdoli, A.; Abolhassani, H.; et al. The global, regional, and national burden of inflammatory bowel disease in 195 countries and territories, 1990–2017: A systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet Gastroenterol. Hepatol. 2020, 5, 17–30. [Google Scholar] [CrossRef]
  4. Kaplan, G.G.; Ng, S.C. Understanding and preventing the global increase of inflammatory bowel disease. Gastroenterology 2017, 152, 313–321. [Google Scholar] [CrossRef]
  5. Molodecky, N.A.; Soon, I.S.; Rabi, D.M.; Ghali, W.A.; Ferris, M.; Chernoff, G.; Benchimol, E.I.; Panaccione, R.; Ghosh, S.; Barkema, H.W.; et al. Increasing incidence and prevalence of the inflammatory bowel diseases with time, based on systematic review. Gastroenterology 2012, 142, 46–54.e42. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  6. Khor, B.; Gardet, A.; Ramnik, J.X. Genetics and Pathogenesis of Inflammatory Bowel Disease. Nature 2011, 474, 307–317. [Google Scholar] [CrossRef]
  7. Morgan, X.C.; Tickle, T.L.; Sokol, H.; Gevers, D.; Devaney, K.L.; Ward, D.V.; Reyes, J.A.; Shah, S.A.; LeLeiko, N.; Snapper, S.B.; et al. Dysfunction of the intestinal microbiome in inflammatory bowel disease and treatment. Genome Biol. 2012, 13, R79. [Google Scholar] [CrossRef]
  8. Aldars-García, L.; Chaparro, M.; Gisbert, J.P. Systematic review: The gut microbiome and its potential clinical application in inflammatory bowel disease. Microorganisms 2021, 9, 977. [Google Scholar] [CrossRef]
  9. Hoentjen, F.; Dieleman, L.A. Pathophysiology of inflammatory bowel diseases. Handb. Prebiotics 2008, 341–374. [Google Scholar] [CrossRef]
  10. Peyrin-Biroulet, L.; Chamaillard, M.; Gonzalez, F.; Beclin, E.; Decourcelle, C.; Antunes, L.; Gay, J.; Neut, C.; Colombel, J.F.; Desreumaux, P. Mesenteric fat in Crohn’s disease: A pathogenetic hallmark or an innocent bystander? Gut 2007, 56, 577–583. [Google Scholar] [CrossRef]
  11. Bonovas, S.; Pantavou, K.; Evripidou, D.; Bastiampillai, A.J.; Nikolopoulos, G.K.; Peyrin-Biroulet, L.; Danese, S. Safety of biological therapies in ulcerative colitis: An umbrella review of meta-analyses. Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol. 2018, 32–33, 43–47. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  12. Weisshof, R.; ElJurdi, K.; Zmeter, N.; Rubin, D. Emerging therapies for inflammatory bowel diseases. Dig. Dis. 2016, 34, 67–73. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  13. Gisbert, J.P.; Chaparro, M. Predictors of primary response to biologic treatment [Anti-TNF, Vedolizumab, and Ustekinumab] in patients with inflammatory bowel disease: From basic science to clinical practice. J. Crohns Colitis 2020, 14, 694–709. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  14. Digby-Bell, J.L.; Atreya, R.; Monteleone, G.; Powell, N. Interrogating host immunity to predict treatment response in inflammatory bowel disease. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2020, 17, 9–20. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  15. De Medina, F.S.; Romero-Calvo, I.; Mascaraque, C.; Martínez-Augustin, O. Intestinal inflammation and mucosal barrier function. Inflamm. Bowel Dis. 2014, 20, 2394–2404. [Google Scholar] [CrossRef]
  16. Sharpe, C.; Thornton, D.J.; Grencis, R.K. A sticky end for gastrointestinal helminths; the role of the mucus barrier. Parasite Immunol. 2018, 1–10. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  17. König, J.; Wells, J.; Cani, P.D.; García-Ródenas, C.L.; MacDonald, T.; Mercenier, A.; Whyte, J.; Troost, F.; Brummer, R.J. Human intestinal barrier function in health and disease. Clin. Transl. Gastroenterol. 2016, 7, e196. [Google Scholar] [CrossRef]
  18. Okumura, R.; Takeda, K. Maintenance of intestinal homeostasis by mucosal barriers. Inflamm. Regen. 2018, 38, 5. [Google Scholar] [CrossRef]
  19. Peterson, L.W.; Artis, D. Intestinal epithelial cells: Regulators of barrier function and immune homeostasis. Nat. Rev. Immunol. 2014, 14, 141–153. [Google Scholar] [CrossRef]
  20. Salzman, N.H.; Underwood, M.A.; Bevins, C.L. Paneth cells, defensins, and the commensal microbiota: A hypothesis on intimate interplay at the intestinal mucosa. Semin. Immunol. 2007, 19, 70–83. [Google Scholar] [CrossRef]
  21. Aldars-García, L.; Marin, A.C.; Chaparro, M.; Gisbert, J.P. The interplay between immune system and microbiota in inflammatory bowel disease: A narrative review. Int. J. Mol. Sci. 2021, 22, 3706. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  22. Sartor, R.B. Genetics and environmental interactions shape the intestinal microbiome to promote inflammatory bowel disease versus mucosal homeostasis. Gastroenterology 2010, 139, 1816–1819. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  23. Blander, J.M.; Longman, R.S.; Iliev, I.D.; Sonnenberg, G.F.; Artis, D. Regulation of inflammation by microbiota interactions with the host. Nat. Immunol. 2017, 18, 851–860. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  24. Fernández-Tomé, S.; Marin, A.C.; Moreno, L.O.; Baldan-Martin, M.; Mora-Gutiérrez, I.; Lanas-Gimeno, A.; Moreno-Monteagudo, J.A.; Santander, C.; Sánchez, B.; Chaparro, M.; et al. Immunomodulatory effect of gut microbiota-derived bioactive peptides on human immune system from healthy controls and patients with inflammatory bowel disease. Nutrients 2019, 11, 2605. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  25. Maloy, K.J.; Powrie, F. Intestinal homeostasis and its breakdown in inflammatory bowel disease. Nature 2011, 474, 298–306. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  26. Bernardo, D.; Marin, A.C.; Fernández-Tomé, S.; Montalban-Arques, A.; Carrasco, A.; Tristán, E.; Ortega-Moreno, L.; Mora-Gutiérrez, I.; Díaz-Guerra, A.; Caminero-Fernández, R.; et al. Human intestinal pro-inflammatory CD11chighCCR2+CX3CR1+ macrophages, but not their tolerogenic CD11c-CCR2-CX3CR1- counterparts, are expanded in inflammatory bowel disease article. Mucosal Immunol. 2018, 11, 1114–1126. [Google Scholar] [CrossRef]
  27. Isidro, R.A.; Appleyard, C.B. Colonic macrophage polarization in homeostasis, inflammation, and cancer. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2016, 311, G59–G73. [Google Scholar] [CrossRef]
  28. Dharmani, P.; Srivastava, V.; Kissoon-Singh, V.; Chadee, K. Role of intestinal mucins in innate host defense mechanisms against pathogens. J. Innate Immun. 2009, 1, 123–135. [Google Scholar] [CrossRef]
  29. Johansson, M.E.V.; Phillipson, M.; Petersson, J.; Velcich, A.; Holm, L.; Hansson, G.C.; Petersson, J.; Velcich, A.; Holm, L.; Hansson, G.C.; et al. The inner of the two Muc2 mucin-dependent mucus layers in colon is devoid of bacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2008, 105, 15064–15069. [Google Scholar] [CrossRef]
  30. Rodriguez-Pineiro, A.M.; Bergstrom, J.H.; Ermund, A.; Gustafsson, J.K.; Schutte, A.; Johansson, M.E.V.; Hansson, G.C. Studies of mucus in mouse stomach, small intestine, and colon. II. Gastrointestinal mucus proteome reveals Muc2 and Muc5ac accompanied by a set of core proteins. AJP Gastrointest. Liver Physiol. 2013, 305, G348–G356. [Google Scholar] [CrossRef]
  31. Ambort, D.; Johansson, M.E.V.; Gustafsson, J.K.; Ermund, A.; Hansson, G.C. Perspectives on mucus properties and formation-lessons from the biochemical world. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2012, 2, 1–9. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  32. Linden, S.K.; Sutton, P.; Karlsson, N.G.; Korolik, V.; Mcguckin, M.A. Mucins in the mucosal barrier to infection. Mucosal Immunol. 2008, 1, 183–197. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  33. Klomp, L.W.J.; Rens, L.V.A.N.; Stroust, G.J. Cloning and analysis of human gastric mucin cDNA reveals two types of conserved cysteine-rich domains. Biochem. J. 1995, 838, 831–838. [Google Scholar] [CrossRef]
  34. Corfield, A.P. Mucins: A biologically relevant glycan barrier in mucosal protection. Biochim. Biophys. Acta Gen. Subj. 2015, 1850, 236–252. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  35. Ambort, D.; Johansson, M.E.V.; Gustafsson, J.K.; Nilsson, H.E.; Ermund, A. Calcium and pH-dependent packing and release of the gel-forming MUC2 mucin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2012, 109, 5645–5650. [Google Scholar] [CrossRef]
  36. Desai, M.S.; Seekatz, A.M.; Koropatkin, N.M.; Kamada, N.; Hickey, C.A.; Wolter, M.; Pudlo, N.A.; Kitamoto, S.; Muller, A.; Young, V.B.; et al. A Dietary Fiber-Deprived Gut Microbiota Degrades the Colonic Mucus Barrier and Enhances Pathogen Susceptibility. Cell 2017, 167, 1339–1353. [Google Scholar] [CrossRef]
  37. Patel, K.K.; Miyoshi, H.; Beatty, W.L.; Head, R.D.; Malvin, N.P.; Cadwell, K.; Guan, J.; Saitoh, T.; Akira, S.; Seglen, P.O.; et al. Autophagy proteins control goblet cell function by potentiating reactive oxygen species production. EMBO J. 2013, 32, 3130–3144. [Google Scholar] [CrossRef]
  38. Wlodarska, M.; Thaiss, C.A.; Nowarski, R.; Henao-Mejia, J.; Zhang, J.P.; Brown, E.M.; Frankel, G.; Levy, M.; Katz, M.N.; Philbrick, W.M.; et al. NLRP6 inflammasome orchestrates the colonic host-microbial interface by regulating goblet cell mucus secretion. Cell 2014, 156, 1045–1059. [Google Scholar] [CrossRef]
  39. Paone, P.; Cani, P.D. Mucus barrier, mucins and gut microbiota: The expected slimy partners? Gut 2020, 69, 2232–2243. [Google Scholar] [CrossRef]
  40. Bergstrom, K.S.B.; Xia, L. Mucin-type O-glycans and their roles in intestinal homeostasis. Glycobiology 2013, 23, 1026–1037. [Google Scholar] [CrossRef]
  41. Wells, J.M.; Brummer, R.J.; Derrien, M.; MacDonald, T.T.; Troost, F.; Cani, P.D.; Theodorou, V.; Dekker, J.; Méheust, A.; de Vos, W.M.; et al. Homeostasis of the gut barrier and potential biomarkers. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2017, 312, G171–G193. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  42. Schroeder, B.O. Fight them or feed them: How the intestinal mucus layer manages the gut microbiota. Gastroenterol. Rep. 2019, 7, 3–12. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  43. Cornick, S.; Tawiah, A.; Chadee, K. Roles and regulation of the mucus barrier in the gut. Tissue Barriers 2015, 3, 1–2. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  44. Heazlewood, C.K.; Cook, M.C.; Eri, R.; Price, G.R.; Tauro, S.B.; Taupin, D.; Thornton, D.J.; Chin, W.P.; Crockford, T.L.; Cornall, R.J.; et al. Aberrant mucin assembly in mice causes endoplasmic reticulum stress and spontaneous inflammation resembling ulcerative colitis. PLoS Med. 2008, 5, 0440–0460. [Google Scholar] [CrossRef]
  45. Shkoda, A.; Ruiz, P.A.; Daniel, H.; Kim, S.C.; Rogler, G.; Sartor, R.B.; Haller, D. Interleukin-10 Blocked endoplasmic reticulum stress in intestinal epithelial cells: Impact on chronic inflammation. Gastroenterology 2007, 132, 190–207. [Google Scholar] [CrossRef]
  46. Hasnain, S.Z.; Tauro, S.; Das, I.; Tong, H.; Chen, A.C.H.; Jeffery, P.L.; McDonald, V.; Florin, T.H.; McGuckin, M.A. IL-10 Promotes production of intestinal mucus by suppressing protein misfolding and endoplasmic reticulum stress in goblet cells. Gastroenterology 2013, 144, 357–368.e9. [Google Scholar] [CrossRef]
  47. Bergstrom, K.S.B.; Kissoon-Singh, V.; Gibson, D.L.; Ma, C.; Montero, M.; Sham, H.P.; Ryz, N.; Huang, T.; Velcich, A.; Finlay, B.B.; et al. Muc2 protects against lethal infectious colitis by disassociating pathogenic and commensal bacteria from the colonic mucosa. PLoS Pathog. 2010, 6. [Google Scholar] [CrossRef]
  48. Hasnain, S.Z.; Wang, H.; Ghia, J.E.; Haq, N.; Deng, Y.; Velcich, A.; Grencis, R.K.; Thornton, D.J.; Khan, W.I. Mucin gene deficiency in mice impairs host resistance to an enteric parasitic infection. Gastroenterology 2010, 138, 1763–1771.e5. [Google Scholar] [CrossRef]
  49. McDole, J.R.; Wheeler, L.W.; McDonald, K.G.; Wang, B.; Konjufca, V.; Knoop, K.A.; Newberry, R.D.; Miller, M.J. Goblet cells deliver luminal antigen to CD103+ dendritic cells in the small intestine. Nature 2012, 483, 345–349. [Google Scholar] [CrossRef]
  50. Hooper, L.V.; Midtvedt, T.; Gordon, J.I. How host-microbial interactions shape the nutrient environment of the mammalian intestine. Annu. Rev. Nutr. 2002, 22, 283–307. [Google Scholar] [CrossRef]
  51. Finnie, I.A.; Dwarakanath, A.D.; Taylor, B.A.; Rhodes, J.M. Colonic mucin synthesis is increased by sodium butyrate. Gut 1995, 36, 93–99. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  52. Morita, H.; Kettlewell, M.G.W.; Jewell, D.P.; Kent, P.W. Glycosylation and sulphation of colonic mucus glycoproteins in patients with ulcerative colitis and in healthy subjects. Gut 1993, 34, 926–932. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  53. Einerhand, A.W.C.; Renes, I.B.; Makkink, M.K.; Van Der Sluis, M.; Büller, H.A.; Dekker, J. Role of mucins in inflammatory bowel disease: Important lessons from experimental models. Eur. J. Gastroenterol. Hepatol. 2002, 14, 757–765. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  54. Varsha, S.; Kelli, J.; Jianyi, Y.; Sun, L.; Ruxian, L.; Huimin, Y.; Julie, I.; Jennifer, F.-A.; Nicholas, Z.C.; Mark, D.; et al. Chronic inflammation in ulcerative colitis causes long term changes in goblet cell function. Cell. Mol. Gastroenterol. Hepatol. 2021, 18, 1–14. [Google Scholar] [CrossRef]
  55. Pullan, R.D.; Thomas, G.A.O.; Rhodes, M.; Newcombe, R.G.; Williams, G.T.; Allen, A.; Rhodes, J. Thickness of adherent mucus gel on colonic mucosa in humans and its relevance to colitis. Gut 1994, 35, 353–359. [Google Scholar] [CrossRef]
  56. Van Klinken, B.J.W.; Van Der Wal, J.W.G.; Einerhand, A.; Büller, H.A.; Dekker, J. Sulphation and secretion of the predominant secretory human colonic mucin MUC2 in ulcerative colitis. Gut 1999, 44, 387–393. [Google Scholar] [CrossRef]
  57. Larsson, J.M.H.; Karlsson, H.; Crespo, J.G.; Johansson, M.E.V.; Eklund, L.; Sjövall, H.; Hansson, G.C. Altered O-glycosylation profile of MUC2 mucin occurs in active ulcerative colitis and is associated with increased inflammation. Inflamm. Bowel Dis. 2011, 17, 2299–2307. [Google Scholar] [CrossRef]
  58. Shaoul, R.; Okada, Y.; Cutz, E.; Marcon, M.A. Colonic Expression of MUC2, MUC5AC, and TFF1 in Inflammatory Bowel Disease in Children. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 2004, 38, 488–493. [Google Scholar] [CrossRef]
  59. Forgue-Lafitte, M.E.; Fabiani, B.; Levy, P.P.; Maurin, N.; Flejou, J.F.; Bara, J. Abnormal expression of M1/MUC5AC mucin in distal colon of patients with diverticulitis, ulcerative colitis and cancer. Int. J. Cancer 2007, 121, 1543–1549. [Google Scholar] [CrossRef]
  60. Borralho, P.; Vieira, A.; Freitas, J.; Chaves, P.; Soares, J. Aberrant gastric apomucin expression in ulcerative colitis and associated neoplasia. J. Crohns Colitis 2007, 1, 35–40. [Google Scholar] [CrossRef]
  61. Olli, K.E.; Rapp, C.; Connell, L.O.; Collins, C.B.; McNamee, E.N.; Jensen, O.; Jedlicka, P.; Allison, K.C.; Goldberg, M.S.; Gerich, M.E.; et al. Muc5ac expression protects the colonic barrier in experimental colitis. Inflamm. Bowel Dis. 2020, 26, 1353–1367. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  62. Derrien, M.; Van Passel, M.W.J.; Van De Bovenkamp, J.H.B.; Schipper, R.G.; De Vos, W.M.; Dekker, J. Mucin-bacterial interactions in the human oral cavity and digestive tract. Gut Microbes 2010, 1, 254–268. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  63. Johansson, M.E.V.; Hansson, G.C. Immunological aspects of intestinal mucus and mucins. Nat. Rev. Immunol. 2016, 16, 639–649. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  64. Sicard, J.; Le Bihan, G.; Vogeleer, P.; Jacques, M.; Harel, J. Interactions of intestinal bacteria with components of the intestinal mucus. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2017, 7, 387. [Google Scholar] [CrossRef]
  65. La Fata, G.; Weber, P.; Mohajeri, M.H. Probiotics and the gut immune system: Indirect regulation. Probiotics Antimicrob. Proteins 2018, 10, 11–21. [Google Scholar] [CrossRef]
  66. Laval, L.; Martin, R.; Natividad, J.N.; Chain, F.; Miquel, S.; De Maredsous, C.D.; Capronnier, S.; Sokol, H.; Verdu, E.; van Hylckama Vlieg, J.; et al. Lactobacillus rhamnosus CNCM I-3690 and the commensal bacterium Faecalibacterium prausnitzii A2-165 exhibit similar protective effects to induced barrier hyper-permeability in mice. Gut Microbes 2015, 6, 1–9. [Google Scholar] [CrossRef]
  67. Wrzosek, L.; Miquel, S.; Noordine, M.; Bouet, S.; Chevalier-Curt, M.J.; Robert, V.; Philippe, C.; Bridonneau, C.; Cherbuy, C.; Robbe-Masselot, C.; et al. Bacteroides thetaiotaomicron and Faecalibacterium prausnitzii influence the production of mucus glycans and the development of goblet cells in the colonic epithelium of a gnotobiotic model rodent. BMC Biol. 2013, 11, 61. [Google Scholar] [CrossRef]
  68. Human Microbiome Project Consortium. Structure, function and diversity of the healthy human microbiome. Nature 2012, 486, 207–214. [Google Scholar] [CrossRef]
  69. Engevik, M.A.; Luk, B.; Chang-Graham, A.L.; Hall, A.; Herrmann, B.; Ruan, W.; Endres, B.T.; Shi, Z.; Garey, K.W.; Hyser, J.M.; et al. Crossm Bifidobacterium dentium fortifies the intestinal mucus layer. mBio 2019, 10, e01087-19. [Google Scholar] [CrossRef]
  70. Everard, A.; Belzer, C.; Geurts, L.; Ouwerkerk, J.P.; Druart, C.; Bindels, L.B.; Guiot, Y.; Derrien, M.; Muccioli, G.G.; Delzenne, N.M.; et al. Cross-talk between Akkermansia muciniphila and intestinal epithelium controls diet-induced obesity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2013, 110, 9066–9071. [Google Scholar] [CrossRef]
  71. Van Der Lugt, B.; Van Beek, A.A.; Aalvink, S.; Meijer, B.; Sovran, B.; Vermeij, W.P.; Brandt, R.M.C.; De Vos, W.M.; Savelkoul, H.F.J.; Steegenga, W.T.; et al. Akkermansia muciniphila ameliorates the age-related decline in colonic mucus thickness and attenuates immune activation in accelerated aging Ercc1 −/Δ 7 mice. Immun. Ageing 2019, 16, 6. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  72. Plovier, H.; Everard, A.; Druart, C.; Depommier, C.; Van Hul, M.; Geurts, L.; Chilloux, J.; Ottman, N.; Duparc, T.; Lichtenstein, L.; et al. A purified membrane protein from Akkermansia muciniphila or the pasteurized bacterium improves metabolism in obese and diabetic mice. Nat. Med. 2017, 23, 107–113. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  73. Martín, R.; Chamignon, C.; Mhedbi-Hajri, N.; Chain, F.; Derrien, M.; Escribano-Vázquez, U.; Garault, P.; Cotillard, A.; Pham, H.P. The potential probiotic Lactobacillus rhamnosus CNCM I-3690 strain protects the intestinal barrier by stimulating both mucus production and cytoprotective response. Sci. Rep. 2019, 9, 5398. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  74. Ahl, D.; Liu, H.; Schreiber, O.; Roos, S.; Phillipson, M.; Holm, L. Lactobacillus reuteri increases mucus thickness and ameliorates dextran sulphate sodium-induced colitis in mice. Acta Physiol. 2016, 317, 300–310. [Google Scholar] [CrossRef]
  75. Zhang, X.; Tong, Y.; Lyu, X.; Wang, J.; Wang, Y.; Yang, R. Prevention and alleviation of dextran sulfate sodium salt-induced inflammatory bowel disease in mice with bacillus subtilis-fermented milk via inhibition of the inflammatory responses and regulation of the intestinal flora. Front. Microbiol. 2021, 11, 622354. [Google Scholar] [CrossRef]
  76. Souza, L.; Elian, S.D.; Paula, M.; Garcia, C.C.; Vieira, T.; Teixeira, M.M.; Arantes, R.M.; Nicoli, J.R.; Martins, F.S. Escherichia coli strain Nissle 1917 ameliorates experimental colitis by modulating intestinal permeability, the inflammatory response and clinical signs in a faecal transplantation model. J. Med. Microbiol. 2016, 65, 201–210. [Google Scholar] [CrossRef]
  77. Schroeder, B.O.; Birchenough, G.M.H.; Stahlman, M.; Arike, L.; Johansson, M.E.V.; Hansson, G.C.; Backhed, F. Bifidobacteria or fiber protects against diet-induced microbiota-mediated colonic mucus deterioration. Cell Host Microbe 2018, 23, 27–40. [Google Scholar] [CrossRef]
  78. Garg, S.; Singh, T.P.; Malik, R.K. In vivo implications of potential probiotic Lactobacillus reuteri lr6 on the gut and immunological parameters as an adjuvant against protein energy malnutrition. Probiotics Antimicrob. Proteins 2020, 12, 517–534. [Google Scholar] [CrossRef]
  79. Kumar, M.; Kissoon-Singh, V.; Coria, A.L.; Moreau, F.; Chadee, K. Probiotic mixture VSL#3 reduces colonic inflammation and improves intestinal barrier function in Muc2 mucin-deficient mice. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2017, 312, 34–45. [Google Scholar] [CrossRef]
  80. Liu, X.; Yu, R.; Zou, K. Probiotic mixture VSL # 3 alleviates dextran sulfate sodium-induced colitis in mice by downregulating T follicular helper cells. Curr. Med. Sci. 2019, 39, 371–378. [Google Scholar]
  81. Je, I.; Lee, D.; Jeong, D.; Hong, D.; Yoon, J.; Moon, J.S.; Park, S. The probiotic, ID-JPL934, Attenuates dextran sulfate sodium-induced colitis in mice through inhibition of proinflammatory cytokines expression. J. Med. Food 2018, 21, 1–8. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  82. Bagarolli, R.A.; Tobar, N.; Oliveira, A.G.; Araújo, T.G.; Carvalho, B.M.; Rocha, G.Z.; Vecina, J.F.; Calisto, K.; Guadagnini, D.; Prada, P.O.; et al. Probiotics modulate gut microbiota and improve insulin sensitivity in DIO mice. J. Nutr. Biochem. 2017, 50, 16–25. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  83. Spiljar, M.; Merkler, D.; Trajkovski, M. The immune system bridges the gut microbiota with systemic energy homeostasis: Focus on TLRs, mucosal barrier, and SCFAs. Front. Immunol. 2017, 8, 1353. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  84. Round, J.L.; Mazmanian, S.K. Inducible Foxp3+regulatory T-cell development by a commensal bacterium of the intestinal microbiota. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2010, 107, 12204–12209. [Google Scholar] [CrossRef]
  85. Bilotta, A.J.; Cong, Y. Gut microbiota metabolite regulation of host defenses at mucosal surfaces: Implication in precision medicine. Precis. Clin. Med. 2019, 2, 110–119. [Google Scholar] [CrossRef]
  86. Camilleri, M. Human intestinal barrier: Effects of stressors, diet, prebiotics, and probiotics. Clin. Transl. Gastroenterol. 2021, 12, e00308. [Google Scholar] [CrossRef]
  87. Nguyen, N.; Zhang, B.; Holubar, S.; Pardi, D.; Singh, S. Treatment and prevention of pouchitis after ileal pouch-anal anastomosis for chronic ulcerative colitis (Review). Cochrane Database Syst. Rev. 2019, 5, CD001176. [Google Scholar] [CrossRef]
  88. Derwa, Y.; Gracie, D.J.; Hamlin, P.J.; Ford, A.C. Systematic review with meta-analysis: The efficacy of probiotics in inflammatory bowel disease. Aliment. Pharmacol. Ther. 2017, 46, 389–400. [Google Scholar] [CrossRef]
  89. Koretz, R.L. Probiotics in gastroenterology: How pro is the evidence in adults? Am. J. Gastroenterol. 2018, 113, 1125–1136. [Google Scholar] [CrossRef]
  90. Alemao, C.A.; Budden, K.F.; Gomez, H.M.; Rehman, S.F.; Marshall, J.E.; Shukla, S.D.; Donovan, C.; Forster, S.C.; Yang, I.A.; Keely, S.; et al. Impact of diet and the bacterial microbiome on the mucous barrier and immune disorders. Allergy 2021, 76, 714–734. [Google Scholar] [CrossRef]
  91. Rizzello, F.; Spisni, E.; Giovanardi, E.; Imbesi, V.; Salice, M.; Alvisi, P.; Valerii, M.C.; Gionchetti, P. Implications of the westernized diet in the onset and progression of IBD. Nutrients 2019, 11, 1033. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  92. Fernández-Tomé, S.; Hernández-Ledesma, B.; Chaparro, M.; Indiano-Romacho, P.; Bernardo, D.; Gisbert, J.P. Role of food proteins and bioactive peptides in inflammatory bowel disease. Trends Food Sci. Technol. 2019, 88, 194–206. [Google Scholar] [CrossRef]
  93. Hussain, M.; Ijaz, M.U.; Ahmad, M.I.; Khan, I.A.; Brohi, S.A.; Shah, A.U.; Shinwari, K.I.; Zhao, D.; Xu, X.; Zhou, G.; et al. Meat proteins in a high-fat diet have a substantial impact on intestinal barriers through mucus layer and tight junction protein suppression in C57BL/6J mice. Food Funct. 2019, 10, 6903–6914. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  94. Fan, P.; Liu, P.; Song, P.; Chen, X.; Ma, X. Moderate dietary protein restriction alters the composition of gut microbiota and improves ileal barrier function in adult pig model. Sci. Rep. 2017, 7, 43412. [Google Scholar] [CrossRef]
  95. Chen, X.; Song, P.; Fan, P.; He, T.; Jacobs, D.; Levesque, C.L.; Johnston, L.J.; Ji, L.; Ma, N.; Chen, Y.; et al. Moderate dietary protein restriction optimized gut microbiota and mucosal barrier in growing pig model. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2018, 8, 246. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  96. Zhao, F.; Zhou, G.; Liu, X.; Song, S.; Xu, X.; Hooiveld, G.; Müller, M.; Liu, L.; Kristiansen, K.; Li, C. Dietary protein sources differentially affect the growth of akkermansia muciniphila and maintenance of the gut mucus barrier in mice. Mol. Nutr. Food Res. 2019, 63, 1900589. [Google Scholar] [CrossRef]
  97. Han, K.-S.; Deglaire, A.; Sengupta, R.; Moughan, P.J. Hydrolyzed casein influences intestinal mucin gene expression in the rat. J. Agric. Food Chem. 2008, 56, 5572–5576. [Google Scholar] [CrossRef]
  98. Fernández-Tomé, S.; Martínez-Maqueda, D.; Tabernero, M.; Largo, C.; Recio, I.; Miralles, B. Effect of the long-term intake of a casein hydrolysate on mucin secretion and gene expression in the rat intestine. J. Funct. Foods 2017, 33, 176–180. [Google Scholar] [CrossRef]
  99. Plaisancié, P.; Claustre, J.; Estienne, M.; Henry, G.; Boutrou, R.; Paquet, A.; Léonil, J. A novel bioactive peptide from yoghurts modulates expression of the gel-forming MUC2 mucin as well as population of goblet cells and Paneth cells along the small intestine. J. Nutr. Biochem. 2013, 24, 213–221. [Google Scholar] [CrossRef]
  100. Bessette, C.; Benoit, B.; Sekkal, S.; Bruno, J.; Estienne, M.; Léonil, J.; Ferrier, L.; Théodorou, V.; Plaisancié, P. Protective effects of β-casofensin, a bioactive peptide from bovine β-casein, against indomethacin-induced intestinal lesions in rats. Mol. Nutr. Food Res. 2016, 60, 823–833. [Google Scholar] [CrossRef]
  101. Araújo, D.F.S.; Guerra, G.C.B.; Pintado, M.M.E.; Sousa, Y.R.F.; Algieri, F.; Rodriguez-Nogales, A.; Araújo, R.F.; Gálvez, J.; Queiroga, R.C.R.E.; Rodriguez-Cabezas, M.E. Intestinal anti-inflammatory effects of goat whey on DNBS-induced colitis in mice. PLoS ONE 2017, 12, e0185382. [Google Scholar] [CrossRef]
  102. Lee, M.; Kovacs-Nolan, J.; Yang, C.; Archbold, T.; Fan, M.Z.; Mine, Y. Hen egg lysozyme attenuates inflammation and modulates local gene expression in a porcine model of dextran sodium sulfate (DSS)-induced colitis. J. Agric. Food Chem. 2009, 57, 2233–2240. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  103. Young, D.; Ibuki, M.; Nakamori, T.; Fan, M.; Mine, Y. Soy-derived di- and tripeptides alleviate colon and ileum inflammation in pigs with dextran sodium sulfate-induced colitis. J. Nutr. 2012, 142, 363–368. [Google Scholar] [CrossRef]
  104. Utrilla, M.P.; Peinado, M.J.; Ruiz, R.; Rodriguez-Nogales, A.; Algieri, F.; Rodriguez-Cabezas, M.E.; Clemente, A.; Galvez, J.; Rubio, L.A. Pea (Pisum sativum L.) seed albumin extracts show anti-inflammatory effect in the DSS model of mouse colitis. Mol. Nutr. Food Res. 2015, 59, 807–819. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  105. Mukai, R.; Handa, O.; Naito, Y.; Takayama, S.; Suyama, Y.; Ushiroda, C.; Majima, A.; Hirai, Y.; Mizushima, K.; Okayama, T.; et al. High-fat diet causes constipation in mice via decreasing colonic mucus. Dig. Dis. Sci. 2020, 65, 2246–2253. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  106. Gulhane, M.; Murray, L.; Lourie, R.; Tong, H.; Sheng, Y.H.; Wang, R.; Kang, A.; Schreiber, V.; Wong, K.Y.; Magor, G.; et al. High fat diets induce colonic epithelial cell stress and inflammation that is reversed by IL-22. Sci. Rep. 2016, 6, 28990. [Google Scholar] [CrossRef]
  107. Zhu, H.; Wang, H.; Wang, S.; Tu, Z.; Zhang, L.; Wang, X.; Hou, Y.; Wang, C.; Chen, J.; Liu, Y. Flaxseed oil attenuates intestinal damage and inflammation by regulating necroptosis and TLR4/NOD signaling pathways following lipopolysaccharide challenge in a piglet model. Mol. Nutr. Food Res. 2018, 62, 1700814. [Google Scholar] [CrossRef]
  108. Zou, J.; Chassaing, B.; Singh, V.; Fythe, M.D.; Kumar, M.V.; Gewirtz, A.T. Fiber-mediated nourishment of gut microbiota protects against diet-induced obesity by restoring IL-22-mediated colonic health. Cell Host Microbe 2018, 23, 41–53. [Google Scholar] [CrossRef]
  109. Ishisono, K.; Mano, T.; Yabe, T.; Kitaguchi, K. Dietary fiber pectin ameliorates experimental colitis in a neutral sugar side chain-dependent manner. Front. Immunol. 2019, 10, 2979. [Google Scholar] [CrossRef]
  110. Shi, H.; Wang, Q.; Zheng, M.; Hao, S.; Lum, J.S.; Chen, X.; Huang, X.; Yu, Y.; Zheng, K. Supplement of microbiota-accessible carbohydrates prevents neuroinflammation and cognitive decline by improving the gut microbiota-brain axis in diet-induced obese mice. J. Neuroinflammation 2020, 17, 1–21. [Google Scholar] [CrossRef]
  111. Rohr, M.W.; Narasimhulu, C.A.; Rudeski-Rohr, T.A.; Parthasarathy, S. Negative effects of a high-fat diet on intestinal permeability: A review. Adv. Nutr. 2020, 11, 77–91. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  112. Wu, G.D.; Chen, J.; Hoffmann, C.; Bittinger, K.; Chen, Y.; Sue, A.; Bewtra, M.; Knights, D.; Walters, W.A.; Knight, R.; et al. NIH public access. Science 2011, 334, 105–108. [Google Scholar] [CrossRef]
  113. De Filippis, F.; Pellegrini, N.; Vannini, L.; Jeffery, I.B.; La Storia, A.; Laghi, L.; Serrazanetti, D.I.; Di Cagno, R.; Ferrocino, I.; Lazzi, C.; et al. High-level adherence to a Mediterranean diet beneficially impacts the gut microbiota and associated metabolome. Gut 2016, 65, 1812–1821. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  114. Bolte, L.A.; Vila, A.V.; Imhann, F.; Collij, V.; Gacesa, R.; Peters, V.; Wijmenga, C.; Kurilshikov, A.; Fu, J.; Dijkstra, G.; et al. Long-term dietary patterns are associated with pro-inflammatory and anti-inflammatory features of the gut microbiome. Gut 2021, 70, 1287–1298. [Google Scholar] [CrossRef]
  115. Yang, J.; Wei, H.; Zhou, Y.; Szeto, C.-H.; Li, C.; Lin, Y.; Coker, O.O.; Lau, H.C.H.; Chan, A.W.; Sung, J.J.; et al. High-fat diet promotes colorectal tumorigenesis through modulating gut microbiota and metabolites. Gastroenterology 2021, 27, S0016-5085(21)03439-9. [Google Scholar] [CrossRef]
  116. Makki, K.; Deehan, E.C.; Walter, J.; Bäckhed, F. The impact of dietary fiber on gut microbiota in host health and disease. Cell Host Microbe 2018, 23, 705–715. [Google Scholar] [CrossRef]
  117. Belzer, C. Nutritional strategies for mucosal health: The interplay between microbes and mucin glycans. Trends Microbiol. 2021, 30, S0966-842X(21)00135-9. [Google Scholar] [CrossRef]
  118. Koh, A.; De Vadder, F.; Kovatcheva-Datchary, P.; Bäckhed, F. From dietary fiber to host physiology: Short-chain fatty acids as key bacterial metabolites. Cell 2016, 165, 1332–1345. [Google Scholar] [CrossRef]
  119. Lewis, J.D.; Abreu, M.T. Diet as a trigger or therapy for inflammatory bowel diseases. Gastroenterology 2017, 152, 398–414.e6. [Google Scholar] [CrossRef]
  120. Lambert, K.; Pappas, D.; Miglioretto, C.; Javadpour, A.; Reveley, H.; Frank, L.; Grimm, M.C.; Samocha-Bonet, D.; Hold, G.L. Systematic review with meta-analysis: Dietary intake in adults with inflammatory bowel disease. Aliment. Pharmacol. Ther. 2021, 54, 742–754. [Google Scholar] [CrossRef]
  121. Kundra, P.; Rachmühl, C.; Lacroix, C.; Geirnaert, A. Role of dietary micronutrients on gut microbial dysbiosis and modulation in inflammatory bowel disease. Mol. Nutr. Food Res. 2021, 65, 1901271. [Google Scholar] [CrossRef]
  122. Hossen, I.; Hua, W.; Ting, L.; Mehmood, A.; Jingyi, S.; Duoxia, X.; Cao, Y.; Hongqing, W.; Zhipeng, G.; Kaiqi, Z.; et al. Phytochemicals and inflammatory bowel disease: A review. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2020, 60, 1321–1345. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  123. Wawrzyniak, P.; Noureddine, N.; Wawrzyniak, M.; Lucchinetti, E.; Krämer, S.D.; Rogler, G.; Zaugg, M.; Hersberger, M. Nutritional lipids and mucosal inflammation. Mol. Nutr. Food Res. 2021, 65, 1901269. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  124. Levine, A.; Sigall Boneh, R.; Wine, E. Evolving role of diet in the pathogenesis and treatment of inflammatory bowel diseases. Gut 2018, 67, 1726–1738. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  125. Leech, B.; Mcintyre, E.; Steel, A.; Sibbritt, D. Risk factors associated with intestinal permeability in an adult population: A systematic review. Int. J. Clin. Pract. 2019, 73, e13385. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  126. Lang, J.M.; Pan, C.; Cantor, R.M.; Tang, W.H.W.; Garcia-Garcia, J.C.; Kurtz, I.; Hazen, S.L.; Bergeron, N.; Krauss, R.M.; Lusis, A.J. Impact of individual traits, saturated fat, and protein source on the gut microbiome. mBio 2018, 9, e01604–e01618. [Google Scholar] [CrossRef]
  127. Wolters, M.; Ahrens, J.; Romaní-Pérez, M.; Watkins, C.; Sanz, Y.; Benítez-Páez, A.; Stanton, C.; Günther, K. Dietary fat, the gut microbiota, and metabolic health—A systematic review conducted within the MyNewGut project. Clin. Nutr. 2019, 38, 2504–2520. [Google Scholar] [CrossRef]
  128. Wan, Y.; Wang, F.; Yuan, J.; Li, J.; Jiang, D.; Zhang, J.; Li, H.; Wang, R.; Tang, J.; Huang, T.; et al. Effects of dietary fat on gut microbiota and faecal metabolites, and their relationship with cardiometabolic risk factors: A 6-month randomised. Gut 2019, 68, 1417–1429. [Google Scholar] [CrossRef]

Будьте здоровы!

 

ССЫЛКИ К РАЗДЕЛУ О ПРЕПАРАТАХ ПРОБИОТИКАХ

  1. ПРОБИОТИКИ
  2. ПРОБИОТИКИ И ПРЕБИОТИКИ
  3. СИНБИОТИКИ
  4. ДОМАШНИЕ ЗАКВАСКИ
  5. КОНЦЕНТРАТ БИФИДОБАКТЕРИЙ ЖИДКИЙ
  6. ПРОПИОНИКС
  7. ЙОДПРОПИОНИКС
  8. СЕЛЕНПРОПИОНИКС
  9. БИФИКАРДИО
  10. ПРОБИОТИКИ С ПНЖК
  11. МИКРОЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ
  12. БИФИДОБАКТЕРИИ
  13. ПРОПИОНОВОКИСЛЫЕ БАКТЕРИИ
  14. МИКРОБИОМ ЧЕЛОВЕКА
  15. МИКРОФЛОРА ЖКТ
  16. ДИСБИОЗ КИШЕЧНИКА
  17. МИКРОБИОМ и ВЗК
  18. МИКРОБИОМ И РАК
  19. МИКРОБИОМ, СЕРДЦЕ И СОСУДЫ
  20. МИКРОБИОМ И ПЕЧЕНЬ
  21. МИКРОБИОМ И ПОЧКИ
  22. МИКРОБИОМ И ЛЕГКИЕ
  23. МИКРОБИОМ И ПОДЖЕЛУДОЧНАЯ ЖЕЛЕЗА
  24. МИКРОБИОМ И ЩИТОВИДНАЯ ЖЕЛЕЗА
  25. МИКРОБИОМ И КОЖНЫЕ БОЛЕЗНИ
  26. МИКРОБИОМ И КОСТИ
  27. МИКРОБИОМ И ОЖИРЕНИЕ
  28. МИКРОБИОМ И САХАРНЫЙ ДИАБЕТ
  29. МИКРОБИОМ И ФУНКЦИИ МОЗГА
  30. АНТИОКСИДАНТНЫЕ СВОЙСТВА
  31. АНТИОКСИДАНТНЫЕ ФЕРМЕНТЫ
  32. АНТИМУТАГЕННАЯ АКТИВНОСТЬ
  33. МИКРОБИОМ и ИММУНИТЕТ
  34. МИКРОБИОМ И АУТОИММУННЫЕ БОЛЕЗНИ
  35. ПРОБИОТИКИ и ГРУДНЫЕ ДЕТИ
  36. ПРОБИОТИКИ, БЕРЕМЕННОСТЬ, РОДЫ
  37. ВИТАМИННЫЙ СИНТЕЗ
  38. АМИНОКИСЛОТНЫЙ СИНТЕЗ
  39. АНТИМИКРОБНЫЕ СВОЙСТВА
  40. КОРОТКОЦЕПОЧЕЧНЫЕ ЖИРНЫЕ КИСЛОТЫ
  41. СИНТЕЗ БАКТЕРИОЦИНОВ
  42. АЛИМЕНТАРНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ
  43. МИКРОБИОМ И ПРЕЦИЗИОННОЕ ПИТАНИЕ
  44. ФУНКЦИОНАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
  45. ПРОБИОТИКИ ДЛЯ СПОРТСМЕНОВ
  46. ПРОИЗВОДСТВО ПРОБИОТИКОВ
  47. ЗАКВАСКИ ДЛЯ ПИЩЕВОЙ ПРОМЫШЛЕННОСТИ
  48. НОВОСТИ

Комментарии


Комментариев пока нет

Пожалуйста, авторизуйтесь, чтобы оставить комментарий.
Я согласен(на) на обработку моих персональных данных. Подробнее
Пожалуйста, авторизуйтесь, чтобы оставить комментарий.

Авторизация
Введите Ваш логин или e-mail:

Пароль :
запомнить