Главная \ 3. Пробиотики \ Дисбактериоз кишечника \ Дисбиотическое нарушение кишечной проницаемости

Дисбиотическое нарушение кишечной проницаемости, вызванное антибиотиками

Дисбиотическое нарушение кишечной проницаемости

Изменение проницаемости слизистой оболочки толстой кишки

Иллюстрация подобрана к теме: Видно, как нарушение кишечной проницаемости (разрушение белков плотных соединений), вызванное дисбактериозом, приводит в межклеточному проникновению в системный кровоток различных токсинов, что в конечном итоге приводит в воспалительной реакциии иммунной системы.

Изменение проницаемости слизистой оболочки толстой кишки при антибиотик-индуцированном дисбактериозе

Ying Ran, Hiroto Miwa et al.
Alteration of Colonic Mucosal Permeability during Antibiotic-Induced Dysbiosis
Int. J. Mol. Sci. 202021(17), 6108

Резюме

Хотя дисбактериоз, вероятно, нарушает барьерную систему слизистой оболочки, его механизм остается неясным. Здесь мы исследовали изменения проницаемости слизистой оболочки толстой кишки и молекул плотного соединения (TJ) у мышей с дисбактериозом, вызванным антибиотиками. Мышам перорально вводили ванкомицин или полимиксин В в течение 7 дней, а затем образцы фекалий подвергали микробному анализу 16S рРНК. Проницаемость слизистой оболочки толстой кишки оценивали с помощью камерного анализа. Экспрессию молекул TJ и цитокинов в толстой кишке исследовали с помощью РТ-ПЦР в реальном времени, вестерн-блоттинга и иммуногистохимии. Клетки Caco2 стимулировали цитокинами и измеряли их трансэпителиальное электрическое сопротивление (TEER). Мыши, получавшие ванкомицин, показали значительно более низкое разнообразие кишечной микробиоты, чем контрольные, и такая же тенденция была очевидна у мышей, получавших полимиксин B. Проницаемость слизистой оболочки толстой кишки была значительно повышена у мышей, получавших ванкомицин и полимиксин B. Экспрессия клаудина 4 в слизистой оболочке толстой кишки была снижена у мышей, получавших ванкомицин и полимиксин B. Экспрессия TNF-α и / или IFN-γ в толстой кишке была значительно увеличена у мышей, которым вводили антибиотики. Стимуляция TNF-α и IFN-γ дозозависимо снижала TEER в клетках Caco2. Дисбиоз, индуцированный антибиотиками, коррелирует с повышением проницаемости ткани толстой кишки, сопровождающимся снижением экспрессии клаудина 4 и повышением экспрессии TNF-α и / или IFN-γ у мышей.

1. Введение

Система кишечного барьера слизистой оболочки имеет решающее значение для предотвращения вторжения патогенов в живого хозяина [1]. Плотные соединения (TJ) являются наиболее важными структурными компонентами, ответственными за конститутивную барьерную функцию в эпителиальных клетках [2]. Однако другие факторы, такие как муцины, противомикробные молекулы, цитокины и иммуноглобулины, также играют роль в поддержании барьерной системы слизистой оболочки кишечника [3]. Все эти факторы хорошо организованы в желудочно-кишечном тракте в симбиотических условиях, способствуя нормальной кишечной проницаемости [4]. Однако, как только кишечная проницаемость увеличивается, бактериальные компоненты, такие как липополисахарид, легко проходят через слизистый барьер, что приводит к развитию воспаления [5]. В последнее время было выделено нарушение слизистого барьера «дырявая кишка», так как эта патофизиология является ключевой не только при функциональных желудочно-кишечных расстройствах, но и при метаболических и психологических заболеваниях [6,7]. Однако неясно, какие факторы играют решающую роль в регуляции проницаемости кишечника.

Накопление данных недавно показало, что дисбаланс в профиле микробиоты кишечника (дисбактериоз) играет важную роль в патофизиологии различных заболеваний у хозяина [8]. Следует отметить, что считается, что микробиота кишечника оказывает значительное влияние на барьерную функцию кишечника через прямое взаимодействие с эпителиальными клетками или косвенную стимуляцию через выработку метаболитов, таких как короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs) [9]. В этом контексте дисбактериоз, вероятно, нарушает систему слизистого барьера [10]. Однако остается неясным, как дисбактериоз влияет на барьерную функцию слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта.

Чтобы исследовать влияние дисбиоза на барьерную функцию слизистой оболочки, мы подготовили модель мышей путем лечения антибиотиками ванкомицином и полимиксином B, которые убивают в основном грамположительные и грамотрицательные бактерии соответственно. Таким образом, мы изначально ожидали, что разные виды лечения антибиотиками могут по-разному влиять на кишечную флору, кишечную проницаемость и иммунитет слизистых оболочек. В настоящем исследовании мы затем исследовали изменения профиля микробиоты кишечника и проницаемости слизистой оболочки толстой кишки у этих мышей с дисбиозом, вызванным антибиотиками. Кроме того, мы исследовали экспрессию молекул TJ и цитокинов в толстой кишке, подтверждая влияние определенных цитокинов на функцию эпителиального барьера.

2. Результаты

2.1. Влияние антибиотикотерапии на структуру микробиоты кишечника мыши

Чтобы подтвердить, вызывает ли лечение ванкомицином или полимиксином в дисбактериоз у экспериментальных мышей, мы проанализировали изменения в профиле микробиоты кишечника. Невзвешенный анализ главных координат на основе UniFrac (PCoA) показал дифференциальную кластеризацию структур кишечной микробиоты среди контрольных мышей, получавших ванкомицин, и мышей, получавших полимиксин В (рис.1А). Это позволило предположить, что не только ванкомицин и полимиксин в вызывают дисбактериоз, но и тип дисбиоза также различается между мышами, получавшими ванкомицин и полимиксин В. Количество наблюдаемых операционных таксономических единиц (OTUs) у мышей, получавших ванкомицин, было ниже, чем в контроле (Р < 0,05) и группе полимиксина в (р < 0,05). Кроме того, количество наблюдаемых OTUs, как правило, было ниже у мышей, получавших полимиксин в (р = 0,137), чем в контроле (рис.1B). Альфа-разнообразие фекальной микробиоты оценивали с помощью индексов Chao1 и Шеннона. Индекс Chao1 был достоверно ниже у мышей, получавших ванкомицин (Р < 0,05), и такая же тенденция наблюдалась у мышей, получавших полимиксин В (р = 0,052) (рис.1С). Индекс Шеннона был достоверно ниже у мышей, получавших ванкомицин, чем у контрольных мышей и мышей, получавших полимиксин В (р < 0,05) (рис.1D).

Эффект лечения ванкомицином или полимиксином B на микробиоту кишечника

Рисунок 1. Эффект лечения ванкомицином или полимиксином B на микробиоту кишечника. (A) Невзвешенный анализ основных координат UniFrac (PCoA), показывающий кластерные сообщества кишечной микробиоты у экспериментальных мышей. PCo1 и PCo2 описывают указанный процент отклонения по осям x и y, соответственно. (B) Анализ операционных таксономических единиц (OTUs). Альфа-разнообразие микробиоты кишечника (C, Chao1; D, Shannon Index). Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартная ошибка (n = 3 в каждой группе). Достоверные различия между двумя группами при * p <0,05. Достоверность различий определялась с помощью t-критерия Уэлча с поправкой Бенджамини – Хохберга. Cont, контроль; VAN, ванкомицин; PB, полимиксин B.

Кроме того, мы изучили профили филумов и родов кишечной микробиоты экспериментальных мышей. Среди шести основных типов протеобактерии (Proteobacteria) были заметно более многочисленны (p <0,01), а актинобактерии (Actinobacteria) были значительно менее многочисленны (p <0,01) у мышей, получавших ванкомицин, чем в контроле; не было никаких значительных изменений в этих типах у мышей, получавших полимиксин B (рис. 2A). Численность Bacteroidetes имела тенденцию к увеличению у мышей, получавших полимиксин B, по сравнению с контролем (p = 0,06) и была значительно выше у мышей, получавших полимиксин B, чем у мышей, получавших ванкомицин (p <0,05).

Влияние антибиотикотерапии на относительное обилие кишечных бактерий на уровне (А) типа и (B) рода

Рисунок 2. Влияние антибиотикотерапии на относительное обилие кишечных бактерий на уровне (А) типа и (B) рода. Относительное обилие каждого бактериального типа и рода было проанализировано с помощью секвенирования следующего поколения бактериальной 16S рДНК. Cont, контроль (синий); VAN, ванкомицин (зеленый); PB, полимиксин В (желтый). Результаты выражаются в виде среднего значения ± SE (n = 3 в каждой группе). Достоверные различия между контрольной и антибактериальной группами при * р < 0,05 или между группами, получавшими ванкомицин и полимиксин В, при † р < 0,05. Статистическая значимость определялась с помощью t-критерия Уэлча с поправкой Бенджамини – Хохберга.

На уровне рода мы также обнаружили, что эшерихии (Escherichia) и бактероиды (Bacteroides) были значительно более обильны у мышей, получавших ванкомицин и полимиксин в, чем в контроле соответственно (рис.2B). При сравнении мышей, получавших ванкомицин и полимиксин в, у первых было значительно больше эшерихий и парабактерий (Parabacteroides), в то время как у последних преобладали бактероиды.

2.2. Влияние антибиотикотерапии на физиологию толстой кишки мыши

Длина толстой кишки не отличалась у контрольных и обработанных ванкомицином и полимиксином В мышей (рис.3А). Макроскопическое наблюдение показало, что слепая кишка была увеличена у мышей, получавших ванкомицин, как сообщалось ранее [11], но не у мышей, получавших полимиксин В (рис.3B). Действительно, масса слепой кишки была значительно больше у мышей, получавших ванкомицин, чем у контрольных (Р < 0,001), тогда как она достоверно не отличалась между мышами, получавшими полимиксин В, и контрольными (рис.3С). рН слепой кишки у мышей, получавших ванкомицин, был достоверно выше, чем у контрольных мышей или мышей, получавших полимиксин В (р < 0,01) (Рис.3D). С другой стороны, не было разницы в pH между мышами, получавшими полимиксин B, и контрольными мышами.

Влияние лечения антибиотиками на длину толстой кишки и ее содержимое

Рисунок 3. Влияние лечения антибиотиками на длину толстой кишки и ее содержимое. (А) Длина толстой кишки. (B) Макроскопический вид слепой кишки. (C) Вес содержимого слепой кишки. (D) pH содержимого слепой кишки. Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего. Достоверные различия между двумя группами при ** p <0,01; *** р <0,001. Cont, контроль (n = 5); VAN, ванкомицин (n = 6); PB, полимиксин B (n = 5).

2.3. Влияние лечения антибиотиками на проницаемость кишечника Ex vivo

После лечения антибиотиками в течение 7 дней макромолекулярную проницаемость измеряли с помощью системы камеры Уссинга (Ussing chamber). Базовый ток короткого замыкания (Isc) был значительно выше в толстой кишке мышей, получавших ванкомицин и полимиксин B, чем в контрольной группе в настоящих экспериментальных условиях (рис. 4).

Рисунок 4. Влияние лечения антибиотиками на проницаемость кишечника у мышей.

Рисунок 4. Влияние лечения антибиотиками на проницаемость кишечника у мышей. Макромолекулярную проницаемость оценивали с помощью системы камер Уссинга. Данные представлены в виде медиан и межквартильных диапазонов. Cont, контроль (n = 8); VAN, ванкомицин (n = 9); PB, полимиксин B (n = 6). Достоверные различия между двумя группами при * p <0,05; ** р <0,01.

2.4. Экспрессия белков плотного соединения в толстой кишке мышей, получавших антибиотики

Мы исследовали экспрессию TJ-ассоциированных генов в тканях толстой кишки. Среди этих генов экспрессия мРНК клаудина 3 и клаудина 4 была значительно снижена у мышей, получавших ванкомицин, по сравнению с контролем. У мышей, получавших полимиксин B, экспрессия мРНК окклюдина, клаудина 1 и клаудина 4 была значительно снижена по сравнению с контролем (рис. 5).

Влияние антибиотикотерапии на экспрессию мРНК молекул плотного соединения в тканях толстой кишки мышей

Рисунок 5. Влияние антибиотикотерапии на экспрессию мРНК молекул плотного соединения в тканях толстой кишки мышей. Результаты выражаются в виде среднего значения ± SE. Cont, контроль (n = 5); VAN, ванкомицин (n = 6); PB, полимиксин в (n = 5). Достоверно ниже, чем в контроле: * Р < 0,05, ** Р < 0,01.

Далее мы исследовали экспрессию TJ-ассоциированных молекул на уровне белка методом вестерн-блоттинга. Экспрессия клаудина 1 была снижена в толстой кишке мышей, получавших полимиксин в (р < 0,05), а экспрессия клаудина 4 была значительно снижена как у мышей, получавших ванкомицин, так и у мышей, получавших полимиксин В, по сравнению с контролем (рис.6).

Влияние антибиотикотерапии на экспрессию белков плотного соединения в тканях толстой кишки мышей

Рисунок 6. Влияние антибиотикотерапии на экспрессию белков плотного соединения в тканях толстой кишки мышей. Результаты выражаются в виде среднего значения ± SE (n = 5 в каждой группе). Cont, контроль; VAN, ванкомицин; PB, полимиксин В. Достоверно ниже, чем в контроле: * Р < 0,05.

Кроме того, мы исследовали локализацию иммунореактивности для белков плотного соединения в слизистой оболочке толстой кишки экспериментальных мышей (рис. 7). Иммунореактивность клаудина 1 и клаудина 4 наблюдалась в основном на просветной стороне крипт толстой кишки. Интенсивность иммунореактивности клаудина 4 была явно слабее у мышей, обработанных как ванкомицином, так и полимиксином B, по сравнению с контролем; эффективность клаудина 1 была слабее у мышей, получавших полимиксин B, чем у контрольных. Иммунореактивность других белков TJ также была обнаружена на просветной стороне крипт толстой кишки; однако не было явных различий между контрольной группой и мышами, получавшими ванкомицин или полимиксин B (данные не показаны).

Иммуноокрашивание клаудина 1 и клаудина 4 в слизистой оболочке толстой кишки мышей, получавших ванкомицин или полимиксин B

Рисунок 7. Иммуноокрашивание клаудина 1 и клаудина 4 в слизистой оболочке толстой кишки мышей, получавших ванкомицин или полимиксин B. Cont, контроль; VAN, ванкомицин; PB, полимиксин В. Полоски = 100 мкм.

2.5. Экспрессия цитокинов в толстой кишке мышей, леченных антибиотиками

Затем мы исследовали экспрессию генов цитокинов в ткани толстой кишки экспериментальных мышей (рис. 8). По сравнению с контрольными мышами, экспрессия IL-4 была значительно снижена у мышей, получавших ванкомицин (p <0,05), тогда как экспрессия IFN-γ и TNF-α была увеличена у этих мышей по сравнению с контролем (p <0,05). ). В тканях толстой кишки мышей, получавших полимиксин B, уровень экспрессии TNF-α и IL-22 был значительно повышен по сравнению с таковым в контрольной группе (p <0,05) (рис. 8).

Влияние лечения антибиотиками на экспрессию мРНК цитокинов в тканях толстой кишки мыши

Рисунок 8. Влияние лечения антибиотиками на экспрессию мРНК цитокинов в тканях толстой кишки мыши. Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего. Cont, контроль (n = 5); VAN, ванкомицин (n = 6); PB, полимиксин B (n = 5). Достоверно выше, чем в контроле: * Р < 0,05. Достоверно ниже, чем в контроле: † Р < 0,05.

2.6. Влияние цитокинов IFN-γ и TNF-α на проницаемость кишечника In Vitro

Поскольку экспрессия IFN-γ и/или TNF-α была повышена в толстой кишке мышей, получавших ванкомицин или полимиксин В, мы далее исследовали влияние IFN-γ и TNF-α на проницаемость слоя кишечных эпителиальных клеток in vitro. Как показано на рис.9, стимуляция как IFN-γ, так и TNF-α достоверно и дозозависимо снижала уровень трансэпителиального электрического сопротивления (TEER) в клеточном слое Caco2.

Влияние обработки цитокинов на TEER

Рисунок 9. Влияние обработки IFN-γ и TNF-α на трансэпителиальное электрическое сопротивление (TEER). Клетки Caco2 (2 × 104) высевали на 24-луночные культуральные вставки и культивировали в течение 10 дней. Затем клетки стимулировали рекомбинантным человеческим IFN-γ (n = 6) или TNF-α (n = 5) при различных концентрациях в течение 48 часов. Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего. Достоверно ниже уровня в необработанном контроле; * Р < 0,05, * * Р < 0,01.

3. Обсуждение

Накапливающиеся данные свидетельствуют о том, что изменение микробиоты кишечника связано с развитием метаболических, психологических и функциональных расстройств желудочно-кишечного тракта [11,12,13,14]. Однако остается в значительной степени неизвестным, как дисбактериоз кишечника участвует в патофизиологии этих заболеваний. Было высказано предположение, что дисбаланс микробиоты кишечника нарушает барьерную функцию слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта, делая кишечник более проницаемым для вторжения патогенов и приводя к воспалительным реакциям хозяина [1,15]. Чтобы исследовать влияние дисбактериоза на функцию слизистого барьера и иммунную систему, мы лечили мышей двумя разными антибиотиками и показали, что профили их кишечного микробиома сильно отличаются от таковых у нормальных контрольных мышей. Кроме того, как и ожидалось, мыши, получавшие ванкомицин и полимиксин B, также различались по профилю микробиома кишечника, поскольку два разных антибиотика атакуют грамположительные и грамотрицательные бактерии соответственно. Разнообразие кишечного микробиома было явно более уменьшено у мышей, получавших ванкомицин, чем у мышей, получавших полимиксин B, в настоящих экспериментальных условиях. При анализе микробиома кишечника на уровне типа и рода было обнаружено несколько различий не только между контрольными мышами и мышами, получавшими антибиотики, но также между мышами, получавшими ванкомицин и полимиксин B (рис. 2). Эти результаты позволили предположить, что можно было бы подготовить два типа моделей дисбиоза.

Впоследствии мы макроскопически наблюдали толстую кишку экспериментальных мышей и обнаружили, что слепая кишка явно увеличена у мышей, получавших ванкомицин, но не у мышей, получавших полимиксин B. Кроме того, мы обнаружили, что содержимое слепой кишки имело значительно более высокий pH, чем было у контрольных мышей и мышей, получавших полимиксин B. Эти данные свидетельствуют о значительном изменении просвета толстой кишки, по крайней мере, у мышей, получавших ванкомицин. Интересно, что сообщалось, что количество SCFAs или вторичных желчных кислот снижается в толстой кишке крыс, получавших ванкомицин [16,17]. Более того, следует отметить, что проницаемость толстой кишки была значительно повышена как у мышей, получавших ванкомицин, так и у мышей, получавших полимиксин B. Таким образом, было ясно показано, что дисбиоз, вызванный ванкомицином, тесно связан с изменением среды просвета и повышенной проницаемостью толстой кишки.

Чтобы изучить молекулярный механизм, лежащий в основе изменения проницаемости слизистой оболочки толстой кишки, мы исследовали экспрессию белков TJ толстой кишки у экспериментальных мышей, поскольку белки TJ играют ключевую роль в поддержании барьерной функции слизистой оболочки. Скрининг белков TJ и их мРНК показал, что экспрессия нескольких молекул TJ была снижена у мышей, обработанных ванкомицином и / или полимиксином B, на уровне как мРНК, так и / или белка. Трудно сделать вывод, какая молекула играет решающую роль в изменении проницаемости слизистой оболочки в нашей модели дисбиоза. Однако снижение экспрессии клаудина 4 может играть роль в ускорении проницаемости слизистой оболочки толстой кишки, поскольку экспрессия клаудина 4 была явно снижена в толстой кишке мышей, получавших как ванкомицин, так и полимиксин B, что выявлено не только с помощью вестерн-блоттинга, но и с помощью иммуногистохимии.

В настоящем исследовании мы смогли показать, что ускорение проницаемости слизистой оболочки сопровождалось снижением экспрессии белка клаудина 4 и других мРНК молекул TJ в толстой кишке в условиях дисбиотических состояний. Что касается факторов, влияющих на проницаемость слизистой оболочки и экспрессию белка TJ в эпителии толстой кишки, есть соблазн предположить, что микробиом кишечника влияет на эпителиальные клетки толстой кишки прямо или косвенно через их метаболиты [18]. Например, количество возможных патогенов, таких как Escherichia, увеличивалось у мышей, получавших ванкомицин. С другой стороны, примечательно, что pH содержимого слепой кишки был значительно увеличен у мышей, получавших ванкомицин, что согласуется с данными предыдущего исследования [16]. Интересно, что сообщалось, что уровни SCFAs, особенно бутирата, снижаются в слепой кишке крыс, получавших ванкомицин [16], предполагая, что подобное изменение могло произойти у наших мышей, получавших ванкомицин. SCFAs являются важными метаболитами, продуцируемыми микробиомом кишечника, и способны стимулировать эпителиальные клетки толстой кишки через рецепторы, связанные с G-белком (GPCR) [19], таким образом, вероятно, влияя на барьерную функцию слизистой оболочки [20,21]. Таким образом, хотя мы не смогли измерить уровень SCFAs в толстой кишке, параметры слизистого барьера, такие как проницаемость, могут быть затронуты изменениями в среде просвета толстой кишки, включая содержимое кишечника и их профиль микробиома.

Мы также исследовали изменения цитокинового профиля тканей толстой кишки у дисбиотических мышей. Мы изначально ожидали, что цитокиновые профили будут отличаться между мышами, получавшими ванкомицин и полимиксин В, Потому что два типа дисбактериоза, индуцированные этими антибиотиками, совершенно различны с точки зрения бактериальных штаммов, на которые они нацелены. Однако, как показано на рис. 8, мы не обнаружили явных различий в экспрессии цитокинов толстой кишки между мышами, получавшими ванкомицин и полимиксин В. В целом экспрессия TNF-α была повышена в обеих группах дисбиотических мышей по сравнению с контролем, а повышенная экспрессия INF-γ и IL-22 была характерна для мышей, получавших ванкомицин и полимиксин В, соответственно. Эти данные свидетельствуют о том, что ускорение экспрессии провоспалительных цитокинов обычно индуцируется в толстой кишке при любом типе дисбактериоза. Однако остается неясным, является ли повышенная экспрессия провоспалительных цитокинов причиной или результатом ускоренной проницаемости слизистой оболочки. В связи с этим мы проверили, способна ли стимуляция TNF-α и IFN-γ ускорять проницаемость слоев эпителиальных клеток in vitro, и показали, что это действительно так. С другой стороны, можно также предположить, что инвазия патогенов из-за повышенной проницаемости слизистой оболочки толстой кишки будет активировать иммунные клетки, чтобы производить провоспалительные цитокины. Таким образом, сложная взаимосвязь, существующая между дисбиозом, повышенной проницаемостью слизистой оболочки и активацией иммунной системы в толстой кишке, остается сложной проблемой.

Таким образом, было показано, что лечение мышей антибиотиками вызывает дисбактериоз, сопровождающийся ускорением проницаемости кишечника и снижением экспрессии белка TJ в слизистой оболочке толстой кишки. Кроме того, мы показали, что экспрессия провоспалительных цитокинов, таких как TNF-α и IFN-γ, повышается в тканях толстой кишки в дисбиотических условиях, и что стимуляция этими цитокинами повышает проницаемость слоистых эпителиальных клеток толстой кишки in vitro. Хотя взаимосвязь дисбиоза, ускоренной проницаемости слизистой оболочки и активации иммунной системы в толстой кишке все еще остается неясной, настоящие результаты, по крайней мере, предполагают, что вызванный антибиотиками дисбактериоз связан с ускорением проницаемости кишечника и последующим и/или случайным повышением экспрессии провоспалительных цитокинов в тканях толстой кишки. Поскольку известно, что лечение пробиотиками улучшает дисбактериоз, мы далее планируем исследовать, подавляет ли лечение пробиотиками повышенную проницаемость слизистой оболочки у мышей с дисбактериозом, индуцированным ванкомицином / полимиксином В.

P.S. Раздел 4.  «Материалы и методы» в нашем варианте обзора исследования мы опустили. При желании с ним можно ознакомиться в первоисточнике. Отметим лишь пункты четвертого раздела: 4.1. Лечение антибиотиками; 4.2. ОТ-ПЦР (Real-Time RT-PCR) в реальном времени; 4.3. Вестерн-блот анализ; 4.4. Иммуногистохимия; 4.5. Анализ камеры Уссинга; 4.6. Измерение трансэпителиального электрического сопротивления; 4.7. Извлечение ДНК из образцов фекалий; 4.8. Создание библиотеки Illumina и секвенирование ДНК; 4.9. Анализ последовательности ДНК; 4.10. Статистический анализ

См. дополнительно:

К разделам: Дизбактериоз (доп. инфо) и Микробиом (допинфо)

Литература

  1. Mu, Q.; Kirby, J.; Reilly, C.M.; Luo, X.M. Leaky gut as a danger signal for autoimmune diseases. Front. Immunol. 2017, 8, 598. [Google Scholar] [CrossRef]
  2. Oshima, T.; Miwa, H. Gastrointestinal mucosal barrier function and diseases. J. Gastroenterol. 2016, 51, 768–778. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  3. Mowat, A.M.; Agace, W.W. Regional specialization within the intestinal immune system. Nat. Rev. Immunol. 2014, 14, 667–685. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  4. Rescigno, M. The intestinal epithelial barrier in the control of homeostasis and immunity. Trends Immunol. 2011, 32, 256–264. [Google Scholar] [CrossRef]
  5. Wlodarska, M.; Willing, B.; Keeney, K.M.; Menendez, A.; Bergstrom, K.S.; Gill, N.; Russell, S.L.; Vallance, B.A.; Finlay, B.B. Antibiotic treatment alters the colonic mucus layer and predisposes the host to exacerbated Citrobacter rodentium-induced colitis. Infect. Immun. 2011, 79, 1536–1545. [Google Scholar] [CrossRef]
  6. Camilleri, M. Leaky gut: Mechanisms, measurement and clinical implications in humans. Gut 2019, 68, 1516–1526. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  7. Obrenovich, M.E.M. Leaky gut, leaky brain? Microorganism 2018, 6, 107. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  8. Altveş, S.; Yildiz, H.K.; Vural, H.C. Interaction of the microbiota with the human body in health and diseases. Biosci. Microbiota Food Health 2020, 39, 23–32. [Google Scholar] [CrossRef]
  9. Maynard, C.L.; Elson, C.O.; Hatton, R.D.; Weaver, C.T. Reciprocal interactions of the intestinal microbiota and immune system. Nature 2012, 489, 231–241. [Google Scholar] [CrossRef]
  10. Yu, L.C. Microbiota dysbiosis and barrier dysfunction in inflammatory bowel disease and colorectal cancers: Exploring a common ground hypothesis. J. Biomed. Sci. 2018, 25, 79. [Google Scholar] [CrossRef]
  11. Xu, X.; Fukui, H.; Ran, Y.; Tomita, T.; Oshima, T.; Watari, J.; Miwa, H. Alteration of GLP-1/GPR43 expression and gastrointestinal motility in dysbiotic mice treated with vancomycin. Sci. Rep. 2019, 9, 4381. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  12. Fukui, H.; Oshima, T.; Tanaka, Y.; Oikawa, Y.; Makizaki, Y.; Ohno, H.; Tomita, T.; Watari, J.; Miwa, H. Effect of probiotic Bifidobacterium bifidum G9-1 on the relationship between gut microbiota profile and stress sensitivity in maternally separated rats. Sci. Rep. 2018, 8, 12384. [Google Scholar] [CrossRef]
  13. Inoue, Y.; Fukui, H.; Xu, X.; Ran, Y.; Tomita, T.; Oshima, T.; Watari, J.; Miwa, H. Colonic M1 macrophage is associated with the prolongation of gastrointestinal motility and obesity in mice treated with vancomycin. Mol. Med. Rep. 2019, 19, 2591–2598. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  14. Niccolai, E.; Boem, F.; Russo, E.; Amedei, A. The gut-brain Axis in the neuropsychological disease model of obesity: A classical movie revised by the emerging director “microbiome”. Nutrients 2019, 11, 156. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  15. Stewart, A.S.; Pratt-Phillips, S.; Gonzalez, L.M. Alterations in intestinal permeability: The role of the “Leaky Gut” in health and disease. J. Equine Vet. Sci. 2017, 52, 10–22. [Google Scholar] [CrossRef]
  16. Tulstrup, M.V.; Christensen, E.G.; Carvalho, V.; Linninge, C.; Ahrné, S.; Højberg, O.; Licht, T.R.; Bahl, M.I. Antibiotic treatment affects intestinal permeability and gut microbial composition in Wistar rats dependent on antibiotic class. PLoS ONE 2015, 10, e0144854. [Google Scholar] [CrossRef]
  17. Vrieze, A.; Out, C.; Fuentes, S.; Jonker, L.; Reuling, I.; Kootte, R.S.; van Nood, E.; Holleman, F.; Knaapen, M.; Romijn, J.A.; et al. Impact of oral vancomycin on gut microbiota, bile acid metabolism, and insulin sensitivity. J. Hepatol. 2014, 60, 824–831. [Google Scholar] [CrossRef]
  18. Salvo-Romero, E.; Alonso-Cotoner, C.; Pardo-Camacho, C.; Casado-Bedmar, M.; Vicario, M. The intestinal barrier function and its involvement in digestive disease. Rev. Esp. Enferm. Dig. 2015, 107, 686–696. [Google Scholar] [CrossRef]
  19. Sivaprakasam, S.; Prasad, P.D.; Singh, N. Benefits of short-chain fatty acids and their receptors in inflammation and carcinogenesis. Pharmacol. Ther. 2016, 164, 144–151. [Google Scholar] [CrossRef]
  20. Wang, H.B.; Wang, P.Y.; Wang, X.; Wan, Y.L.; Liu, Y.C. Butyrate enhances intestinal epithelial barrier function via up-regulation of tight junction protein Claudin-1 transcription. Dig. Dis. Sci. 2012, 57, 3126–3135. [Google Scholar] [CrossRef]
  21. Martin-Gallausiaux, C.; Marinelli, L.; Blottière, H.M.; Larraufie, P.; Lapaque, N. SCFA: Mechanisms and functional importance in the gut. Proc. Nutr. Soc. 2020, 1–13, Online ahead of print. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  22. Sekirov, I.; Tam, N.M.; Jogova, M.; Robertoson, M.L.; Li, Y.; Lupp, C.; Finlay, B.B. Antibiotic-induced perturbations of the intestinal microbiota alter host susceptibility to enteric infection. Infect. Immun. 2008, 76, 4726–4736. [Google Scholar] [CrossRef]
  23. Sun, C.; Fukui, H.; Hara, K.; Kitayama, Y.; Eda, H.; Yang, M.; Yamagishi, H.; Tomita, T.; Oshima, T.; Watari, J.; et al. Expression of Reg family genes in the gastrointestinal tract of mice treated with indomethacin. Am. J. Physiol.-Gastrointest Liver Physiol. 2015, 308, G736–G744. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  24. Kitayama, Y.; Fukui, H.; Hara, K.; Eda, H.; Kodani, M.; Yang, M.; Sun, C.; Yamagishi, H.; Tomita, T.; Oshima, T.; et al. Role of regenerating gene I in claudin expression and barrier function in the small intestine. Transl. Res. 2016, 173, 92–100. [Google Scholar] [CrossRef]
  25. Yang, M.; Fukui, H.; Eda, H.; Xu, X.; Kitayama, Y.; Hara, K.; Kodani, M.; Tomita, T.; Oshima, T.; Watari, J.; et al. Involvement of gut microbiota in association between GLP-1/GLP-1 receptor expression and gastrointestinal motility. Am. J. Physiol.-Gastrointest Liver Physiol. 2017, 312, G367–G373. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  26. Rosztoczy, A.; Fioramonti, J.; Jármay, K.; Barreau, F.; Wittmann, T.; Buéno, L. Influence of sex and experimental protocol on the effect of maternal deprivation on rectal sensitivity to distension in the adult rat. Neurogastroenterol. Motil. 2003, 15, 679–686. [Google Scholar] [CrossRef]
  27. Matsuki, T.; Watanabe, K.; Fujimoto, J.; Kado, Y.; Takada, T.; Matsumoto, K.; Tanaka, R. Quantitative PCR with 16S rRNA-gene-targeted species-specific primers for analysis of human intestinal bifidobacteria. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 70, 167–173. [Google Scholar] [CrossRef]
  28. Kawahara, T.; Makizaki, Y.; Oikawa, Y.; Tanaka, Y.; Maeda, A.; Shimakawa, M.; Komoto, S.; Moriguchi, K.; Ohno, H.; Taniguchi, K. Oral administration of Bifidobacterium bifidum G9-1 alleviates rotavirus gastroenteritis through regulation of intestinal homeostasis by inducing mucosal protective factors. PLoS ONE 2017, 12, e0173979. [Google Scholar] [CrossRef]
  29. Caporaso, J.G.; Kuczynski, J.; Stombaugh, J.; Bittinger, K.; Bushman, F.D.; Costello, E.K.; Fierer, N.; Peña, A.G.; Goodrich, J.K.; Gordon, J.I.; et al. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data. Nat. Methods 2010, 7, 335–336. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

Будьте здоровы!

 

ССЫЛКИ К РАЗДЕЛУ О ПРЕПАРАТАХ ПРОБИОТИКАХ

  1. ПРОБИОТИКИ
  2. ПРОБИОТИКИ И ПРЕБИОТИКИ
  3. СИНБИОТИКИ
  4. ДОМАШНИЕ ЗАКВАСКИ
  5. КОНЦЕНТРАТ БИФИДОБАКТЕРИЙ ЖИДКИЙ
  6. ПРОПИОНИКС
  7. ЙОДПРОПИОНИКС
  8. СЕЛЕНПРОПИОНИКС
  9. БИФИКАРДИО
  10. ПРОБИОТИКИ С ПНЖК
  11. МИКРОЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ
  12. БИФИДОБАКТЕРИИ
  13. ПРОПИОНОВОКИСЛЫЕ БАКТЕРИИ
  14. МИКРОБИОМ ЧЕЛОВЕКА
  15. МИКРОФЛОРА ЖКТ
  16. ДИСБИОЗ КИШЕЧНИКА
  17. МИКРОБИОМ и ВЗК
  18. МИКРОБИОМ И РАК
  19. МИКРОБИОМ, СЕРДЦЕ И СОСУДЫ
  20. МИКРОБИОМ И ПЕЧЕНЬ
  21. МИКРОБИОМ И ПОЧКИ
  22. МИКРОБИОМ И ЛЕГКИЕ
  23. МИКРОБИОМ И ПОДЖЕЛУДОЧНАЯ ЖЕЛЕЗА
  24. МИКРОБИОМ И ЩИТОВИДНАЯ ЖЕЛЕЗА
  25. МИКРОБИОМ И КОЖНЫЕ БОЛЕЗНИ
  26. МИКРОБИОМ И КОСТИ
  27. МИКРОБИОМ И ОЖИРЕНИЕ
  28. МИКРОБИОМ И САХАРНЫЙ ДИАБЕТ
  29. МИКРОБИОМ И ФУНКЦИИ МОЗГА
  30. АНТИОКСИДАНТНЫЕ СВОЙСТВА
  31. АНТИОКСИДАНТНЫЕ ФЕРМЕНТЫ
  32. АНТИМУТАГЕННАЯ АКТИВНОСТЬ
  33. МИКРОБИОМ и ИММУНИТЕТ
  34. МИКРОБИОМ И АУТОИММУННЫЕ БОЛЕЗНИ
  35. ПРОБИОТИКИ и ГРУДНЫЕ ДЕТИ
  36. ПРОБИОТИКИ, БЕРЕМЕННОСТЬ, РОДЫ
  37. ВИТАМИННЫЙ СИНТЕЗ
  38. АМИНОКИСЛОТНЫЙ СИНТЕЗ
  39. АНТИМИКРОБНЫЕ СВОЙСТВА
  40. КОРОТКОЦЕПОЧЕЧНЫЕ ЖИРНЫЕ КИСЛОТЫ
  41. СИНТЕЗ БАКТЕРИОЦИНОВ
  42. АЛИМЕНТАРНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ
  43. МИКРОБИОМ И ПРЕЦИЗИОННОЕ ПИТАНИЕ
  44. ФУНКЦИОНАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
  45. ПРОБИОТИКИ ДЛЯ СПОРТСМЕНОВ
  46. ПРОИЗВОДСТВО ПРОБИОТИКОВ
  47. ЗАКВАСКИ ДЛЯ ПИЩЕВОЙ ПРОМЫШЛЕННОСТИ
  48. НОВОСТИ