Главная \ 3. Пробиотики \ Дисбактериоз кишечника \ Дисбиотическое нарушение кишечной проницаемости

Дисбиотическое нарушение кишечной проницаемости, вызванное антибиотиками

Дисбиотическое нарушение кишечной проницаемости

Изменение проницаемости слизистой оболочки толстой кишки

Иллюстрация подобрана к теме: Видно, как нарушение кишечной проницаемости (разрушение белков плотных соединений), вызванное дисбактериозом, приводит в межклеточному проникновению в системный кровоток различных токсинов, что в конечном итоге приводит в воспалительной реакциии иммунной системы.

Изменение проницаемости слизистой оболочки толстой кишки при антибиотик-индуцированном дисбактериозе

Ying Ran, Hiroto Miwa et al.
Alteration of Colonic Mucosal Permeability during Antibiotic-Induced Dysbiosis
Int. J. Mol. Sci. 202021(17), 6108

Резюме

Хотя дисбактериоз, вероятно, нарушает барьерную систему слизистой оболочки, его механизм остается неясным. Здесь мы исследовали изменения проницаемости слизистой оболочки толстой кишки и молекул плотного соединения (TJ) у мышей с дисбактериозом, вызванным антибиотиками. Мышам перорально вводили ванкомицин или полимиксин В в течение 7 дней, а затем образцы фекалий подвергали микробному анализу 16S рРНК. Проницаемость слизистой оболочки толстой кишки оценивали с помощью камерного анализа. Экспрессию молекул TJ и цитокинов в толстой кишке исследовали с помощью РТ-ПЦР в реальном времени, вестерн-блоттинга и иммуногистохимии. Клетки Caco2 стимулировали цитокинами и измеряли их трансэпителиальное электрическое сопротивление (TEER). Мыши, получавшие ванкомицин, показали значительно более низкое разнообразие кишечной микробиоты, чем контрольные, и такая же тенденция была очевидна у мышей, получавших полимиксин B. Проницаемость слизистой оболочки толстой кишки была значительно повышена у мышей, получавших ванкомицин и полимиксин B. Экспрессия клаудина 4 в слизистой оболочке толстой кишки была снижена у мышей, получавших ванкомицин и полимиксин B. Экспрессия TNF-α и / или IFN-γ в толстой кишке была значительно увеличена у мышей, которым вводили антибиотики. Стимуляция TNF-α и IFN-γ дозозависимо снижала TEER в клетках Caco2. Дисбиоз, индуцированный антибиотиками, коррелирует с повышением проницаемости ткани толстой кишки, сопровождающимся снижением экспрессии клаудина 4 и повышением экспрессии TNF-α и / или IFN-γ у мышей.

1. Введение

Система кишечного барьера слизистой оболочки имеет решающее значение для предотвращения вторжения патогенов в живого хозяина [1]. Плотные соединения (TJ) являются наиболее важными структурными компонентами, ответственными за конститутивную барьерную функцию в эпителиальных клетках [2]. Однако другие факторы, такие как муцины, противомикробные молекулы, цитокины и иммуноглобулины, также играют роль в поддержании барьерной системы слизистой оболочки кишечника [3]. Все эти факторы хорошо организованы в желудочно-кишечном тракте в симбиотических условиях, способствуя нормальной кишечной проницаемости [4]. Однако, как только кишечная проницаемость увеличивается, бактериальные компоненты, такие как липополисахарид, легко проходят через слизистый барьер, что приводит к развитию воспаления [5]. В последнее время было выделено нарушение слизистого барьера «дырявая кишка», так как эта патофизиология является ключевой не только при функциональных желудочно-кишечных расстройствах, но и при метаболических и психологических заболеваниях [6,7]. Однако неясно, какие факторы играют решающую роль в регуляции проницаемости кишечника.

Накопление данных недавно показало, что дисбаланс в профиле микробиоты кишечника (дисбактериоз) играет важную роль в патофизиологии различных заболеваний у хозяина [8]. Следует отметить, что считается, что микробиота кишечника оказывает значительное влияние на барьерную функцию кишечника через прямое взаимодействие с эпителиальными клетками или косвенную стимуляцию через выработку метаболитов, таких как короткоцепочечные жирные кислоты (SCFAs) [9]. В этом контексте дисбактериоз, вероятно, нарушает систему слизистого барьера [10]. Однако остается неясным, как дисбактериоз влияет на барьерную функцию слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта.

Чтобы исследовать влияние дисбиоза на барьерную функцию слизистой оболочки, мы подготовили модель мышей путем лечения антибиотиками ванкомицином и полимиксином B, которые убивают в основном грамположительные и грамотрицательные бактерии соответственно. Таким образом, мы изначально ожидали, что разные виды лечения антибиотиками могут по-разному влиять на кишечную флору, кишечную проницаемость и иммунитет слизистых оболочек. В настоящем исследовании мы затем исследовали изменения профиля микробиоты кишечника и проницаемости слизистой оболочки толстой кишки у этих мышей с дисбиозом, вызванным антибиотиками. Кроме того, мы исследовали экспрессию молекул TJ и цитокинов в толстой кишке, подтверждая влияние определенных цитокинов на функцию эпителиального барьера.

2. Результаты

2.1. Влияние антибиотикотерапии на структуру микробиоты кишечника мыши

Чтобы подтвердить, вызывает ли лечение ванкомицином или полимиксином в дисбактериоз у экспериментальных мышей, мы проанализировали изменения в профиле микробиоты кишечника. Невзвешенный анализ главных координат на основе UniFrac (PCoA) показал дифференциальную кластеризацию структур кишечной микробиоты среди контрольных мышей, получавших ванкомицин, и мышей, получавших полимиксин В (рис.1А). Это позволило предположить, что не только ванкомицин и полимиксин в вызывают дисбактериоз, но и тип дисбиоза также различается между мышами, получавшими ванкомицин и полимиксин В. Количество наблюдаемых операционных таксономических единиц (OTUs) у мышей, получавших ванкомицин, было ниже, чем в контроле (Р < 0,05) и группе полимиксина в (р < 0,05). Кроме того, количество наблюдаемых OTUs, как правило, было ниже у мышей, получавших полимиксин в (р = 0,137), чем в контроле (рис.1B). Альфа-разнообразие фекальной микробиоты оценивали с помощью индексов Chao1 и Шеннона. Индекс Chao1 был достоверно ниже у мышей, получавших ванкомицин (Р < 0,05), и такая же тенденция наблюдалась у мышей, получавших полимиксин В (р = 0,052) (рис.1С). Индекс Шеннона был достоверно ниже у мышей, получавших ванкомицин, чем у контрольных мышей и мышей, получавших полимиксин В (р < 0,05) (рис.1D).

Эффект лечения ванкомицином или полимиксином B на микробиоту кишечника

Рисунок 1. Эффект лечения ванкомицином или полимиксином B на микробиоту кишечника. (A) Невзвешенный анализ основных координат UniFrac (PCoA), показывающий кластерные сообщества кишечной микробиоты у экспериментальных мышей. PCo1 и PCo2 описывают указанный процент отклонения по осям x и y, соответственно. (B) Анализ операционных таксономических единиц (OTUs). Альфа-разнообразие микробиоты кишечника (C, Chao1; D, Shannon Index). Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартная ошибка (n = 3 в каждой группе). Достоверные различия между двумя группами при * p <0,05. Достоверность различий определялась с помощью t-критерия Уэлча с поправкой Бенджамини – Хохберга. Cont, контроль; VAN, ванкомицин; PB, полимиксин B.

Кроме того, мы изучили профили филумов и родов кишечной микробиоты экспериментальных мышей. Среди шести основных типов протеобактерии (Proteobacteria) были заметно более многочисленны (p <0,01), а актинобактерии (Actinobacteria) были значительно менее многочисленны (p <0,01) у мышей, получавших ванкомицин, чем в контроле; не было никаких значительных изменений в этих типах у мышей, получавших полимиксин B (рис. 2A). Численность Bacteroidetes имела тенденцию к увеличению у мышей, получавших полимиксин B, по сравнению с контролем (p = 0,06) и была значительно выше у мышей, получавших полимиксин B, чем у мышей, получавших ванкомицин (p <0,05).

Влияние антибиотикотерапии на относительное обилие кишечных бактерий на уровне (А) типа и (B) рода

Рисунок 2. Влияние антибиотикотерапии на относительное обилие кишечных бактерий на уровне (А) типа и (B) рода. Относительное обилие каждого бактериального типа и рода было проанализировано с помощью секвенирования следующего поколения бактериальной 16S рДНК. Cont, контроль (синий); VAN, ванкомицин (зеленый); PB, полимиксин В (желтый). Результаты выражаются в виде среднего значения ± SE (n = 3 в каждой группе). Достоверные различия между контрольной и антибактериальной группами при * р < 0,05 или между группами, получавшими ванкомицин и полимиксин В, при † р < 0,05. Статистическая значимость определялась с помощью t-критерия Уэлча с поправкой Бенджамини – Хохберга.

На уровне рода мы также обнаружили, что эшерихии (Escherichia) и бактероиды (Bacteroides) были значительно более обильны у мышей, получавших ванкомицин и полимиксин в, чем в контроле соответственно (рис.2B). При сравнении мышей, получавших ванкомицин и полимиксин в, у первых было значительно больше эшерихий и парабактерий (Parabacteroides), в то время как у последних преобладали бактероиды.

2.2. Влияние антибиотикотерапии на физиологию толстой кишки мыши

Длина толстой кишки не отличалась у контрольных и обработанных ванкомицином и полимиксином В мышей (рис.3А). Макроскопическое наблюдение показало, что слепая кишка была увеличена у мышей, получавших ванкомицин, как сообщалось ранее [11], но не у мышей, получавших полимиксин В (рис.3B). Действительно, масса слепой кишки была значительно больше у мышей, получавших ванкомицин, чем у контрольных (Р < 0,001), тогда как она достоверно не отличалась между мышами, получавшими полимиксин В, и контрольными (рис.3С). рН слепой кишки у мышей, получавших ванкомицин, был достоверно выше, чем у контрольных мышей или мышей, получавших полимиксин В (р < 0,01) (Рис.3D). С другой стороны, не было разницы в pH между мышами, получавшими полимиксин B, и контрольными мышами.

Влияние лечения антибиотиками на длину толстой кишки и ее содержимое

Рисунок 3. Влияние лечения антибиотиками на длину толстой кишки и ее содержимое. (А) Длина толстой кишки. (B) Макроскопический вид слепой кишки. (C) Вес содержимого слепой кишки. (D) pH содержимого слепой кишки. Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего. Достоверные различия между двумя группами при ** p <0,01; *** р <0,001. Cont, контроль (n = 5); VAN, ванкомицин (n = 6); PB, полимиксин B (n = 5).

2.3. Влияние лечения антибиотиками на проницаемость кишечника Ex vivo

После лечения антибиотиками в течение 7 дней макромолекулярную проницаемость измеряли с помощью системы камеры Уссинга (Ussing chamber). Базовый ток короткого замыкания (Isc) был значительно выше в толстой кишке мышей, получавших ванкомицин и полимиксин B, чем в контрольной группе в настоящих экспериментальных условиях (рис. 4).

Рисунок 4. Влияние лечения антибиотиками на проницаемость кишечника у мышей.

Рисунок 4. Влияние лечения антибиотиками на проницаемость кишечника у мышей. Макромолекулярную проницаемость оценивали с помощью системы камер Уссинга. Данные представлены в виде медиан и межквартильных диапазонов. Cont, контроль (n = 8); VAN, ванкомицин (n = 9); PB, полимиксин B (n = 6). Достоверные различия между двумя группами при * p <0,05; ** р <0,01.

2.4. Экспрессия белков плотного соединения в толстой кишке мышей, получавших антибиотики

Мы исследовали экспрессию TJ-ассоциированных генов в тканях толстой кишки. Среди этих генов экспрессия мРНК клаудина 3 и клаудина 4 была значительно снижена у мышей, получавших ванкомицин, по сравнению с контролем. У мышей, получавших полимиксин B, экспрессия мРНК окклюдина, клаудина 1 и клаудина 4 была значительно снижена по сравнению с контролем (рис. 5).

Влияние антибиотикотерапии на экспрессию мРНК молекул плотного соединения в тканях толстой кишки мышей

Рисунок 5. Влияние антибиотикотерапии на экспрессию мРНК молекул плотного соединения в тканях толстой кишки мышей. Результаты выражаются в виде среднего значения ± SE. Cont, контроль (n = 5); VAN, ванкомицин (n = 6); PB, полимиксин в (n = 5). Достоверно ниже, чем в контроле: * Р < 0,05, ** Р < 0,01.

Далее мы исследовали экспрессию TJ-ассоциированных молекул на уровне белка методом вестерн-блоттинга. Экспрессия клаудина 1 была снижена в толстой кишке мышей, получавших полимиксин в (р < 0,05), а экспрессия клаудина 4 была значительно снижена как у мышей, получавших ванкомицин, так и у мышей, получавших полимиксин В, по сравнению с контролем (рис.6).

Влияние антибиотикотерапии на экспрессию белков плотного соединения в тканях толстой кишки мышей

Рисунок 6. Влияние антибиотикотерапии на экспрессию белков плотного соединения в тканях толстой кишки мышей. Результаты выражаются в виде среднего значения ± SE (n = 5 в каждой группе). Cont, контроль; VAN, ванкомицин; PB, полимиксин В. Достоверно ниже, чем в контроле: * Р < 0,05.

Кроме того, мы исследовали локализацию иммунореактивности для белков плотного соединения в слизистой оболочке толстой кишки экспериментальных мышей (рис. 7). Иммунореактивность клаудина 1 и клаудина 4 наблюдалась в основном на просветной стороне крипт толстой кишки. Интенсивность иммунореактивности клаудина 4 была явно слабее у мышей, обработанных как ванкомицином, так и полимиксином B, по сравнению с контролем; эффективность клаудина 1 была слабее у мышей, получавших полимиксин B, чем у контрольных. Иммунореактивность других белков TJ также была обнаружена на просветной стороне крипт толстой кишки; однако не было явных различий между контрольной группой и мышами, получавшими ванкомицин или полимиксин B (данные не показаны).

Иммуноокрашивание клаудина 1 и клаудина 4 в слизистой оболочке толстой кишки мышей, получавших ванкомицин или полимиксин B

Рисунок 7. Иммуноокрашивание клаудина 1 и клаудина 4 в слизистой оболочке толстой кишки мышей, получавших ванкомицин или полимиксин B. Cont, контроль; VAN, ванкомицин; PB, полимиксин В. Полоски = 100 мкм.

2.5. Экспрессия цитокинов в толстой кишке мышей, леченных антибиотиками

Затем мы исследовали экспрессию генов цитокинов в ткани толстой кишки экспериментальных мышей (рис. 8). По сравнению с контрольными мышами, экспрессия IL-4 была значительно снижена у мышей, получавших ванкомицин (p <0,05), тогда как экспрессия IFN-γ и TNF-α была увеличена у этих мышей по сравнению с контролем (p <0,05). ). В тканях толстой кишки мышей, получавших полимиксин B, уровень экспрессии TNF-α и IL-22 был значительно повышен по сравнению с таковым в контрольной группе (p <0,05) (рис. 8).

Влияние лечения антибиотиками на экспрессию мРНК цитокинов в тканях толстой кишки мыши

Рисунок 8. Влияние лечения антибиотиками на экспрессию мРНК цитокинов в тканях толстой кишки мыши. Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего. Cont, контроль (n = 5); VAN, ванкомицин (n = 6); PB, полимиксин B (n = 5). Достоверно выше, чем в контроле: * Р < 0,05. Достоверно ниже, чем в контроле: † Р < 0,05.

2.6. Влияние цитокинов IFN-γ и TNF-α на проницаемость кишечника In Vitro

Поскольку экспрессия IFN-γ и/или TNF-α была повышена в толстой кишке мышей, получавших ванкомицин или полимиксин В, мы далее исследовали влияние IFN-γ и TNF-α на проницаемость слоя кишечных эпителиальных клеток in vitro. Как показано на рис.9, стимуляция как IFN-γ, так и TNF-α достоверно и дозозависимо снижала уровень трансэпителиального электрического сопротивления (TEER) в клеточном слое Caco2.

Влияние обработки цитокинов на TEER

Рисунок 9. Влияние обработки IFN-γ и TNF-α на трансэпителиальное электрическое сопротивление (TEER). Клетки Caco2 (2 × 104) высевали на 24-луночные культуральные вставки и культивировали в течение 10 дней. Затем клетки стимулировали рекомбинантным человеческим IFN-γ (n = 6) или TNF-α (n = 5) при различных концентрациях в течение 48 часов. Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего. Достоверно ниже уровня в необработанном контроле; * Р < 0,05, * * Р < 0,01.

3. Обсуждение

Накапливающиеся данные свидетельствуют о том, что изменение микробиоты кишечника связано с развитием метаболических, психологических и функциональных расстройств желудочно-кишечного тракта [11,12,13,14]. Однако остается в значительной степени неизвестным, как дисбактериоз кишечника участвует в патофизиологии этих заболеваний. Было высказано предположение, что дисбаланс микробиоты кишечника нарушает барьерную функцию слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта, делая кишечник более проницаемым для вторжения патогенов и приводя к воспалительным реакциям хозяина [1,15]. Чтобы исследовать влияние дисбактериоза на функцию слизистого барьера и иммунную систему, мы лечили мышей двумя разными антибиотиками и показали, что профили их кишечного микробиома сильно отличаются от таковых у нормальных контрольных мышей. Кроме того, как и ожидалось, мыши, получавшие ванкомицин и полимиксин B, также различались по профилю микробиома кишечника, поскольку два разных антибиотика атакуют грамположительные и грамотрицательные бактерии соответственно. Разнообразие кишечного микробиома было явно более уменьшено у мышей, получавших ванкомицин, чем у мышей, получавших полимиксин B, в настоящих экспериментальных условиях. При анализе микробиома кишечника на уровне типа и рода было обнаружено несколько различий не только между контрольными мышами и мышами, получавшими антибиотики, но также между мышами, получавшими ванкомицин и полимиксин B (рис. 2). Эти результаты позволили предположить, что можно было бы подготовить два типа моделей дисбиоза.

Впоследствии мы макроскопически наблюдали толстую кишку экспериментальных мышей и обнаружили, что слепая кишка явно увеличена у мышей, получавших ванкомицин, но не у мышей, получавших полимиксин B. Кроме того, мы обнаружили, что содержимое слепой кишки имело значительно более высокий pH, чем было у контрольных мышей и мышей, получавших полимиксин B. Эти данные свидетельствуют о значительном изменении просвета толстой кишки, по крайней мере, у мышей, получавших ванкомицин. Интересно, что сообщалось, что количество SCFAs или вторичных желчных кислот снижается в толстой кишке крыс, получавших ванкомицин [16,17]. Более того, следует отметить, что проницаемость толстой кишки была значительно повышена как у мышей, получавших ванкомицин, так и у мышей, получавших полимиксин B. Таким образом, было ясно показано, что дисбиоз, вызванный ванкомицином, тесно связан с изменением среды просвета и повышенной проницаемостью толстой кишки.

Чтобы изучить молекулярный механизм, лежащий в основе изменения проницаемости слизистой оболочки толстой кишки, мы исследовали экспрессию белков TJ толстой кишки у экспериментальных мышей, поскольку белки TJ играют ключевую роль в поддержании барьерной функции слизистой оболочки. Скрининг белков TJ и их мРНК показал, что экспрессия нескольких молекул TJ была снижена у мышей, обработанных ванкомицином и / или полимиксином B, на уровне как мРНК, так и / или белка. Трудно сделать вывод, какая молекула играет решающую роль в изменении проницаемости слизистой оболочки в нашей модели дисбиоза. Однако снижение экспрессии клаудина 4 может играть роль в ускорении проницаемости слизистой оболочки толстой кишки, поскольку экспрессия клаудина 4 была явно снижена в толстой кишке мышей, получавших как ванкомицин, так и полимиксин B, что выявлено не только с помощью вестерн-блоттинга, но и с помощью иммуногистохимии.

В настоящем исследовании мы смогли показать, что ускорение проницаемости слизистой оболочки сопровождалось снижением экспрессии белка клаудина 4 и других мРНК молекул TJ в толстой кишке в условиях дисбиотических состояний. Что касается факторов, влияющих на проницаемость слизистой оболочки и экспрессию белка TJ в эпителии толстой кишки, есть соблазн предположить, что микробиом кишечника влияет на эпителиальные клетки толстой кишки прямо или косвенно через их метаболиты [18]. Например, количество возможных патогенов, таких как Escherichia, увеличивалось у мышей, получавших ванкомицин. С другой стороны, примечательно, что pH содержимого слепой кишки был значительно увеличен у мышей, получавших ванкомицин, что согласуется с данными предыдущего исследования [16]. Интересно, что сообщалось, что уровни SCFAs, особенно бутирата, снижаются в слепой кишке крыс, получавших ванкомицин [16], предполагая, что подобное изменение могло произойти у наших мышей, получавших ванкомицин. SCFAs являются важными метаболитами, продуцируемыми микробиомом кишечника, и способны стимулировать эпителиальные клетки толстой кишки через рецепторы, связанные с G-белком (GPCR) [19], таким образом, вероятно, влияя на барьерную функцию слизистой оболочки [20,21]. Таким образом, хотя мы не смогли измерить уровень SCFAs в толстой кишке, параметры слизистого барьера, такие как проницаемость, могут быть затронуты изменениями в среде просвета толстой кишки, включая содержимое кишечника и их профиль микробиома.

Мы также исследовали изменения цитокинового профиля тканей толстой кишки у дисбиотических мышей. Мы изначально ожидали, что цитокиновые профили будут отличаться между мышами, получавшими ванкомицин и полимиксин В, Потому что два типа дисбактериоза, индуцированные этими антибиотиками, совершенно различны с точки зрения бактериальных штаммов, на которые они нацелены. Однако, как показано на рис. 8, мы не обнаружили явных различий в экспрессии цитокинов толстой кишки между мышами, получавшими ванкомицин и полимиксин В. В целом экспрессия TNF-α была повышена в обеих группах дисбиотических мышей по сравнению с контролем, а повышенная экспрессия INF-γ и IL-22 была характерна для мышей, получавших ванкомицин и полимиксин В, соответственно. Эти данные свидетельствуют о том, что ускорение экспрессии провоспалительных цитокинов обычно индуцируется в толстой кишке при любом типе дисбактериоза. Однако остается неясным, является ли повышенная экспрессия провоспалительных цитокинов причиной или результатом ускоренной проницаемости слизистой оболочки. В связи с этим мы проверили, способна ли стимуляция TNF-α и IFN-γ ускорять проницаемость слоев эпителиальных клеток in vitro, и показали, что это действительно так. С другой стороны, можно также предположить, что инвазия патогенов из-за повышенной проницаемости слизистой оболочки толстой кишки будет активировать иммунные клетки, чтобы производить провоспалительные цитокины. Таким образом, сложная взаимосвязь, существующая между дисбиозом, повышенной проницаемостью слизистой оболочки и активацией иммунной системы в толстой кишке, остается сложной проблемой.

Таким образом, было показано, что лечение мышей антибиотиками вызывает дисбактериоз, сопровождающийся ускорением проницаемости кишечника и снижением экспрессии белка TJ в слизистой оболочке толстой кишки. Кроме того, мы показали, что экспрессия провоспалительных цитокинов, таких как TNF-α и IFN-γ, повышается в тканях толстой кишки в дисбиотических условиях, и что стимуляция этими цитокинами повышает проницаемость слоистых эпителиальных клеток толстой кишки in vitro. Хотя взаимосвязь дисбиоза, ускоренной проницаемости слизистой оболочки и активации иммунной системы в толстой кишке все еще остается неясной, настоящие результаты, по крайней мере, предполагают, что вызванный антибиотиками дисбактериоз связан с ускорением проницаемости кишечника и последующим и/или случайным повышением экспрессии провоспалительных цитокинов в тканях толстой кишки. Поскольку известно, что лечение пробиотиками улучшает дисбактериоз, мы далее планируем исследовать, подавляет ли лечение пробиотиками повышенную проницаемость слизистой оболочки у мышей с дисбактериозом, индуцированным ванкомицином / полимиксином В.

P.S. Раздел 4.  «Материалы и методы» в нашем варианте обзора исследования мы опустили. При желании с ним можно ознакомиться в первоисточнике. Отметим лишь пункты четвертого раздела: 4.1. Лечение антибиотиками; 4.2. ОТ-ПЦР (Real-Time RT-PCR) в реальном времени; 4.3. Вестерн-блот анализ; 4.4. Иммуногистохимия; 4.5. Анализ камеры Уссинга; 4.6. Измерение трансэпителиального электрического сопротивления; 4.7. Извлечение ДНК из образцов фекалий; 4.8. Создание библиотеки Illumina и секвенирование ДНК; 4.9. Анализ последовательности ДНК; 4.10. Статистический анализ

См. дополнительно:

К разделам: Дизбактериоз (доп. инфо) и Микробиом (допинфо)

Литература

  1. Mu, Q.; Kirby, J.; Reilly, C.M.; Luo, X.M. Leaky gut as a danger signal for autoimmune diseases. Front. Immunol. 2017, 8, 598. [Google Scholar] [CrossRef]
  2. Oshima, T.; Miwa, H. Gastrointestinal mucosal barrier function and diseases. J. Gastroenterol. 2016, 51, 768–778. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  3. Mowat, A.M.; Agace, W.W. Regional specialization within the intestinal immune system. Nat. Rev. Immunol. 2014, 14, 667–685. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  4. Rescigno, M. The intestinal epithelial barrier in the control of homeostasis and immunity. Trends Immunol. 2011, 32, 256–264. [Google Scholar] [CrossRef]
  5. Wlodarska, M.; Willing, B.; Keeney, K.M.; Menendez, A.; Bergstrom, K.S.; Gill, N.; Russell, S.L.; Vallance, B.A.; Finlay, B.B. Antibiotic treatment alters the colonic mucus layer and predisposes the host to exacerbated Citrobacter rodentium-induced colitis. Infect. Immun. 2011, 79, 1536–1545. [Google Scholar] [CrossRef]
  6. Camilleri, M. Leaky gut: Mechanisms, measurement and clinical implications in humans. Gut 2019, 68, 1516–1526. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  7. Obrenovich, M.E.M. Leaky gut, leaky brain? Microorganism 2018, 6, 107. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  8. Altveş, S.; Yildiz, H.K.; Vural, H.C. Interaction of the microbiota with the human body in health and diseases. Biosci. Microbiota Food Health 2020, 39, 23–32. [Google Scholar] [CrossRef]
  9. Maynard, C.L.; Elson, C.O.; Hatton, R.D.; Weaver, C.T. Reciprocal interactions of the intestinal microbiota and immune system. Nature 2012, 489, 231–241. [Google Scholar] [CrossRef]
  10. Yu, L.C. Microbiota dysbiosis and barrier dysfunction in inflammatory bowel disease and colorectal cancers: Exploring a common ground hypothesis. J. Biomed. Sci. 2018, 25, 79. [Google Scholar] [CrossRef]
  11. Xu, X.; Fukui, H.; Ran, Y.; Tomita, T.; Oshima, T.; Watari, J.; Miwa, H. Alteration of GLP-1/GPR43 expression and gastrointestinal motility in dysbiotic mice treated with vancomycin. Sci. Rep. 2019, 9, 4381. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  12. Fukui, H.; Oshima, T.; Tanaka, Y.; Oikawa, Y.; Makizaki, Y.; Ohno, H.; Tomita, T.; Watari, J.; Miwa, H. Effect of probiotic Bifidobacterium bifidum G9-1 on the relationship between gut microbiota profile and stress sensitivity in maternally separated rats. Sci. Rep. 2018, 8, 12384. [Google Scholar] [CrossRef]
  13. Inoue, Y.; Fukui, H.; Xu, X.; Ran, Y.; Tomita, T.; Oshima, T.; Watari, J.; Miwa, H. Colonic M1 macrophage is associated with the prolongation of gastrointestinal motility and obesity in mice treated with vancomycin. Mol. Med. Rep. 2019, 19, 2591–2598. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  14. Niccolai, E.; Boem, F.; Russo, E.; Amedei, A. The gut-brain Axis in the neuropsychological disease model of obesity: A classical movie revised by the emerging director “microbiome”. Nutrients 2019, 11, 156. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  15. Stewart, A.S.; Pratt-Phillips, S.; Gonzalez, L.M. Alterations in intestinal permeability: The role of the “Leaky Gut” in health and disease. J. Equine Vet. Sci. 2017, 52, 10–22. [Google Scholar] [CrossRef]
  16. Tulstrup, M.V.; Christensen, E.G.; Carvalho, V.; Linninge, C.; Ahrné, S.; Højberg, O.; Licht, T.R.; Bahl, M.I. Antibiotic treatment affects intestinal permeability and gut microbial composition in Wistar rats dependent on antibiotic class. PLoS ONE 2015, 10, e0144854. [Google Scholar] [CrossRef]
  17. Vrieze, A.; Out, C.; Fuentes, S.; Jonker, L.; Reuling, I.; Kootte, R.S.; van Nood, E.; Holleman, F.; Knaapen, M.; Romijn, J.A.; et al. Impact of oral vancomycin on gut microbiota, bile acid metabolism, and insulin sensitivity. J. Hepatol. 2014, 60, 824–831. [Google Scholar] [CrossRef]
  18. Salvo-Romero, E.; Alonso-Cotoner, C.; Pardo-Camacho, C.; Casado-Bedmar, M.; Vicario, M. The intestinal barrier function and its involvement in digestive disease. Rev. Esp. Enferm. Dig. 2015, 107, 686–696. [Google Scholar] [CrossRef]
  19. Sivaprakasam, S.; Prasad, P.D.; Singh, N. Benefits of short-chain fatty acids and their receptors in inflammation and carcinogenesis. Pharmacol. Ther. 2016, 164, 144–151. [Google Scholar] [CrossRef]
  20. Wang, H.B.; Wang, P.Y.; Wang, X.; Wan, Y.L.; Liu, Y.C. Butyrate enhances intestinal epithelial barrier function via up-regulation of tight junction protein Claudin-1 transcription. Dig. Dis. Sci. 2012, 57, 3126–3135. [Google Scholar] [CrossRef]
  21. Martin-Gallausiaux, C.; Marinelli, L.; Blottière, H.M.; Larraufie, P.; Lapaque, N. SCFA: Mechanisms and functional importance in the gut. Proc. Nutr. Soc. 2020, 1–13, Online ahead of print. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  22. Sekirov, I.; Tam, N.M.; Jogova, M.; Robertoson, M.L.; Li, Y.; Lupp, C.; Finlay, B.B. Antibiotic-induced perturbations of the intestinal microbiota alter host susceptibility to enteric infection. Infect. Immun. 2008, 76, 4726–4736. [Google Scholar] [CrossRef]
  23. Sun, C.; Fukui, H.; Hara, K.; Kitayama, Y.; Eda, H.; Yang, M.; Yamagishi, H.; Tomita, T.; Oshima, T.; Watari, J.; et al. Expression of Reg family genes in the gastrointestinal tract of mice treated with indomethacin. Am. J. Physiol.-Gastrointest Liver Physiol. 2015, 308, G736–G744. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  24. Kitayama, Y.; Fukui, H.; Hara, K.; Eda, H.; Kodani, M.; Yang, M.; Sun, C.; Yamagishi, H.; Tomita, T.; Oshima, T.; et al. Role of regenerating gene I in claudin expression and barrier function in the small intestine. Transl. Res. 2016, 173, 92–100. [Google Scholar] [CrossRef]
  25. Yang, M.; Fukui, H.; Eda, H.; Xu, X.; Kitayama, Y.; Hara, K.; Kodani, M.; Tomita, T.; Oshima, T.; Watari, J.; et al. Involvement of gut microbiota in association between GLP-1/GLP-1 receptor expression and gastrointestinal motility. Am. J. Physiol.-Gastrointest Liver Physiol. 2017, 312, G367–G373. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
  26. Rosztoczy, A.; Fioramonti, J.; Jármay, K.; Barreau, F.; Wittmann, T.; Buéno, L. Influence of sex and experimental protocol on the effect of maternal deprivation on rectal sensitivity to distension in the adult rat. Neurogastroenterol. Motil. 2003, 15, 679–686. [Google Scholar] [CrossRef]
  27. Matsuki, T.; Watanabe, K.; Fujimoto, J.; Kado, Y.; Takada, T.; Matsumoto, K.; Tanaka, R. Quantitative PCR with 16S rRNA-gene-targeted species-specific primers for analysis of human intestinal bifidobacteria. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 70, 167–173. [Google Scholar] [CrossRef]
  28. Kawahara, T.; Makizaki, Y.; Oikawa, Y.; Tanaka, Y.; Maeda, A.; Shimakawa, M.; Komoto, S.; Moriguchi, K.; Ohno, H.; Taniguchi, K. Oral administration of Bifidobacterium bifidum G9-1 alleviates rotavirus gastroenteritis through regulation of intestinal homeostasis by inducing mucosal protective factors. PLoS ONE 2017, 12, e0173979. [Google Scholar] [CrossRef]
  29. Caporaso, J.G.; Kuczynski, J.; Stombaugh, J.; Bittinger, K.; Bushman, F.D.; Costello, E.K.; Fierer, N.; Peña, A.G.; Goodrich, J.K.; Gordon, J.I.; et al. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data. Nat. Methods 2010, 7, 335–336. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

Будьте здоровы!

 

ССЫЛКИ К РАЗДЕЛУ О ПРЕПАРАТАХ ПРОБИОТИКАХ

  1. ПРОБИОТИКИ
  2. ДОМАШНИЕ ЗАКВАСКИ
  3. БИФИКАРДИО
  4. КОНЦЕНТРАТ БИФИДОБАКТЕРИЙ ЖИДКИЙ
  5. ПРОПИОНИКС
  6. ЙОДПРОПИОНИКС
  7. СЕЛЕНПРОПИОНИКС
  8. МИКРОЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ
  9. ПРОБИОТИКИ С ПНЖК
  10. БИФИДОБАКТЕРИИ
  11. ПРОПИОНОВОКИСЛЫЕ БАКТЕРИИ
  12. ПРОБИОТИКИ И ПРЕБИОТИКИ
  13. СИНБИОТИКИ
  14. РОЛЬ МИКРОБИОМА В ТЕРАПИИ РАКА
  15. АНТИОКСИДАНТНЫЕ СВОЙСТВА
  16. АНТИОКСИДАНТНЫЕ ФЕРМЕНТЫ
  17. АНТИМУТАГЕННАЯ АКТИВНОСТЬ
  18. МИКРОФЛОРА КИШЕЧНОГО ТРАКТА
  19. МИКРОБИОМ ЧЕЛОВЕКА
  20. МИКРОФЛОРА И ФУНКЦИИ МОЗГА
  21. ПРОБИОТИКИ И ХОЛЕСТЕРИН
  22. ПРОБИОТИКИ ПРОТИВ ОЖИРЕНИЯ
  23. МИКРОФЛОРА И САХАРНЫЙ ДИАБЕТ
  24. ПРОБИОТИКИ и ИММУНИТЕТ
  25. МИКРОБИОМ И АУТОИММУННЫЕ БОЛЕЗНИ
  26. ПРОБИОТИКИ и ГРУДНЫЕ ДЕТИ
  27. ПРОБИОТИКИ, БЕРЕМЕННОСТЬ, РОДЫ
  28. ДИСБАКТЕРИОЗ
  29. ВИТАМИННЫЙ СИНТЕЗ
  30. АМИНОКИСЛОТНЫЙ СИНТЕЗ
  31. АНТИМИКРОБНЫЕ СВОЙСТВА
  32. СИНТЕЗ ЛЕТУЧИХ ЖИРНЫХ КИСЛОТ
  33. СИНТЕЗ БАКТЕРИОЦИНОВ
  34. ФУНКЦИОНАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
  35. АЛИМЕНТАРНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ
  36. ПРОБИОТИКИ ДЛЯ СПОРТСМЕНОВ
  37. ПРОИЗВОДСТВО ПРОБИОТИКОВ
  38. ЗАКВАСКИ ДЛЯ ПИЩЕВОЙ ПРОМЫШЛЕННОСТИ
  39. НОВОСТИ