Главная \ Новости и обзор литературы

Болезнь Паркинсона может быть вызвана сероводородом, генерируемым кишечными бактериями

« Назад

02.04.2022 14:09

Сероводород, вырабатываемый кишечными бактериями, может вызывать болезнь Паркинсона

Сероводород, вырабатываемый кишечными бактериями, может вызывать болезнь Паркинсона

 ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

 Kari Erik Murros
Hydrogen Sulfide Produced by Gut Bacteria May Induce Parkinson’s Disease
Cells 2022, 11(6), 978

Резюме

Некоторые виды бактерий могут генерировать сероводород (H2S). Данные исследования подтверждают мнение о том, что микробиом толстой кишки содержит повышенное количество бактерий, продуцирующих H2S, при болезни Паркинсона (БП). Кроме того, H2S может легко проникать через клеточные мембраны и проникать внутрь клетки. В клетках чрезмерное количество H2S может потенциально высвободить белок цитохрома с (Cyt c) из митохондрий, увеличить содержание железа в цитозольном пуле железа и увеличить количество активных форм кислорода (АФК). Эти события могут привести к образованию олигомеров и фибрилл альфа-синуклеина в клетках, содержащих белок альфа-синуклеин. Кроме того, H2S, продуцируемый бактериями, может нарушать метаболизм уратов в организме и воздействовать на эритроциты и лимфоциты крови. Кишечные бактерии, ответственные за повышенную продукцию H2S, особенно связанные со слизью виды бактерий, принадлежащих к семействам Desulfovibrionaceae и Enterobacteriaceae, вероятно, играют роль в патогенезе болезни Паркинсона. Особое внимание следует уделить изменениям не только состава микробиома толстой кишки, но и двенадцатиперстной кишки в связи с патогенезом болезни Паркинсона. Инфекции гриппа могут увеличить риск болезни Паркинсона, вызывая чрезмерный рост H2S-продуцирующих бактерий как в толстой, так и в двенадцатиперстной кишке.

1. Введение

У человека сероводород (H2S) играет различные роли во множестве физиологических процессов, связанных с воспалительными, иммунными, эндокринными, респираторными, сосудистыми и нейромодулирующими действиями [1]. Кроме того, H2S эндогенно вырабатывается в клетках человека ферментами, включая цистатионин β-синтазу (CBS) и цистатионин γ-лиазу (CSE), которые оба используют L-цистеин в качестве субстрата, и через 3-меркапто-сульфуртрансферазу (3-MST) путь, который использует 3-меркаптопируват в качестве субстрата. И мозг, и ткань толстой кишки генерируют и модулируют продукцию H2S посредством активности CSE и CBS [2]. Сообщается, что у здоровых людей базовые уровни H2S в плазме находятся в диапазоне 34–274 мкМ [3,4]. В просвете кишечника заметными продуцентами H2S являются сульфат-редуцирующие бактерии (SRB) и бактерии с ферментом десульфгидразой (прим. ред.: H2S может быть получен из деградации цистеина, катализируемой L-цистеин десульфгидразой, присутствующей в кишечных патогенах, таких как Salmonella Typhimurium, Helicobacter pylori, Escherichia coli, и в патогенах, принадлежащих к родам Desulfovibrio, Clostridium, Enterobacter, Klebsiella и Streptococcus). Кроме того, различные бактерии, являющиеся гомологами ферментов CBS, CSE и 3-MST млекопитающих, способны продуцировать H2S. В низких концентрациях H2S, продуцируемый бактериями, проявляет цитопротекторные свойства, поддерживая целостность кишечной слизи, но токсичен для хозяина в высоких концентрациях [5]. При введении в организм человека H2S быстро диффундирует в кровь и после введения лишь небольшая часть H2S остается в растворимой форме [6]. В крови H2S легко соединяется с гемоглобином (Hb) и метгемоглобином (metHb) [7,8]. MetHb и H2S образуют относительно стабильные комплексы metHb-H2S, скорость восстановления которых низкая. Таким образом, metHb удерживает Hb в форме, связывающей кислород, и действует как поглотитель и регулятор сульфидов в крови [8,9]. В клетках основным путем элиминации H2S являются митохондрии с помощью цепочки нескольких окислительных ферментов [10]. В целом, документально подтверждено, что зависимость токсичности от дозы при воздействии H2S чрезвычайно крутая, а симптомы токсичности, такие как гипотензия и апноэ, возникают, когда концентрация свободного H2S достигает всего нескольких молей на литр в крови [6]. Высокие концентрации сероводорода токсичны для клеток, вызывая ингибирование цитохромоксидазы, гемопротеина, который является последним ферментом цепи переноса электронов в митохондриях [11]. Кроме того, H2S индуцирует высвобождение белка цитохрома с (Cyt c) из митохондриальной мембраны, что, однако, связано с этиопатогенезом болезни Паркинсона (БП) [12,13].

2. H2S высвобождает цитохром с из митохондрий — начало агрегации альфа-синуклеина.

Цитохром c (Cyt c) представляет собой небольшой белок гема, ответственный за перенос электронов между Комплексом III и Комплексом IV дыхательной цепи в митохондриях. Он частично связывается с внутренней мембраной митохондрий за счет слабых, легко мобилизуемых электростатических взаимодействий [14]. В эксперименте, в котором культивированные фибробласты легких человека обрабатывали повышенными концентрациями H2S, наблюдалось высвобождение Cyt c из митохондрий [15]. В исследовании, в котором эпителиальные клетки десны человека инкубировали в течение трех дней с воздухом, содержащим низкую концентрацию (50 нг/мл) H2S, было отмечено заметное высвобождение Cyt c из митохондрий [16]. Соответственно, когда стволовые клетки зубной пульпы человека подвергались воздействию воздуха с такой же низкой концентрацией H2S, наблюдалось значительное повышение уровней апоптотических ферментов (каспаз-9 и -3), сопровождавшееся увеличением высвобождения Cyt c из митохондрий. [17]. Специальная информация о динамике высвобождения Cyt c из митохондрий дает информацию об эффектах ротенона, ядовитого изофлавона, который использовался в исследованиях на животных для индукции экспериментальной БП. В этом исследовании при пропорциональном титровании ротенона было зарегистрировано пропорциональное увеличение высвобождения Cyt c из митохондрий [18]. Важно отметить, что нейроны могут переносить высвобождение Cyt c в цитозоль, не вызывая апоптоза. Хотя концентрации Cyt c в цитозоле уже были незначительно повышены, активность каспазы 9, являющейся индикатором апоптоза, не была повышена [18]. В компактном состоянии Cyt c обладает пероксидазной активностью [19]. В преапоптотической фазе, когда высвобождение Cyt c уже началось, Cyt c может взаимодействовать с анионными липидами, и благодаря этим взаимодействиям Cyt c может проявлять значительную пероксидазную активность [20,21]. Анионные липиды, содержащие Cyt c-пероксидазу, могут использовать цитоплазматический альфа-синуклеин (aSyn) в качестве субстрата пероксидазы, что приводит к агрегации aSyn и Cyt c, что отражает в основном защитную роль aSyn против апоптоза [21]. Нативный Cyt c, приводящий к пероксидазной активности, потенциально может принимать участие в олигомеризации и агрегации aSyn в цитозоле. Было показано, что агрегация aSyn и образование радикала aSyn происходит при взаимодействии между Cyt c, aSyn и перекисью водорода, членом активных форм кислорода (АФК) [22,23]. Изменения метаболизма железа, индуцированные H2S, вероятно, принимают участие в агрегации aSyn. Сообщалось, что сульфид высвобождает железо из ферритина млекопитающих и повышает уровень двухвалентного железа в цитозольном пуле лабильного железа (LIP), и некоторые данные подтверждают мнение о том, что H2S может восстанавливать внутриклеточное связанное трехвалентное железо с образованием несвязанного двухвалентного железа [24, 25, 26]. Кроме того, было продемонстрировано, что двухвалентное железо способствует как агрегации, так и передаче aSyn путем ингибирования слияния аутофагосом-лизосом [27]. В случае, если содержание железа в LIP достигает аномально высокого уровня, в конечном итоге увеличивается образование АФК в клетке [26,28]. Возможное присутствие наночастиц магнетита, продуцируемых некоторыми кишечными бактериями Desulfovibrio, может быть дополнительным фактором повышения уровня цитозольных АФК в клетках кишечника [13,29,30]. Повышенное образование АФК, вероятно, способствует появлению олигомеров и фибрилл aSyn в присутствии Cyt c и aSyn (рис. 1).

Вероятный патофизиологический механизм болезни Паркинсона


Рисунок 1. Вероятный патофизиологический механизм болезни Паркинсона. Чрезмерный рост кишечных бактерий, продуцирующих H2S, повышает концентрацию H2S в клетках кишечника и крови. В клетках кишечника чрезмерно повышенный уровень H2S высвобождает Cyt c из митохондрий и повышает уровень цитозольного железа (Fe2+). Следовательно, количество активных форм кислорода (АФК) увеличивается. Присутствие наночастиц магнетита, происходящих из видов Desulfovibrio, может еще больше увеличить появление АФК. Совместное присутствие aSyn, Cyt c и АФК (особенно перекиси водорода) приводит к агрегации aSyn. Возникшие агрегаты aSyn (олигомеры и фибриллы) могут распространяться прионоподобным образом в нижние отделы ствола мозга через блуждающий нерв. В крови H2S соединяется с гемоглобином. Часть H2S может оставаться в свободной форме и, возможно, индуцировать агрегацию aSyn даже в нейронах головного мозга.

3. Чрезмерный рост H2S-продуцирующих кишечных бактерий — предполагаемые последствия

Несколько видов бактерий продуцируют H2S в желудочно-кишечном тракте человека. Заметный разрастание этих видов может привести к целому ряду нежелательных последствий. Примечательно, что H2S способен легко проникать через клеточные мембраны без какой-либо помощи для этого транспорта [31]. Чтобы противодействовать токсическим эффектам H2S, клетки слизистой оболочки толстой кишки подвержены эффективному механизму утилизации H2S путем его окисления до тиосульфатов [32]. В митохондриях цепь ферментативных реакций, начинающаяся с действия сульфидхиноноксидоредуктазы (SQR), катализирует окисление сульфида до тиосульфата, который далее окисляется до сульфата и выводится почками [10]. В случае, если H2S вырабатывается кишечными бактериями в аномально высоких количествах, концентрация H2S может превышать способность клеток кишечника детоксицировать весь H2S, и часть его может попасть в кровь. Экспериментально было показано, что уровни свободного H2S снижаются в плазме и тканях желудочно-кишечного тракта стерильных мышей, что указывает на то, что активность кишечной микробиоты может повышать концентрацию H2S в плазме [33]. Большое исследование, в котором данные метаболома плазмы были объединены с данными микробиома кишечника пациентов с БП и здоровых людей, выявило изменения в метаболизме серы, вызванные бактериями Akkermansia muciniphila и Bilophila wadsworthia [34]. Примечательно, что в этом исследовании было обнаружено увеличение потенциала секреции H2S в микробиоме при БП. Дополнительным подтверждением мнения о том, что повышенная продукция H2S происходит при БП, является исследование, в котором сообщалось о повышении содержания metHb в крови у пациентов с БП [35]. Кроме того, было показано, что у пациентов с БП концентрация H2S в спинномозговой жидкости значительно выше по сравнению с контрольной группой [36]. Исследования, предоставляющие информацию о корреляции между концентрациями H2S в крови и количеством кишечных бактерий, продуцирующих H2S, отсутствуют. Если продукция H2S кишечными бактериями приводит к нефизиологически высоким концентрациям в крови, ткань головного мозга может быть особенно чувствительна к токсическому действию H2S, поскольку активность фермента SQR, по-видимому, очень низка в клетках мозга млекопитающих [37]. Что касается изменений в составе крови, в частности, сообщалось о снижении количества CD8+ Т-лимфоцитов в крови пациентов с БП, и это снижение, по-видимому, связано с тяжестью БП [38]. Кроме того, эффекты сероводорода могут объяснить это открытие, поскольку было обнаружено, что экзогенный сероводород вызывает гибель клеток лимфоцитов периферической крови с соответствующей специфичностью подмножества для CD8+ Т-лимфоцитов и естественных клеток-киллеров [39]. В качестве дополнительного наблюдения, повышенные уровни H2S, вероятно, изменяют концентрацию мочевой кислоты (МК) в плазме, что отражает кишечный метаболизм диетических пуринов, таких как ксантин [40]. Кроме того, сообщалось, что H2S снижает образование МК из ксантина, что дает одно из объяснений того факта, что уровни МК в плазме снижаются у пациентов с БП [41,42].

4. Клетки кишечника, содержащие H2S и aSyn

Особую озабоченность вызывает та часть эпителиальных клеток кишечника, которая обращена к просвету кишки без сосудистого покрытия. Следовательно, те эпителиальные клетки, такие как энтероэндокринные клетки (EECs), которые лишены защитной роли Hb и metHb крови для удаления H2S, подвергаются повышенному риску токсичности H2S. Было высказано предположение, что избыточная продукция H2S бактериями, принадлежащими к роду Desulfovibrio (gDSV), вызывает высвобождение Cyt c из митохондрий и олигомеризацию aSyn в EECs [12,13]. Сообщалось, что aSyn экспрессируется в EECs как тонкого, так и толстого кишечника и что EECs связаны с кишечными нервами [43,44]. Кроме того, EECs экспрессируют как пре-, так и постсинаптические белки, подразумевая, что EECs посылают и получают нервные сигналы [44]. Подобно EECs, кишечные нейроны несут потенциальный риск образования олигомеров aSyn при воздействии высоких уровней H2S, поскольку кишечные нейроны содержат aSyn [45]. Гипотетически, если олигомеры aSyn продуцируются в EECs и кишечных нейронах, часть их, возможно, секретируется в кровь. Значительно повышенный уровень олигомерных форм aSyn наблюдался в плазме крови больных БП [46]. Однако происхождение этих олигомерных агрегатов остается открытым вопросом. Как потенциальный механизм, олигомеры и фибриллы aSyn распространяются так же, как и прионы, от EECs и кишечных нейронов по межклеточному механизму в нижний отдел ствола мозга через блуждающий нерв (Рис. 1). Экспериментально показано, что различные формы aSyn после введения в стенку кишечника транспортируются в ствол мозга через блуждающий нерв [47]. В другом исследовании на трансгенных крысах, экспрессирующих избыток aSyn человека, инъекции фибрилл aSyn в стенку двенадцатиперстной кишки вызывали патологию aSyn как в парасимпатическом, так и в симпатическом пути [48].

5. H2S-продуцирующие бактерии толстой кишки и болезнь Паркинсона

Что касается человека, то избыточное производство H2S кишечными бактериями может вызвать появление болезни Паркинсона. Сульфатредуцирующие бактерии (SRB) составляют основную группу H2S-продуцирующих бактерий в фекалиях здоровых людей [49]. В этой группе наиболее распространенными родами являются водород- и лактат-использующие gDSV (род Desulfovibrio), ацетат-использующий род Desulfobacter, и водород- и пропионат-использующий род Desulfobulbus [50,51]. Примечательно, что SRB — единственные кишечные микробы, которые полагаются на неорганический сульфат для сохранения энергии [51]. Многие другие бактерии, не принадлежащие к группе SRB, также продуцируют H2S. Среди прочего, роды бактерий, такие как Alistipes, Bacteroides, Escherichia, Enterobacter, Clostridium, Collinsella, Fusobacterium, Klebsiella, Oscillibacter, Prevotella, Proteus, Porphyromonas, Streptococcus, Veillonella и Yearsinia, включают виды, которые обладают способностью к первичной продукции H2S посредством деградации цистеина [51,52]. Особый интерес представляют бактерии Bilophila wadsworthia, продуцирующие H2S по пути деградации таурина [51]. Что касается конкретных видов бактерий, которые, как известно, производят H2S, сообщалось, что Helicobacter pylori, Clostridium difficile и Desulfovibrio desufuricans связаны с возникновением БП [13, 53, 54].

Были проведены многочисленные исследования изменений микробиома при БП с переменными результатами. Большой метаанализ десяти исследований микробиома кишечника при БП по типу «случай-контроль» показал, что образцы фекалий пациентов с БП наиболее последовательно обогащались родами Lactobacillus, Bifidobacterium и Akkermansia [55]. Напротив, было обнаружено, что продуцирующие бутират роды Roseburia, Blautia, Faecalibacterium, Moryella и Anaerostipes менее обогащены. В крупном исследовании ассоциаций всего микробиома (MWAS) сообщалось, что роды Prevotella, Corynebacterium_1 и Porphyromonas как кластер совместно встречающихся условно-патогенных микроорганизмов обогащены при БП [56]. Как уже отмечалось, роды Prevotella и Porphyromonas являются продуцентами H2S. Кроме того, было высказано предположение, что сульфитредуктаза, железофлавопротеиновый фермент, продуцирующий H2S, присутствует у видов рода Corynebacterium [57]. Однако, что касается обогащения рода Prevotella в образцах фекалий пациентов с БП в исследовании MWAS, в некоторых других исследованиях были получены противоречивые результаты [58, 59, 60]. В исследовании MWAS было обнаружено, что относительная численность родов Butyricoccus, Lachnospira, Fusikatenibacter, Roseburia, Blautia, Agatobacter и Faecalibacterium, которые являются производителями бутирата, значительно снижена в микробиоме кишечника при болезни Паркинсона. Чрезмерный рост бактерий, продуцирующих сероводород, дает разумное объяснение сокращению популяции бактерий, восстанавливающих бутират. Кроме того, H2S ингибирует синтез ацетил-КоА и продуцирует КоА-персульфид при взаимодействии с КоА, важной молекулой в путях синтеза бутирата [61,62]. В инновационном исследовании сообщества синтетических микробиомов, состоящего из нескольких бактерий, продуцирующих бутират, было замечено, что H2S в концентрациях, аналогичных концентрациям, продуцируемым Desulfovibrio piger, ингибирует выработку бутирата в спроектированном бактериальном сообществе, включая членов Faecalibacterium prausnitzii и Roseburia intestinalis [63]. Снижение продукции бутирата, скорее всего, отражает количество кишечных бактерий, продуцирующих бутират. В защиту этой точки зрения сообщалось, что количество бутирата коррелирует с обилием бактерий рода Blautia и таких видов бактерий, как Faecalibacterium prausnitzii и Roseburia faecis [64]. Обогащение родов Lactobacillus и Bifidobacterium в образцах фекалий пациентов с БП было зарегистрировано в нескольких исследованиях [55,65]. Открытие можно объяснить, по крайней мере частично, доступностью этих пробиотиков в виде коммерческих продуктов.

Что касается SRB, таких как gDSV, то их роль в микробиоте кишечника пациентов с БП требует особого внимания. В итальянском исследовании было обнаружено обогащение многих родов бактерий, включая gDSV, в образцах фекалий пациентов с БП. Однако после корректировки на несколько ковариат только род Veillonella остался обогащенным родом [66]. Это открытие представляет интерес, поскольку виды Veillonella продуцируют H2S из L-цистеина, и в более раннем исследовании было обнаружено, что обогащение этого рода обогащает фекальный микробиом пациентов с БП [52,58,67]. В двух китайских исследованиях наблюдалось значительное увеличение относительной численности семейства Desulfovibrionaceae в образцах фекалий пациентов с БП [58,68]. Кроме того, в исследовании, проведенном на юге Китая, относительная распространенность gDSV была увеличена у пациентов с БП [68]. Дальнейшее подтверждение чрезмерного роста семейства Desulfovibrionaceae в микробиоте кишечника пациентов с БП представлено в канадском исследовании, в котором семейства Desulfovibrionaceae и Christensenellaceae показали чрезмерный рост в образцах фекалий пациентов с БП [69]. Сообщалось, что семейство Christensenellaceae значительно увеличилось в микробиоте при БП [55]. Одно из объяснений его повышенного содержания связано с индексом массы тела (ИМТ). Пациенты с БП имеют значительно более низкие ИМТ по сравнению со здоровым контролем, и, с другой стороны, существует обратная корреляция между ИМТ и относительной численностью семейства Christensenellaceae [70,71].

В отличие от сосредоточения внимания на относительной численности множества кишечных бактерий, представляющих различные таксономические уровни, в одном исследовании были представлены данные об абсолютных концентрациях видов gDSV Desulfovibrio desulfuricans, D. Fairfieldensis, D. piger и D. vulgaris в образцах фекалий. пациентов с БП и здорового контроля [13]. За исключением D. vulgaris, не обнаруженного в образцах БП, виды gDSV присутствовали в значительно более высоких концентрациях в образцах БП, чем в контрольных образцах. Кроме того, наличие периплазматической [FeFe]-гидрогеназы, которую использовали в качестве общего знаменателя для различных видов gDSV, коррелировало с наличием БП [13]. Очевидное перекрестное питание происходит между gDSV и родом Akkermansia. В исследованиях образцов фекалий относительный разрастание рода Akkermansia является обычным явлением у пациентов с БП [55, 56, 65]. Akkermansia muciniphila, бактерия, обитающая в большом количестве в слизистом слое толстой кишки, высвобождает сульфат при ферментации муцина, тем самым предлагая сульфат для SRB, ассоциированным со слизистой оболочкой [72,73]. Исследование по анализу последовательности клонов функциональных генов образцов биопсии толстой кишки показало, что популяции SRB связаны со слизистой оболочкой по всей толстой кишке и филогенетически связаны с гидрогенотрофными бактериями Desulfovibrio piger, Desulfovibrio desulfuricans и Bilophila wadsworthia [74]. Сообщалось, что в образцах слизи толстой кишки здоровых людей Bilophila wadsworthia имеет высокую скорость колонизации [75]. Очевидно важное значение имеет то, что относительное обилие представителей рода Bilophila, как сообщается, значительно увеличивается в образцах фекалий пациентов с БП по сравнению с контрольной группой и коррелирует с клинической стадией БП по клиническим критериям Хена и Яра [76]. В качестве очевидного недостатка исследования микробиома кишечника при БП были сосредоточены главным образом на относительном содержании различных бактериальных таксонов, встречающихся в образцах фекалий. Состав микробиома, связанного со слизистой оболочкой, очевидно, значительно отличается от состава микробиома фекалий, как продемонстрировано в анализе, включающем как ректороманоскопию, так и образцы кала [77]. Род Escherichia обитает особенно в области слизистой оболочки [77,78]. Примечательно, что в образцах слизистой оболочки сигмовидной кишки пациентов с БП сообщалось о значительно более интенсивном окрашивании на кишечную палочку, чем в образцах контрольных субъектов [79]. В соответствии с этим исследованием сообщалось, что относительная численность рода Escherichia-Shigella значительно увеличилась в образцах фекалий пациентов с БП и коррелирует с тяжестью и продолжительностью БП [80].

6. Бактерии тонкого кишечника, продуцирующие сероводород, и болезнь Паркинсона

Помимо изменений в составе микробиоты толстой кишки, изменения в количестве тонкокишечных бактерий, вероятно, связаны с патогенезом БП, поскольку это свидетельствует о высокой распространенности избыточного бактериального роста в тонкой кишке (СИБР) в популяции пациентов с БП. Согласно большому метаанализу, основанному на результатах дыхательного теста с лактулозой и водородом, сообщалось о сильной связи между СИБР и БП [81]. Хотя повышенное производство водорода из микробиома тонкого кишечника, по-видимому, имеет место у нескольких пациентов с БП, пока неизвестно, какие роды или виды бактерий в тонком кишечнике объясняют это увеличение. Бактерии, использующие водород, такие как виды Desulfovibrio и Bilophila wadsworthia, вероятно, извлекают выгоду из этих обстоятельств. На общем уровне было обнаружено, что состав микробиома тонкой кишки заметно отличается от состава фекального микробиома у людей [82]. Исследование, проведенное на субъектах с СИБР и без СИБР, дает интересную информацию об изменениях микробиома двенадцатиперстной кишки у субъектов с СИБР на общем уровне [82]. В этом исследовании сообщалось, что в аспиратах двенадцатиперстной кишки пациентов с СИБР в четыре раза выше относительная численность класса Gammaproteobacteria, а в три раза выше относительная численность класса Deltaproteobacteria, по сравнению с субъектами, не страдающими СИБР. Еще интереснее то, что семейство Enterobacteriaceae составляет 89 % от общего относительного обилия гаммапротеобактерий в двенадцатиперстной кишке у пациентов с СИБР [83]. Примечательно, что роды, продуцирующие сероводород, такие как Escherichia, Klebsiella и Proteus, принадлежат к семейству Enterobacteriaceae. Что касается членов семейства класса Deltaproteobacteria, особенно семейства Desulfovibrionaceae, то они наиболее известны своей способностью продуцировать H2S. Проглоченные бактерии из полости рта, возникающие, например, из очагов пародонтальных инфекций, возможно, могут играть роль в модуляции состава микробиома тонкой кишки. В крупномасштабном когортном исследовании было показано, что пародонтит увеличивает риск БП [84]. Сообщалось, что поддесневые отложения, возникающие при заболеваниях пародонта, включая случаи с агрессивным пародонтитом, содержат SRB (которые в основном представляют класс Deltaproteobacteria) и, среди прочего, бактериальные роды, такие как Porphyromonas и Prevotella [85,86]. Интересно, что в финском исследовании биопленки слизистой оболочки полости рта у пациентов с БП наблюдалось значительное увеличение численности родов Prevotella и Veillonella [87].

7. Вирусные инфекции, болезнь Паркинсона и кишечные бактерии, продуцирующие сероводород

Инфекция гриппа, очевидно, увеличивает риск БП. В популяционном исследовании случай-контроль в Канаде сообщалось о значительной связи между тяжелым гриппом в анамнезе и болезнью Паркинсона [88]. Недавно проведенное исследование случай-контроль, основанное на данных более 60 000 человек из Датского национального реестра пациентов, показало, что наличие гриппа в анамнезе в значительной степени связано с более поздним возникновением болезни Паркинсона [89]. Кроме того, считается, что испанский грипп (подтип гриппа A H1N1) является фактором риска для более позднего возникновения болезни Паркинсона. Что касается исследований на животных, то было показано, что вирус гриппа А (H5N1) может индуцировать нарушение целостности слизистого слоя тонкой кишки и вызывать кишечный дисбактериоз за счет увеличения относительного количества гаммапротеобактерий и бацилл [90]. В исследовании на мышах было продемонстрировано, что инфекция вируса гриппа A (PR8) вызывает значительное увеличение кишечных видов Escherichia coli [91]. Что касается другого исследования, инфекция гриппа A (PR8) вызвала значительное увеличение популяции Enterobacteriaceae в образцах стула мышей дикого типа [92]. Кроме того, сообщалось, что инфекция вируса гриппа А H3N2 увеличивает содержание в фекалиях бактерий рода Escherichia у мышей [93]. Что касается исследований на людях, интересное поперечное исследование изменений микробиоты кишечника у 30 пациентов с инфекцией COVID-19, 24 пациентов с гриппом (H1N1) и 30 здоровых людей из контрольной группы показало, что относительное обилие представителей рода Escherichia-Shigella был значительно выше в образцах фекалий пациентов с H1N1, чем в контроле [94].

Сообщалось, что инфекция вируса гепатита С (HCV) является значительным фактором риска болезни Паркинсона [95]. HCV-инфекцию можно разделить на три типа, которые состоят из устойчиво нормальной сывороточной аланинтрансферазы, хронического гепатита и цирроза печени. На всех этих этапах постоянно обнаруживалось обогащение представителей семейства Enterobacteriaceae, присутствующих в микробиоме кишечника [96]. Очевидно, инфекции, вызванные вирусом гриппа и гепатита С, могут быть индукторами развития БП, вызывая дисбактериоз кишечника, при этом решающую роль играет чрезмерный рост H2S-продуцирующих членов семейства Enterobacteriaceae, особенно рода Escherichia. Клинические исследования состава фекального микробиома при БП подтверждают мнение о том, что семейство Enterobacteriaceae играет важную роль в патогенезе БП. Примечательно, что эта семья, как сообщается, значительно более многочисленна в образцах фекалий пациентов с БП по сравнению со здоровым контролем [80,97,98]. Сообщалось, что постуральная нестабильность и затруднение походки коррелируют с относительной численностью Enterobacteriaceae в образцах кала пациентов с БП [97]. Кроме того, сообщалось, что увеличение количества Enterobacteriaceae в образцах фекалий связано с подтипом БП без тремора [99].

8. H2S, продуцируемый бактериями, и факторы риска болезни Паркинсона

Было установлено, что пожилой возраст является самым большим фактором риска развития БП. В глобальном масштабе распространенность БП начинает резко расти в возрастном диапазоне 60–70 лет и достигает пика в возрастном диапазоне 80–90 лет [100]. Что касается микробиома толстой кишки в пожилом возрасте, исследование изменений в составе микробиома в процессе старения показало, что у пожилых людей происходит резкое и постоянное увеличение относительного количества H2S-продуцирующих бактерий в кишечнике, таких как Desulfovibrio, Bilophila и Corynebacterium. [101]. В случае дополнительного и существенного избыточного роста бактериальных родов, продуцирующих H2S, таких как Escherichia или gDSV, риск развития БП, вероятно, будет увеличиваться в зависимости от возраста.

Помимо старения, установленным фактором риска БП является мужской пол. Кроме того, что касается показателей заболеваемости, сообщалось, что соотношение мужчин и женщин колеблется от 1,37 до 3,7 [102]. Эстроген, особенно 17β-эстрадиол, который, как сообщается, проявляет нейропротекторные свойства, может объяснить эту разницу [103,104]. Было заявлено, что длительное воздействие эстрогена может иметь важное значение для снижения риска БП [104]. Экспериментальные исследования на моделях ишемии показали, что 17β-эстрадиол препятствует высвобождению Cyt c из митохондрий и благодаря этому действию эстрадиол проявляет цитопротекторные свойства [105,106]. В конечном счете, учитывая, что уровни H2S увеличиваются в клетках кишечника и, возможно, даже на уровне мозга, эстадиол, вероятно, может противодействовать действиям H2S, предотвращая высвобождение Cyt c из митохондриальной мембраны.

9. Выводы

Значительное количество доказательств поддерживает мнение о том, что в микробиоме кишечника пациентов с БП происходит избыточный рост H2S-продуцирующих бактерий. Вполне вероятно, что, ингибируя синтез ацетил-КоА, H2S уменьшает количество кишечных бактерий, продуцирующих бутират. Кроме того, H2S может легко диффундировать в клетки кишечника и сосуды. В кровотоке некоторая часть H2S, продуцируемого бактериями, может оказаться на уровне головного мозга. Когда клетки кишечника подвергаются воздействию нефизиологически высоких концентраций H2S, вероятно, начинается высвобождение Cyt c из митохондрий. Кроме того, H2S увеличивает содержание железа в пуле лабильного железа клеточного цитозоля и содержание АФК. В случае, если клетка экспрессирует aSyn, как это делают EECs и энтеральные нейроны, развитие олигомеров и фибрилл aSyn может начаться в присутствии Cyt c и повышенного содержания АФК. Токсичные олигомеры и фибриллы могут распространяться в нижний отдел ствола мозга через блуждающий нерв, и некоторые олигомеры, вероятно, попадут в кровоток. Что касается продуцентов сероводорода, то виды родов Desulfovibrio, Escherichia, Bilophila, Porhyromonas, Prevotella, Corynebacterium, Veillonella, Helicobacter и Clostridium привлекают особое внимание при определении роли различных родов бактерий в этиологии БП. Бактериальный состав микробиома двенадцатиперстной кишки требует особого внимания при БП, поскольку вполне вероятно, что количество и характеристики бактерий тонкого кишечника, включая бактерии, продуцирующие H2S, значительно отличаются от таковых в толстой кишке. Примечательно, что исследования бактериального состава микробиома двенадцатиперстной кишки при БП отсутствуют. В будущем микробиологические и метаболомные исследования дуоденальных аспиратов в сочетании с соответствующими анализами фекальных образцов могут дать ключевую информацию о патогенезе БП. В случае, если H2S играет существенную роль в патогенезе БП, уже существует несколько стратегий противодействия его действиям. В 2003 г. Braak и его коллеги предположили, что БП вызывается кишечным патогеном [107]. Этим «патогеном» может быть H2S (см. рис. ниже).

Схематическое представление гипотезы Брэка

На рис.: Схематическое представление гипотезы Брэка (Braak) о болезни Паркинсона (БП). Микробные продукты вступают в контакт с обонятельными и/или кишечными нейронами, которые запускают агрегацию α-синуклеина (aSyn) (1 и 2). Агрегированный α-синуклеин распространяется к центральной нервной системе через обонятельную луковицу и блуждающий нерв (3 и 4). В конце концов, агрегированный α-синуклеин поступает в черную субстанцию (5). Генетические факторы, вероятно, способствуют развитию БП, но точный механизм еще предстоит выяснить (6).

Дополнительная информация:

К разделу Микрофлора и функции мозга

Литература

  1. Wang, R. Physiological implications of hydrogen sulfide: A whiff exploration that blossomed. Physiol. Rev. 2012, 92, 791–896. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  2. Linden, D.R.; Sha, L.; Mazzone, A.; Stoltz, G.J.; Bernard, C.E.; Furne, J.K.; Levitt, M.D.; Farrugia, G.; Szurszewski, J.H. Production of the gaseous signal molecule hydrogen sulfide in mouse tissue. J. Neurochem. 2008, 106, 1577–1585. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  3. Furne, J.; Saeed, A.; Levitt, M.D. Whole tissue hydrogen sulfide concentrations are orders of magnitude lower than presently accepted values. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2008, 295, R479–R1485. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  4. Karunya, R.; Jayaprakash, K.S.; Gaikwad, R.; Sajeesh, P.; Ramshad, K.; Muraleedharan, K.M.; Dixit, M.; Thangaraj, P.R.; Sen, A.K. Rapid measurement of hydrogen sulfide in human blood plasma using a microfluid method. Sci. Rep. 2019, 9, 3258. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  5. Buret, A.G.; Allain, T.; Motta, J.-P.; Wallace, J.L. Effects of hydrogen sulfide on the microbiome: From toxicity to therapy. Antioxid. Redox Sign. 2022, 36, 211–219. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  6. Haouzi, P.; Sonobe, T.; Judenherc-Haouzi, A. Hydrogen sulfide intoxication induced brain injury and methylene blue. Neurobiol. Dis. 2020, 133, 104474. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  7. Klingerman, C.M.; Trushin, N.; Prokopczyk, B.; Haouzi, P. H2S concentration in the arterial blood during H2S administration in relation to its toxicity and effects on breathing. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2013, 305, R630–R638. [Google Scholar] [CrossRef]
  8. Bianco, C.L.; Savitsky, A.; Feelisch, M.; Cortese-Krott, M.M. Investigations on the role of hemoglobin in sulfide metabolism by intact human red blood cells. Biochem. Pharmacol. 2018, 149, 163–174. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  9. Jensen, B.; Fago, A. Reactions of ferric hemoglobin and myoglobin with hydrogen sulfide under physiologic conditions. J. Inorg. Biochem. 2018, 182, 133–140. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  10. Zaorska, E.; Tomasova, L.; Loszelewski, D.; Ostaszewski, R.; Ufnal, M. Hydrogen sulfide in pharmacotherapy, beyond the hydrogen sulfide-donors. Biomolecules 2020, 10, 323. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  11. Dorman, D.C.; Moulin, F.J.-M.; McManus, B.E.; Mahle, K.C.; James, A.; Struve, M.F. Cytochrome oxidase inhibition induced by acute hydrogen sulfide inhalation: Correlation with tissue sulfide concentrations in the rat brin, liver, lung, and nasal epithelium. Toxicol. Sci. 2002, 65, 18–25. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  12. Murros, K.E. Sulfate reducing gut bacteria and Parkinson’s disease. Eur. J. Neurol. 2021, 28, e21. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  13. Murros, K.E.; Huynh, V.A.; Takala, T.M.; Saris, P.E.J. Desulfovibrio bacteria are associated with Parkinson’s disease. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2021, 11, 652617. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  14. Garrido, C.; Galluzzi, L.; Brunet, M.; Puig, P.E.; Didelot, C.; Kroemer, G. Mechanism of cytochrome c release from mitochondria. Cell Death Diff. 2006, 13, 1423–1433. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  15. Baskar, R.; Li, L.; Moore, P.K. Hydrogen sulfide-induces DNA damage and changes in apoptotic gene expression in human lung fibroblast cells. Faseb J. 2007, 21, 247–255. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  16. Calenic, B.; Yaegaki, K.; Murata, T.; Imai, T.; Aoyama, I.; Sato, T.; Ii, H. Oral malodorous compound triggers mitochondrial-dependent apoptosis and causes genomic DNA damage in human gingival epithelial cells. J. Periodontal Res. 2010, 45, 31–37. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  17. Kobayashi, C.; Yaegaki, K.; Calenic, B.; Ishkitiev, N.; Imai, T.; Ii, H.; Aoyama, I.; Kobayashi, H.; Izumi, Y.; Haapasalo, M. Hydrogen sulfide causes apoptosis in human pulp stem cells. J. Endod. 2011, 37, 479–484. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  18. Clayton, R.; Clark, J.B.; Sharpe, M. Cytochrome c release from rat brain mitocondria is proportional to the mitochondrial funtional deficit: Implications for apoptosis and neurodegenerative disease. J. Neurochem. 2005, 92, 840–849. [Google Scholar] [CrossRef]
  19. Tomasková, N.; Varhac, T.; Lysáková, V.; Musatov, A.; Sedlák, E. Peroxidase activity of cytochrome c in its compact state dependes on dynamics of the heme region. Biochim. Biophys. Acta Proteins Proteom. 2018, 1866, 1073–1083. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  20. Belikova, N.A.; Vladimirov, Y.A.; Osipov, A.N.; Kapralov, A.A.; Tyurin, V.A.; Potapovich, M.V.; Basova, L.V.; Peterson, J.; Kurnikov, I.V.; Kagan, V.E. Peroxidase activity and structural transitions of cytochrome c bound to cardiolipin-contiainig membranes. Biochemistry 2006, 45, 4998–5009. [Google Scholar] [CrossRef]
  21. Bayir, H.; Kapralov, A.A.; Jiang, J.; Huang, Z.; Tyurina, Y.Y.; Tyurin, V.A.; Zhao, Q.; Belikova, N.A.; Vlasova, I.I.; Maeda, A.; et al. Peroxidase mechanism of lipid-dependent cross-linking of synuclein with cytochrome c. J. Biol. Chem. 2008, 284, 15951–15969. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  22. Hashimoto, M.; Takeda, A.; Hsu, L.J.; Takenouchi, T.; Masliah, E. Role of cytochrome c as astimulator of α-synuclein aggregation in Lewy-body disease. J. Biol. Chem. 1999, 274, 28849–28852. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  23. Kumar, A.; Ganini, D.; Mason, R.P. Role of cytochrome c in α-synuclein radical formation: Implications of α-synuclein in neuronal death in Maneb- and paraquat-induced model of Parkinson’s disease. Mol. Neurodegener. 2016, 11, 70. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  24. Cassanelli, S.; Moulis, J. Sulfide is an efficient iron releasing agent for mammalian ferritins. Biochim. Biophys. Acta 2001, 1547, 174–182. [Google Scholar] [CrossRef]
  25. Hälldin, J.; Land, T. Sulfide increases labile iron pool in RD4 cells. Biometals 2008, 21, 127–131. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  26. Truong, D.H.; Eghbal, M.A.; Hindmarsh, W.; Roth, S.R.; O’Brien, P.J. Molecular mechanisms of hydrogen sulfide toxicity. Drug Metab. Rev. 2006, 38, 733–744. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  27. Xiao, Y.; Chen, X.; Huang, S.; Li, G.; Mo, M.; Zhang, L.; Chen, C.; Guo, W.; Zhou, M.; Wu, Z.; et al. Iron promotes α-synuclein aggregation and transmission by inhibiting TFEB-mediated autophagosome-lysosome fusion. J. Neurochem. 2018, 145, 34–50. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  28. Cabantchik, Z.I. Labile iron in cells and body fluids: Physiology, pathology, and pharmacology. Front. Pharmacol. 2014, 5, 45. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  29. Murros, K.; Wasiljeff, J.; Macias-Sánchez, E.; Faivre, D.; Soinne, L.; Valtonen, J.; Pohja, M.; Saari, P.; Pesonen, L.J.; Salminen, J.M. Magnetic nanoparticles in human cervical skin. Front. Med. 2019, 6, 123. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  30. Könczöl, M.; Ebeling, S.; Goldenberg, E.; Treude, F.; Gminski, R.; Gieré, R.; Grobéty, B.; Rothen-Rutishauser, B.; Merfort, I.; Merch-Sundermann, V. Cytotoxicity and genotoxicity of size-fractionde iron oxide (magnetite) in A549 human lung epithelial cells: Role of ROS, JNK, and NF-κB. Chem. Res. Toxicol. 2011, 24, 1460–1475. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  31. Mathai, J.C.; Missner, A.; Kügler, P.; Saparov, S.M.; Zeidel, M.L.; Lee, J.K.; Pohl, P. No facilitator required fro membrane transport of hydrogen sulfide. PNAS 2009, 106, 16633–16638. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  32. Singh, S.B.; Lin, H.C. Hydrogen sulfide in physiology and diseases of the digestive tract. Microorganism 2015, 3, 866–889. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  33. Shen, X.; Carlström, M.; Borniquel, S.; Jädert, C.; Kevill, C.G.; Lundberg, J. Microbial regulation of host hydrogen sulfide bioavailability and metabolism. Free Radic. Biol. Med. 2013, 60, 195–200. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  34. Hertel, J.; Harms, A.C.; Heinken, A.; Baldini, F.; Thinnes, C.C.; Glaab, E.; Vasco, D.A.; Pietzner, M.; Stewart, I.D.; Wareham, N.J.; et al. Integrated analyses on microbiome and longitudinal metabolome data reveal microbial-host interactions on sulfur metabolism in Parkinson’s disease. Cell Rep. 2019, 29, 1767–1777.e8. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  35. Makletsova, M.G.; Rikhireva, G.T.; Poleshuk, V.V.; Grjakalov, K.V.; Timerbaeva, S.L.; Fedorova, T.N. The effects of antioxidants on in vivo and in vitro methemoglobin formation in erythorcytes of patients with Parkinson’s disease. Biomed. Khim. 2016, 62, 193–197. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  36. Greco, V.; Neri, C.; Pieragostino, D.; Spalloni, A.; Persichilli, S.; Gastaldi, M.; Mercuri, N.B.; Longone, P.; Urbani, A. Investigating different forms of hydrogen sulfide in cerebrospinal fulid of various neurological disorders. Metabolites 2021, 11, 152. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  37. Lagouette, E.; Mimoun, S.; Andriamihaja, M.; Chaumontet, C.; Blachier, F.; Bouillaud, F. Oxidation of hydrogen sulfide remains a priority in mammalian cells and causes reverse electron transfer in colonocytes. Biochim. Biophys. Acta 2010, 1797, 1500–1511. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  38. Bhatia, D.; Grozdanov, V.; Ruf, W.P.; Kassubek, J.; Ludolph, A.C.; Weishaupt, J.H.; Danzer, K.M. T-cell dysregulation is associated with disease severity in Parkinson’s disease. J. Neuroinflamm. 2021, 18, 250. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  39. Mirandola, P.; Gobbi, G.; Sponzilli, I.; Pambianco, M.; Malinverno, C.; Cacchioli, A.; De Panfilis, G.; Vitale, M. Exogenous hydrogen sulfide induces functional inhibition and cell desth of cytotoxic lymphocytes subsets. J. Cellul. Physiol. 2007, 213, 826–833. [Google Scholar] [CrossRef]
  40. Hyndman, D.; Liu, S.; Miner, J.N. Urate handling in the human body. Curr. Rheumatol. Rep. 2016, 18, 34. [Google Scholar] [CrossRef]
  41. Annanmäki, T.; Muuronen, A.; Murros, K. Low plasma uric acid in Parkinson’s disease. Mov. Disord. 2007, 22, 1133–1137. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  42. Pardue, S.; Kolluru, G.K.K.; Shen, X.; Lewis, S.; Saffle, C.; Kelley, E.; Kevil, C. Hydrogen sulfide stimulates xanthine oxidoreductase conversion to nitrite reductase and formation of NO. Redox Biol. 2020, 34, 101447. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  43. Chandra, R.; Hiniker, A.; Kuo, Y.-M.; Nussbaum, R.L.; Liddle, R.A. α-Synuclein in gut endocrine cells and its implications for Parkinsons’s disease. JCI Insight 2017, 2, e92295. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  44. Liddle, R.A. Interactions of gut endocrine cells with epithelium and neurons. Compr. Physiol. 2019, 8, 1019–1030. [Google Scholar] [CrossRef]
  45. Bu, L.-L.; Huang, K.-X.; Zheng, D.-Z.; Lin, D.-Y.; Chen, Y.; Jing, X.-N.; Liang, Y.-R.; Tao, E.-X. Alpha-synuclein accumulation and its phosphorylation in the enteric nervous system of patients without neurodegeneration: An explorative study. Front. Aging Neurosci. 2020, 12, 575481. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  46. El-Agnaf, O.M.A.; Salem, S.A.; Paleologou, K.E.; Curran, M.D.; Gibson, M.L.; Court, J.A.; Schlossmacher, M.G.; Allsop, D. Detection of oligomeric forms of alpha-synucelin protein in human plasma as a potential biomarker for Parkinson’s disease. Faseb J. 2006, 20, 419–425. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  47. Holmqvist, S.; Chutna, O.; Bousset, L.; Aldrin-Kirk, P.; Li, W.; Björklund, T.; Wang, Z.-Y.; Roybon, L.; Melki, R.; Li, J.-Y. Direct evidence of Parkinson pathology spread from the gastrointestinal tract to the brain in rats. Acta Neuropathol. 2014, 128, 805–820. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  48. Van Den Berge, N.; Ferreira, N.; Gram, H.; Mikkelsen, T.W.; Alstrup, A.K.O.; Casadei, N.; Tsung-Pin, P.; Nyengaard, J.R.; Tamgüney, G.; Jensen, P.H.; et al. Evidence of bidirectional and trans-synaptic parasymphathetic and symphathetic propagation of alpha-synuclein in rats. Acta Neuropathol. 2019, 138, 535–550. [Google Scholar] [CrossRef]
  49. Dordević, D.; Janciková, S.; Vitezová, M.; Kushkevych, I. Hydrogen sulfide toxicity in the gut environment: Meta-analysis of sulfate-reducing and lactic acid bacteria in inflammatory processes. J. Adv. Res. 2021, 27, 55–69. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  50. Gibson, G.R.; Macfarlane, S.; Macfarlane, G.T. Metabolic interactions involving sulphate-reducing and methanogenic bacteria in the human large intestine. FEMS Microbiol. 1993, 12, 117–125. [Google Scholar] [CrossRef]
  51. Carbonero, F.; Benefiel, A.C.; Alizadeh-Ghamsari, A.H.; Gaskins, H.R. Microbial pathways in colonic sulfur metabolism and links with health and disease. Front. Physiol. 2012, 3, 448. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  52. Braccia, J.; Jiang, X.; Pop, M.; Hall, A.B. The capacity to produce hydrogen sulfide (H2S) via cysteine degradation is ubiquitos in the human gut microbiome. Front. Microbiol. 2021, 12, 3193. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  53. Huang, H.-K.; Wang, J.-H.; Lei, W.-Y.; Chen, C.-L.; Chang, C.-Y.; Liou, L.-S. Helicobacter pylori infection is associated with an increased risk of Parkinson’s disease: A population-based retrospective cohort study. Park. Rel. Dis. 2018, 47, 26–31. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  54. Kang, X.; Ploner, A.; Ludvigsson, J.F.; Williams, D.M.; Larsson, H.; Pedersen, N.L.; Wirdefeldt, P.K. Clostridium difficile infection and risk of Parkinson’s disaease: A Swedish population-based cohort study. Eur. J. Neurol. 2020, 27, 2134–2141. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  55. Romano, S.; Savva, G.M.; Bedarf, J.R.; Charles, I.G.; Hildebrand, F.; Narbad, A. Meta-analysis of the Parkinson’s disease gut microbiota suggest alterations linked to intestinal inflammation. Npj. Park. Dis. 2021, 7, 27. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  56. Wallen, Z.D.; Appah, M.; Dean, M.N.; Sesler, C.L.; Factor, S.A.; Molho, E.; Zabetian, C.P.; Standaert, D.G.; Payami, H. Characterizing dysbiosis of gut microbiome in PD: Evidence for overabundance of opportunistic pathogens. Npj. Park. Dis. 2020, 6, 11. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  57. Blachier, F.; Davila, A.-M.; Mimoun, S.; Benetti, P.-H.; Atanasiu, C.; Andriamihaja, M.; Benamouzig, R.; Boillaud, F.; Tomé, D. Luminal sulfide and large intestine mucosa: Friend or foe? Amino Acids 2009, 39, 335–347. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  58. Lin, C.-H.; Chen, C.-C.; Chiang, H.-L.; Liou, J.-M.; Chang, C.-M.; Lu, T.-P.; Chuang, E.Y.; Tai, Y.-C.; Cheng, C.; Lin, H.-Y.; et al. Altered microbiota and inflammatory cytokine responses in patients with Parkinson’s disease. J. Neuroinflamm. 2019, 16, 129. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  59. Petrov, V.A.; Saltykova, I.V.; Zhukova, I.A.; Alifirova, V.M.; Zhukova, N.G.; Dorofeeva, Y.B.; Tyakht, A.V.; Kovarsky, B.A.; Alekseev, D.G.; Kostryukova, E.S.; et al. Analysis of gut microbiota in patients with Parkinson’s disease. Bull. Exp. Biol. Med. 2017, 162, 734–737. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  60. Jin, M.; Liu, F.; Wang, K.; Wang, L.; Liang, S.; Tao, H.; Zhu, B.; Alkasir, R. Analysis of the gut microflora in patients with Parkinson’s disease. Front. Neurosci. 2019, 13, 1184. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  61. Babidge, W.; Millard, S.; Roediger, W. Sulfides impair short chain fatty acid β-oxidation at acyl-CoA dehydrogenase level in colonocytes: Implications for ulcerative colitis. Mol. Cell. Biochem. 1998, 181, 117–124. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  62. Landry, A.P.; Moon, S.; Kim, H.; Yadav, P.K.; Guha, A.; Cho, U.-S.; Banerjee, R. A catalytic trisulfide in human sulfide quinone oxidoreductase catalyzes Coenzyme A persulfide synthesis and inhibits butyrate oxidation. Cell. Chem. Biol. 2019, 26, 1515–1525.e4. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  63. Clark, R.L.; Connors, B.M.; Stevenson, D.M.; Hromada, S.E.; Hamilton, J.J.; Amador-Noguez, D.; Venturelli, O.S. Design of synthetic human gut microbiome assembly and butyrate production. Nature Comm. 2021, 12, 3254. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  64. de la Cuesta-Zuluaga, J.; Mueller, N.T.; Alvarez-Quintero, R.; Velásguez-Mejia, E.; Sierra, J.A.; Corrales-Agudelo, V.; Carmona, J.A.; Abad, J.M.; Escobar, J.S. Higher fecal short-chain fatty acid levels are associated with gut microbiome dysbiosis, obesity, hypertension and cardiometbolic disease risk factors. Nutritients 2019, 11, 51. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  65. Chen, Z.-J.; Liang, C.-Y.; Yang, L.-Q.; Ren, S.-M.; Xia, Y.-M.; Cui, L.; Li, X.-F.; Gao, B.-L. Association of Parkinson’s disease with microbes and microbiological therapy. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2021, 11, 619354. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  66. Vascellari, S.; Palmas, V.; Melis, M.; Pisanu, S.; Cusano, R.; Uva, P.; Perra, D.; Madau, V.; Sarchioto, M.; Oppo, V.; et al. Gut microbiota and metabolome alterations associated with Parkinson’s disease. Msystems 2020, 5, e00561-20. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  67. Washio, J.; Sakuma, Y.; Shimada, Y.; Takahashi, N. Hydrogen-sulfide production from various substrates by oral Veillonella and effects of lactate on the production. J. Med. Microbiol. 2009, 54, 889–895. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  68. Lin, A.; Zheng, W.; He, Y.; Tang, W.; Wei, X.; He, R.; Huang, W.; Su, Y.; Huang, Y.; Zhou, H.; et al. Gut microbiota in patients with Parkinson’s disease in southern China. Park. Rel. Dis. 2018, 53, 82–88. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  69. Cirstea, M.S.; Yu, A.C.; Golz, E.; Sundvick, K.; Kliger, D.; Radisavljevic, N.; Foulger, L.M.; Mackenzie, M.; Huan, T.; Finlay, B.; et al. Microbiota composition and metabolism are associated with gut function in Parkinson’s disease. Mov. Disord. 2020, 35, 1208–1217. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  70. van der Marck, M.; Dicke, H.C.; Uc, E.Y.; Kentin, Z.H.A.; Borm, G.F.; Bloem, B.R.; Overeem, S.; Munneke, M. Body mass index in Parkinson’s disease: A meta-analysis. Park. Rel. Dis. 2012, 18, 263–267. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  71. Waters, J.L.; Ley, R. The human gut bacteria Christensenellaceae are widespread, heritable, and associated with health. MMC Biol. 2019, 17, 83. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  72. Geerlings, S.Y.; Kostopoulos, I.; de Vos, W.M.; Belzer, C. Akkermansia muciniphila in he human gastrointrestinal tract: When, where, and how? Microorganisms 2018, 6, 75. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  73. Derrien, M.; Vaughan, E.E.; Plugge, C.M.; de Vos, W.M. Akkermansia muciniphila gen. nov., sp. nov., a human intestinal mucin-degrading bacterium. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004, 54, 1469–1476. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  74. Nava, G.M.; Carbonero, F.; Croix, J.A.; Greenberg, E.; Gaskins, H.R. Abundance and diversity of mucosa-associated hydrogenotrophic microbes in the healthy human colon. ISME J. 2012, 6, 57–80. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  75. Earley, H.; Lennon, G.; Balfe, A.; Coffey, J.C.; Winter, D.C.; O’Connell, P.R. The abundance of Akkermansia muciniphila and its relationship in health and ulceratice colitis. Sci. Rep. 2019, 9, 15683. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  76. Baldini, F.; Hertel, J.; Sandt, E.; Thinnes, C.C.; Neuberger-Castillo, L.; Pavelka, L.; Betsou, F.; Krüger, R.; Thiele, I.; on behalf of the NCER-PD Consortium. Parkinson’s disease-associated alterations of the gut microbiome predict disease-relevant changes in metabolic functions. BMC Biol. 2020, 18, 62. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  77. Keshavarzian, A.; Green, S.J.; Engen, P.A.; Voigt, R.M.; Naqib, A.; Forsyth, C.B.; Mutlu, E.; Shannon, K.M. Colonic bacterial composition in Parkinson’s disease. Mov. Disord. 2015, 30, 1351–1360. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  78. Sicard, J.F.; Le Bihan, G.; Vogeleer, P.; Jacques, M.; Harel, J. Interactions of intestinal bacteria with components of the intestinal mucus. Front. Cell Infect. Microbiol. 2017, 7, 387. [Google Scholar] [CrossRef]
  79. Forsyth, C.B.; Shannon, K.M.; Kordower, J.H.; Voigt, R.M.; Shaikh, M.; Jaglin, J.A.; Estes, J.D.; Dodiya, H.B.; Keshavarzian, A. Increased intestinal permeability correlates with sigmoid mucosa alpha-synuclein staining and endotoxin exposure markers in early Parkinosn’s disease. PLoS ONE 2011, 6, e28032. [Google Scholar] [CrossRef]
  80. Li, W.; Wu, X.; Hu, X.; Wang, T.; Liang, S.; Duan, Y.; Jin, F.; Qin, B. Structural changes of gut microbiota in Parkinson’s disease and its correlations with clinical features. Sci. China Life Sci. 2017, 60, 1223–1233. [Google Scholar] [CrossRef]
  81. Li, X.; Feng, X.; Jiang, Z.; Jiang, Z. Association of small intestinal bacterial overgrowth with Parkinson’s disease: A systematic review and meta-analysis. Gut Pathog. 2021, 13, 25. [Google Scholar] [CrossRef]
  82. Leite, G.G.S.; Weitsman, S.; Parodi, G.; Celly, S.; Sedighi, R.; Sanchez, M.; Morales, W.; Villanueva-Millan, M.J.; Barlow, G.M.; Mathur, R.; et al. Mapping the segmental microbiomes in the human small bowel in comparison with stool: A REIMAGINE study. Digest. Dis. Sci. 2020, 65, 2595–2604. [Google Scholar] [CrossRef]
  83. Leite, G.; Morales, W.; Weitsman, S.; Celly, S.; Parodi, G.; Mathur, R.; Barlow, G.M.; Sedighi, R.; Millan, M.J.V.; Rezaie, A.; et al. The duodenal microbiome is altered in small intestinal bacterial overgrowth. PloS ONE 2020, 15, e02344906. [Google Scholar] [CrossRef]
  84. Chen, C.-K.; Wu, Y.-T.; Chang, Y.-C. Periodontal inflammatory disease is associated with the risk of Parkinson’s disease: A population-based retrospective matched-cohort study. PeerJ 2017, 10, e3647. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  85. Shi, M.; Wei, Y.; Hu, W.; Nie, Y.; Wu, X.; Lu, R. The subgingival micrbiome of periodontal pockets with different probing depths in chronic and aggressive periodontitis: A pilot study. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2018, 8, 124. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  86. Kushkevych, I.; Coufalová, M.; Vitezová, M.; Ritmann, S.K.-M.R. Sulfate-reducing bacteria of the oral cavity and their relation with periodontitis-recent advances. J. Clin. Med. 2020, 9, 2347. [Google Scholar] [CrossRef]
  87. Pereira, P.A.B.; Aho, V.T.E.; Paulin, L.; Pekkonen, E.; Auvinen, P.; Scheperjans, F. Oral and nasal microbiota in Parkinson’s disease. Park. Rel. Dis. 2017, 38, 61–67. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  88. Harris, M.A.; Tsui, J.K.; Marion, S.A.; Shen, H.; Teschke, K. Asoociation of Parkinson’s disease with infections and occupational exposure to possible vectors. Mov. Disord 2012, 27, 1111–1117. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  89. Cocoros, N.M.; Svensson, E.; Szépligeti, S.K.; Vestergaard, S.V.; Szentkúti, P.; Thomsen, R.W.; Borghammer, P.; Sorensen, H.T.; Henderson, V.W. Long-term risk of Parkinson’s disease following influenza and other infections. JAMA Neurol. 2021, 78, 1461–1470. [Google Scholar] [CrossRef]
  90. Yildiz, S.; Mazel-Sanchez, B.; Kandasamy, M.; Manicassamy, B.; Schmolke, M. Influenza A virus infection impacts systemic microbiota dynamics and causes quantitative enteric dysbiosis. Microbiome 2018, 6, 9. [Google Scholar] [CrossRef]
  91. Wang, J.; Li, F.; Wei, H.; Lian, Z.-X.; Sun, R.; Tian, Z. Respiratory influenza virus infection induces intestinal immune injury via microbiota-mediated Th17 cell-dependent inflammation. J. Exp. Med. 2014, 211, 2397–2410. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  92. Deriu, E.; Boxx, G.M.; He, X.; Pan, C.; Benavidez, S.D.; Cen, L.; Rozengurt, N.; Shi, W.; Cheng, G. Influenza virus affects interstinal microbiota and secondary Salmonella infection in the gut through type 1 interferons. PloS Pathog. 2016, 15, e1005572. [Google Scholar] [CrossRef]
  93. Sencio, V.; Barthelemy, A.; Tavares, L.P.; Machado, M.G.; Soulard, D.; Cuinat, C.; Queiroz-Junior, C.M.; Noordine, M.-L.; Salomé-Desnoulez, S.; Deryuter, L.; et al. Gut dysbiosis during influenza contributes to pulmonary pneumococcal superinfection through altered short-chain fatty acid production. Cell Rep. 2020, 30, 2934–2947. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  94. Gu, S.; Chen, Y.; Wu, Z.; Chen, Y.; Gao, H.; Lv, L.; Guo, F.; Zhang, X.; Luo, R.; Huang, C.; et al. Alterations of the gut microbiota in patients with Coronavirus disease 2019 or H1N1 influenza. Clin. Infect. Dis. 2020, 71, 2669–2678. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  95. Wu, W.Y.-Y.; Kang, K.-H.; Chen, S.L.-S.; Chiu, S.Y.-H.; Yen, A.M.-F.; Fann, J.C.-T.; Su, C.-W.; Liu, H.-C.; Lee, C.-Z.; Fu, W.-M.; et al. Hepatitis C virus infection: A risk for Parkinson’s disease. J. Viral Hepat. 2015, 22, 784–791. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  96. El-Mowafy, M.; Elgaml, A.; El-Mesery, M.; Sultan, S.; Ahmed, T.A.E.; Gomaa, A.I.; Aly, M.; Mottawea, W. Changes of gut-microbiota-liver axis in hepatitis C virus infections. Biology 2021, 10, 55. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  97. Scheperjans, F.; Aho, V.; Pereira, P.A.B.; Koskinen, K.; Paulin, L.; Pekkonen, E.; Haapaniemi, E.; Kaakkola, S.; Eerola-Rautio, J.; Pohja, M.; et al. Gut microbiota are related to Parkinson’s disease and clinicla phenotype. Mov. Disord. 2015, 30, 350–358. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  98. Unger, M.M.; Spiegel, J.; Dillmann, K.-U.; Grundmann, D.; Philippelt, H.; Bürmann, J.; Fassbender, K.; Scwiertz, A.; Schäfer, K.-H. Short chain fatty acids and gut microbiota differ between patients witn Parkinson’n disease and age-matched controls. Park. Rel. Dis. 2016, 32, 66–72. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  99. Vascellari, S.; Melis, M.; Palmas, V.; Serra, A.; Perra, D.; Santoru, M.L.; Oppo, V.; Uva, P.; Atzori, L.; Morelli, M.; et al. Clinical phenotypes of Parkinson’s disease associate with distinct gut microbiota and metabolome enterotypes. Biomolecules 2021, 11, 144. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  100. GBD 2016 Parkinson’s Disease Collaborators. Global, regional, and national burden of Parkinson’s disease, 1990–2016: A systematic analysis for the global burden of disease study 2016. Lancet Neurol. 2018, 17, 939–953. [Google Scholar] [CrossRef]
  101. Xu, C.; Zhu, H.; Qiu, P. Aging progression of human microbiota. BMC Microbiol. 2019, 19, 236. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  102. Gillies, G.; Pienaar, I.S.; Vohra, S.; Qamhawi, Z. Sex differences in Parkinson’s disease. Front. Neuroendocrin. 2014, 35, 370–384. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  103. Bourque, M.; Dluzen, D.E.; Di Paolo, T. Neuroprotective actions of sex steroids in Parkinson’s disease. Front Neuroendocrinol. 2009, 30, 142–157. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  104. Gatto, N.M.; Deapen, D.; Stoyanoff, S.; Pinder, R.; Bordelon, T.; Ritz, B. Lifetime exposure to estrogens and Parkinson’s disease in California teachers. Park. Rel. Dis. 2014, 20, 1149–1156. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  105. Bagetta, C.; Chiappetta, O.; Amantea, D.; Iannone, M.; Rotiroti, D.; Costa, A.; Nappi, G.; Corasaniti, M.T. Estradiol reduces cytochrome c translocation and minimizes hippocampal damage caused by transient global ischemia in rat. Neurosci. Lett. 2004, 368, 87–91. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  106. Morkuniene, R.; Arandarcikaite, O.; Borutaite, V. Estradiol prevents release of cytochrome c form mitochondria and inhibits ischemia-induced apoptosis in perfused heart. Exp. Gerontol. 2006, 41, 704–708. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  107. Braak, H.; Rüb, U.; Gai, W.P.; Del Tredici, K. Idiopathic Parkinson’s disease: Possible routes by which vulnerable neuronal types may be subject to neuroinvasion by an unknown pathogen. J. Neural. Transm. 2003, 110, 517–536. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

Будьте здоровы!

 

ССЫЛКИ К РАЗДЕЛУ О ПРЕПАРАТАХ ПРОБИОТИКАХ

  1. ПРОБИОТИКИ
  2. ПРОБИОТИКИ И ПРЕБИОТИКИ
  3. СИНБИОТИКИ
  4. ДОМАШНИЕ ЗАКВАСКИ
  5. КОНЦЕНТРАТ БИФИДОБАКТЕРИЙ ЖИДКИЙ
  6. ПРОПИОНИКС
  7. ЙОДПРОПИОНИКС
  8. СЕЛЕНПРОПИОНИКС
  9. БИФИКАРДИО
  10. ПРОБИОТИКИ С ПНЖК
  11. МИКРОЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ
  12. БИФИДОБАКТЕРИИ
  13. ПРОПИОНОВОКИСЛЫЕ БАКТЕРИИ
  14. МИКРОБИОМ ЧЕЛОВЕКА
  15. МИКРОФЛОРА ЖКТ
  16. ДИСБИОЗ КИШЕЧНИКА
  17. МИКРОБИОМ и ВЗК
  18. МИКРОБИОМ И РАК
  19. МИКРОБИОМ, СЕРДЦЕ И СОСУДЫ
  20. МИКРОБИОМ И ПЕЧЕНЬ
  21. МИКРОБИОМ И ПОЧКИ
  22. МИКРОБИОМ И ЛЕГКИЕ
  23. МИКРОБИОМ И ПОДЖЕЛУДОЧНАЯ ЖЕЛЕЗА
  24. МИКРОБИОМ И ЩИТОВИДНАЯ ЖЕЛЕЗА
  25. МИКРОБИОМ И КОЖНЫЕ БОЛЕЗНИ
  26. МИКРОБИОМ И КОСТИ
  27. МИКРОБИОМ И ОЖИРЕНИЕ
  28. МИКРОБИОМ И САХАРНЫЙ ДИАБЕТ
  29. МИКРОБИОМ И ФУНКЦИИ МОЗГА
  30. АНТИОКСИДАНТНЫЕ СВОЙСТВА
  31. АНТИОКСИДАНТНЫЕ ФЕРМЕНТЫ
  32. АНТИМУТАГЕННАЯ АКТИВНОСТЬ
  33. МИКРОБИОМ и ИММУНИТЕТ
  34. МИКРОБИОМ И АУТОИММУННЫЕ БОЛЕЗНИ
  35. ПРОБИОТИКИ и ГРУДНЫЕ ДЕТИ
  36. ПРОБИОТИКИ, БЕРЕМЕННОСТЬ, РОДЫ
  37. ВИТАМИННЫЙ СИНТЕЗ
  38. АМИНОКИСЛОТНЫЙ СИНТЕЗ
  39. АНТИМИКРОБНЫЕ СВОЙСТВА
  40. КОРОТКОЦЕПОЧЕЧНЫЕ ЖИРНЫЕ КИСЛОТЫ
  41. СИНТЕЗ БАКТЕРИОЦИНОВ
  42. АЛИМЕНТАРНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ
  43. МИКРОБИОМ И ПРЕЦИЗИОННОЕ ПИТАНИЕ
  44. ФУНКЦИОНАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
  45. ПРОБИОТИКИ ДЛЯ СПОРТСМЕНОВ
  46. ПРОИЗВОДСТВО ПРОБИОТИКОВ
  47. ЗАКВАСКИ ДЛЯ ПИЩЕВОЙ ПРОМЫШЛЕННОСТИ
  48. НОВОСТИ

Комментарии


Комментариев пока нет

Пожалуйста, авторизуйтесь, чтобы оставить комментарий.
Я согласен(на) на обработку моих персональных данных. Подробнее
Пожалуйста, авторизуйтесь, чтобы оставить комментарий.

Авторизация
Введите Ваш логин или e-mail:

Пароль :
запомнить

Этот сайт использует файлы cookie и метаданные. Продолжая просматривать его, вы соглашаетесь на использование нами файлов cookie и метаданных в соответствии с Политикой конфиденциальности.
Продолжить